Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Vurdere artsspecifikke bidrag til kraniofaciale Development Brug Quail-ænder kimærer

Published: May 31, 2014 doi: 10.3791/51534
Automatic Translation
1, 1
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California at San Francisco

Summary

Denne artikel beskriver en metode til at generere kimære embryoner, der er designet til at teste de artsspecifikke bidrag neurale våbenskjold og / eller andre væv til kraniofaciale udvikling.

Abstract

Den generation af kimære embryoner er en udbredt og kraftfuld tilgang til at studere celle skæbner, vævs-interaktioner og artsspecifikke bidrag til histologiske og morfologiske udvikling af hvirveldyr embryoner. Navnlig er anvendelsen af ​​kimære embryoner etableret vigtigheden af ​​neuralkam i at lede artsspecifik morfologi kraniofaciale kompleks. Den heri beskrevne fremgangsmåde anvender to fuglearter, ænder og vagtler med bemærkelsesværdigt anderledes kraniofaciale morfologi. Denne metode i høj grad letter undersøgelse af molekylære og cellulære regulering af artsspecifikke mønster i kraniofacial kompleks. Forsøg i vagtler og ænder kimære embryoner har allerede afsløret neural crest-medieret vævsinteraktioner og celle-autonome adfærd, der regulerer artsspecifikke mønster i craniofacial skelet, muskulatur, og integument. Den store mangfoldighed af neurale crest derivater antyder et betydeligt potentialefor fremtidige anvendelser af vagtel-ænder kimære-system til at forstå hvirveldyr udvikling, sygdom og evolution.

Introduction

Ansigtets skelet udvikler sig fra vækst og fusion af flere ansigts processer, der er sammensat af neurale våbenskjold og mesodermal mesenchym omgivet af ektodermal og endodermale epitel lag 1-11. Morfogenetiske begivenheder inden for hver proces er styret af forskellige signalsystemer interaktioner mellem mesenkymet og de ​​omkringliggende epiteler 12-16. Ændringer i disse signalanlæg interaktioner og / eller deres downstream effektorer bidrager til sygdomsfænotyper og kan også være relevant for udviklingen af craniofacial skelet 17, 18. Derfor belyse timingen og arten af ​​væv interaktioner har et stort potentiale for at øge vores forståelse for de udviklingsmæssige og evolutionær biologi af ansigtets skelet.

Brugen af ​​kimære embryoner til at undersøge væv interaktioner har en lang historie i udviklingsmæssige biologi. Denne tilgang blev udviklet af Hans Spemann og hans laboratoriumder opdagede embryonale "arrangørerne" ved at transplantere væv mellem embryoner af forskellige paddearter. Spemann var en mester i mikro-kirurgiske teknikker, hvis hånd-færdigheder blev suppleret med hans udvikling af specialiserede værktøjer, navnlig Spemann pipette. Viktor Hamburger var en ph.d.-studerende i laboratoriet af Hans Spemann i Freiburg i løbet af 1920'erne, der er, når de oprindelige transplantation eksperimenter, der førte til Spemann Nobelpris blev udført. Da Hamburger flyttede til Washington University i St. Louis i 1935, han detaljeret processen med at gøre en Spemann mikropipette i sin Manual of Experimental embryologi 19.. Drew Noden var en ph.d.-studerende i Hamburger laboratorium ved Washington University frem til 1972. Efter at have flyttet til University of Massachusetts, Amherst og derefter til Cornell University, Noden fortsatte opdigte og bruge Spemann mikropipetter for sine kirurgiske transplantationer involverer vagtel-chick kimærer. &# 160;. Mens en ph.d.-studerende, en af ​​forfatterne (Rich Schneider) trænede med Drew Noden ved Cornell 1995-1998 følgende protokol for at gøre en Spemann mikropipette er baseret på beskrivelser skrevet af Hamburger og Noden, og inkluderer efterfølgende modifikationer af Schneider.

Brugen af vagtel-chick kimærer for studiet af kraniofacial udvikling og især for at forstå de bidrag neurale crest celler blev udviklet af Noden og Le Douarin i begyndelsen af 1970'erne, revideret i Le Douarin et al 20. Denne tilgang er blevet bredt vedtaget i mange undersøgelser, og af mange andre forskere 1, 4, 5, 21-38. De tilsvarende vækstrater og morfologi af vagtler og chick gøre transplantationer i dem ideelle til studiet af celle skæbne og afstamning sporing. Men på grund af lighederne mellem vagtler og chick, IND morfologiske ændringer,uced af donor celler er vanskelige at tyde. I modsætning hertil har andre fugle kimære systemer indgår indenlandske duck som en måde at studere mekanismer, der gør embryoner anatomisk distinkt 39-50. Mere specifikt vagtel-duck kimære systemet tilbyder flere fordele for kræsne virkningerne af donor på værten, og vice versa. Først, vagtler og ænder embryoner er forskellige i krop størrelse og form, som giver en direkte måde at udforske donor-eller værtsspecifikke mekanismer mønster dannelse ved at analysere for differentierede domæner af genekspression (figur 1 A og B). For det andet, vagtler og ænder embryoner har betydeligt forskellige satser for modning, med vagtler klækningen i 17 dage, og ænder klækning i 28 dage. Transplanteret neuralkam fastholder sin iboende modning sats inden værten miljø, og dermed er mulig identifikation af tidsmæssige ændringer i genekspression, væv interaktioner, histogenese og morfogenese51-57. Endelig anti-vagtler nuklear antistof (Q ¢ PN) giver mulighed for donor og vært cellulære bidrag til at være permanent skelnes fra hinanden ved at anerkende et protein, der udtrykkes ubikvitært i vagtler celler, men fraværende fra Duck celler.

Protocol

1.. Forbered Wolfram Needles

  1. Skær en wolfram stang i halve ved hjælp af bidetang, således at stangen ikke bøjer.
  2. Tråd stangen gennem den tilspidsede ende af en 5 3/4 borosilikatglas Pasteur-pipette.
  3. Mens omkring 3/4 af stangen stikker ud af glasset, holde stangen til pipettespidsen med en lille perle af "hot melt" (HMA), som er limstift anvendes til en limpistol. HMA skal hurtigt smeltes i en flamme alkohol, pas på ikke at brænde lim og generere sort røg.
  4. Ved hjælp af en pincet, og bøj spidsen af ​​wolfram stang (ca. 1/4 i den øverste ende), indtil en vinkel på 45 ° er nået.
  5. Hold Pasteur-pipette, placeres omkring 1/8 af spidsen af ​​wolfram stang i flammen fra en gasbrænder. Hold spidsen stabil og nøjagtig vinkelret på flammen.
  6. Træk nålen ud af flammen det øjeblik en lille appelsin speck af tungsten riti fluer off af nålen.

2.. Forbered Spemann pipetter

  1. Ved hjælp af en bunsenbrænder, opvarmes den smalle ende af en Pasteur-pipette, indtil glasset kort over tilspidsningen begynder at smelte. Fjern fra flamme og træk spidsen indtil pipetten bliver forseglet. Vær sikker på, at der stadig er en del af den koniske del, som har en OD på ca 0,7-1,0 mm. Bryd den forseglede ende fra omkring 4 cm fra taper.
  2. Fastgør omkring 2 fod (60 cm) af gummi slange til bred (åben) ende af pipetten. Blæs på den anden ende af gummirøret at sikre, at ingen luft kan passere gennem den koniske del af Pasteur-pipette.
  3. Ved hjælp af en propan brændstof cylinder med en vedhæftet blyant flamme fakkel, opvarmes en oval område på den ene side af pipetten lige under starten af ​​konus. Blæse luft meget forsigtigt og konstant gennem gummislange med en lille mængde tryk (ca. mængden af ​​nødvendige tryk til at sige i begyndelsen af ​​Letter "P" på samtale-niveau). Når glasset bliver blødt på den ene side og begynder at spænde udad hurtigt pipetten fra flammen og blæse hårdt og stabilt gennem gummislange. Dette vil medføre den opvarmede del af glasset for at danne en pølse-formet boble, der måtte dukke, som er fint. Hvis boblen er for lille, kan du prøve at smelte og blæse glasset igen. Den endelige åbent vindue i glasset bør være omkring 0,25 i (6,35 mm) bred med 0,5 i (12,7 mm) lange.
  4. Peger den tilspidsede ende opad, skrabe boblen i et glas affaldsbeholder mens forsigtigt blæse gennem slangen for at forhindre glasskår ind i pipetten.
  5. Ved hjælp af flammen propan, brænde de resterende kanter af boblen og brand-polish siderne af det åbne vindue. Pas på ikke at smelte skaftet af pipette.
  6. Ved hjælp af en diamant punkt blyant, score den tilspidsede ende af pipetten ca 1,25 i (30 mm) fra vinduet og knække spidsenmed en pincet, så pipetten åbning skåret rent (udsmid pipetter med knuste eller ujævne tips).
  7. Ved hjælp af pincet og kanten af ​​en flamme fra en alkohol brænder, bøje smalle del af pipetten 0,375 in (9,5 mm) fra spidsen til en vinkel på cirka 60 °, således at den bøjede del er i et lodret plan, når vinduesåbningen er ved 01:00 position for højrehåndet brug og 11.00 for venstrehåndet brug. Dette trin er bedst gennemføres i et trækfrit kabinet.
  8. Fire-polish spidsen hjælp flamme alkohol under et dissektionsmikroskop. Vær sikker på ikke at lukke spidsen, men hellere holde åbningen runde og glatte uden nogen konstriktion.
  9. Skær en 1 (25 mm) stykke gummislange, spray rørstykke med 70% ethanol og skubbe slangen over akslen af ​​pipetten til vinduesåbningen er helt dækket. Dette fungerer som "membran" af Spemann pipette.
  10. Placer en latex gummi 2 ml pæreover den åbne bund af pipetten. Pæren opretholder undertryk i Spemann pipette.
  11. At øve at bruge en Spemann pipette kromatografi perler af omkring 100-200 um i diameter fra en markant plet i en petriskål til en markant plet på en anden under et mikroskop.
  12. For at rengøre Spemann pipette til at fjerne gummi pære og sted pipette spids ned, i et højt bæger foret med bomuld eller gaze på bunden og fyldt med destilleret vand og glas rengøringsmiddel.

3.. Steriliseres og inkuberes Æg

  1. Tør æg med 70% ethanol og placere æggene på plastik æggebakker.
  2. Set æg i en opvarmet inkubator ved 37,5 ° C og 85-87%.
  3. Inkuber æg, indtil de når HH9.5 ca 26 hr for vagtler og 48 timer for ænder.

4.. Window Eggs

  1. Fjern et lille stykke yderstof fra toppen af ​​ægget med en pincet, pas på ikke at punktere den indre skal membrane.
  2. Ved hjælp af en sprøjte med en 18 G af 1-inch nål, stikke et hul på det smalleste spidsen af ​​æg og trække ca 1-2 ml æggehvide.
  3. Placer gennemsigtige tape over hullet og punktering mærke i skallen.
  4. Skær et "vindue" på den øverste overflade af ægget (gennem den transparente bånd) ved hjælp af krum saks.

5.. Visualiser Embryoner og forberede kirurgi

  1. Ved hjælp af et glas stang, forsigtigt børste en lille mængde af Neutral Red (0,02 g / ml i Hanks BSS) i embryoet.
  2. Skær vitellinmembranen og træk det over foster ved hjælp af en flamme-skærpet wolfram nål.
  3. Re-forsegle ægget ved at placere gennemsigtige tape over vinduet.

6.. Adskil donorvævet fra Donor Embryo

  1. Fjern tapen fra vinduet på æg af donor foster.
  2. For at skære det neurale fold fra den tilstødende ectoderm af donor embryo, gøre slidser på begge sides af neuralrøret, ved hjælp af en flamme-skærpet wolfram nål (fremstillet som beskrevet ovenfor).
  3. Derefter går på tværs af neuralrøret på de ønskede anteriore og posteriore niveauer af transplantatet og adskille graft fra resten af ​​neuralrøret.
  4. Fjern neurale fold fra donor foster ved hjælp af enten en Spemann pipette eller en anden type mikropipette.
  5. Derefter skal du fjerne tapen fra vinduet på værten æg og bruge Spemann pipette at placere donor neurale fold sammen med værten embryo op til den region af neuralrøret, der skal modtage transplantation.

7.. Adskil Host Tissue og Transplant donorvævet

  1. Adskil neurale gange fra neuralrøret af værtsembryo, som udført med donoren. Vær omhyggelig med at fjerne en graft af samme størrelse som donor væv.
  2. Skub forsigtigt denne vært væv langt væk fra embryoet.
  3. Så med en stump wolfram nål eller afrundet spids af en micropipette forsigtigt flytte donor neurale fold i værtens neuralrøret, at opretholde den rette antero-posterior og dorso-ventral orienteringer. Sørg for, at transplantatet er gemt i langs siderne, men sørg for ikke at stikke eller skader i det underliggende væv. For at hjælpe med at holde styr på den oprindelige orientering notat eventuel asymmetri i donor væv eller differentieret farvning fra Neutral Red. Vi har også tilgængeligt-dokument donor foster med den ledsagende udskårne væv, samt kimæren umiddelbart efter kirurgi.
  4. Sterilt saltvand bør tilføjes til ægget, hvis værtsembryo viser tegn på udtørring.
  5. Nu omhyggeligt re-segl og mærke ægget, og forsigtigt returnere det til en høj fugtighed inkubator (70-80%), hvor det kimære foster kan udvikle sig til den ønskede scene til analyse.

8.. Indsamling af kimærer

  1. Vær sikker på at indsamle kimære embryoner i frisklavet kold Serra fiksativ og straks placere dem på en rocker ved 4 ° C til en O / N-fiksering. Dette vil give mulighed for mere følsomme påvisning af vagtler celler med anti-vagtler antistof.
  2. For genekspression analyser via RT-qPCR, fryse embryoner direkte i flydende nitrogen før RNA ekstraktion.

Representative Results

Forud for yderligere analyse, der skal analyseres effektiviteten af ​​transplantatet. For histologiske, morfologisk eller genekspression analyser af vævsprøver bør vagtler celler påvises ved immunohistokemi under Q ¢ PN antistof som beskrevet 36. For RNA-analyser kan artsspecifikke bidrag til væv af interesse beregnes ved hjælp af en PCR-baseret strategi 58.. Efter effekten af ​​transplantation er blevet valideret, kan yderligere morfologiske eller molekylære resultatmål blive evalueret i kimærer. Interaktioner mellem donor neurale crest celler og omkringliggende værtsafledte væv, der ligger til grund for en ordentlig histogenese og morfogenese af kraniofacial komplekset har tidligere været grundigt undersøgt. Navnlig neuralkam mesenkym dirigerer artsspecifik morfologi af ansigtet 7, 13, 51, 59, fjer mønster 52, muskel mønster 56 op> og brusk 53, 57 gennem regulering af værtslandets genekspression. For eksempel neuralkam mesenchym dikterer når knogle former i underkæben ved tidsmæssigt at regulere BMP4 udtryk 55..

For nylig har undersøgelser centreret om vævsinteraktioner forekommer meget tidligt i kraniofaciale udvikling. I denne forbindelse har forsøg udnytte vagtel-ænder kimærer vist vært embryoner indflydelse neuralkam migration ved at bestemme morfologiske grænser. Det er i kimære quck embryoner donor vagtler neurale kamceller migrerer ind i værten duck mandibular bue i en duck-lignende mønster (figur 1D). Trods denne vært bidrag til størrelsen af den neurale kam befolkning, donor neuralkam fortsætter med at generere en mandibulær skelet, der er vagtel-lignende i størrelse og form (fig. 1E).

e 1 "fo: content-width =" 6tommer "fo: src =" / files/ftp_upload/51534/51534fig1highres.jpg "src =" / files/ftp_upload/51534/51534fig1.jpg "/>
Figur 1.. Quail-Duck Kimær System. (A) Quail og (B) duck skulls vise betydelige forskelle i størrelse og form, og dermed er velegnet til anvendelse af et kimært system til at studere kraniofaciale udvikling (modificeret fra Tokia et al. 56). (C) Eksperimentel design til at generere ensidige kimære quck embryoner fra scenen-matchede HH9.5 vagtler og ænder embryoner. De neurale fold fjernes fra den ene side af vagtelembryoner og transplanteres ind duck embryoner efter et tilsvarende stykke af neural fold er blevet fjernet. (D) Quail donorceller (grøn) kan følges i kimærer anvendelse af et anti-vagtler antistof (Q ¢ PN), som vist i ventrale udsigt over HH12 kimære foster. (F) I quck Kindbakkerne hos HH38, vagtler donor-afledte Meckel7, s brusk er kortere og mere lige end der observeres for den kontralaterale duck værtsafledt Meckel brusk, som er større og buet. Genoptrykt Tokita et al. Dev. Bio. 306, 377 (2007) med tilladelse fra Elsevier.

Discussion

De neurale crest er en forbigående embryonale celle befolkning, der migrerer udstrakt grad i hele embryoet og differentierer i forskellige celletyper, herunder chondrocytter og osteoblaster, der bidrager til den kraniofaciale skelet. Transplantere neuralkam i vagtel-duck kimære system er i høj grad bidraget til vores forståelse af væv interaktioner og signalveje, der regulerer udviklingen af ​​kraniofaciale skelet. Men i betragtning af det enorme potentiale i neuralkam til også generere glatte muskelceller, adipocytter, melanocytter, Schwann celler og neuroner, vagtler-duck kimære system har et enormt potentiale for fremtidige applikationer, især i forbindelse med den hurtige udvikling stamcellebiologiske og regenerativ medicin. Da vagtler og ænder er både kommercielt avlet arter, en klar til levering af relativt billige befrugtede æg er tilgængelige fra en række bedrifter. Således bør denne teknik være tilgængelige for researchfirmaernehendes opererer inden for en bred vifte af budgetter og anlæg plads.

Selv om denne teknik er meget kraftfuld, er der fortsat en række begrænsninger. Ligesom andre kirurgiske teknikker, kvalitet og bæredygtighed af vagtel-ænder kimærer stole på de kirurgiske færdigheder af forskeren, og derfor vil der være mere inter-og intra-individuel variation mellem eksperimenter i forhold til andre modeller, såsom dem at udnytte mus genetik. Desuden er der også variation i hyppigheden af ​​udvikling og stadier af individuelle embryoner, der bidrager til reproducerbarhed og succes transplantation. Avian embryoner er også meget modtagelige for dehydrering og derfor kritiske trin i løbet af kirurgi omfatter holde lysniveauer lave, tiden under mikroskop til et minimum, æg forseglet med tape så meget som muligt, og høj luftfugtighed i den postoperative inkubator til undgå udtørring.

Med hensyn til levedygtighed kimærer, usually mellem 50-75% overleve, selv om disse procentsatser kan mindske ældre indsamling scenen. I en typisk 4-6 timers session kirurgi, kan en erfaren kirurg generere 10-15 kimærer. Succesen for transplantationer afhænger også i høj grad af kvaliteten af ​​værktøjerne. Gode ​​værktøjer føre til mere ensartede, reproducerbare resultater. Ved hjælp af en propan fakkel at gøre wolfram nåle giver ekstremt skarpe nåle, der skal foretages. Den type fakkel brugt gør en stor forskel, fordi det styrer størrelsen af ​​flammen. Elektrolytisk skarphed kan også bruges, men denne fremgangsmåde er ikke engang komme tæt på at producere nåle så skarpe. Brug wolfram stænger i stedet for tråd på spoler så nålene kan gøres lige.

Den Spemann mikropipette mens tidskrævende og vanskeligt at gøre, er et ideelt instrument for vævs overførsel. Pipetten kan tilpasses med forskellige størrelse åbninger, og kan anvendes gentagne gange. En kritisk faktor for usinga Spemann mikropipette er at have en vis mængde fluid i pipetten før røre spidsen til overfladen af ​​embryoet. Noget af væsken vil altid flyde ud, når der er kontakt med menisken i embryoet. Hvis du trykker på mellemgulvet tillader væske og graft væv, der skal skubbes meget præcist, hvorimod lidt at lade op på membranen suger blidt donor graft vævet ind i pipetten. Fastholdelse af en lidt positivt tryk på membranen holder donor graft væv på spidsen af ​​pipetten under overførslen, og lidt yderligere pres på membranen tillader donor graft væv, der skal placeres forsætligt i værten.

Til beskyttelse af Spemann pipetten under opbevaring og sterilisering, fjerne pæren fra den brede ende og forsigtigt indsætte den tilspidsede spids i pæren. Placer Spemann pipetten i et reagensglas, dække toppen med aluminiumsfolie, og autoklaveres forud for operationen. Efter flere pipetter er ready at blive steriliseret igen for kirurgi, vendes pipetter, varme dem næsten i kog i den samme opløsning af destilleret vand og glasvarer rengøringsmiddel, og derefter skylles gentagne gange med destilleret vand. Autoklave pipetter i deres individuelle rør. Den gummislanger, der danner mellemgulvet og gummi pære skal udskiftes efter flere sterilisationer, eller når de bliver formørket og stiv.

Mange af komponenterne i denne protokol involverer farligt udstyr. For eksempel proceduren for at gøre en Spemann Mikropipette omfatter tre typer af flammer samt varme, træk, blæser, bøjning, skæring og polering glas. Derfor iført personlige værnemidler (PPE), som øger sikkerheden, såsom beskyttelsesbriller og en kittel er kritisk. Derudover, fordi mange mennesker lider af, eller har potentiale til at udvikle, æg allergi, altid bruge handsker, når du håndterer æg. Med disse forholdsregler i tankerne, vagtel-duck kimære system, jegsa sikker, effektiv og relativt tilgængelig metode der har mange fremtidige ansøgninger.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at afsløre.

Acknowledgments

Dette arbejde blev finansieret af en National Institute of Dental og kraniofacial Research (NIDCR) F32 tilskud (DE021929) til JLF og en NIDCR R01 tilskud DE016402 til RAS

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1x PBS TEK TEKZR114
Hank’s BSS w/o phenol red Invitrogen 14025-092
Neutral Red Sigma Aldrich N4638-5G 0.22 µm filter-sterilized
18 G Needles BD 305195
5 ml syringe BD 309646
No. 5 Dumont forceps Fine Science Tools 11252-20
Straight Scissors Fine Science Tools 14028-10
Curved Scissors Fine Science Tools 14029-10
Spemann Pipette Hand-made in lab
Egg Holder Glass ashtray and modeling clay
Alcohol Burner Fisher 04-245-1
Transparent Tape 3M Scotch 600
Glass Stirring Rod Fisher 11-380C Tip is narrowed and rounded using a flame
Tungston wire (0.004 x 3 inches) A-M Systems 7190 Tip is flame-sharpened in a propane torch
Bunsun Burner Fisher Scientific S49117
Pasteur Pipette Fisherbrand 22-183-632 9-inch (229 mm)
Rubber Tubing Fisher Scientific 14-178C amber, thin wall natural rubber; wall thickness: 0.0625 in/1.6 mm; O.D.: 0.375 in/9.5 mm; I.D.: 0.25 in/6.4 mm
Propane Fuel Cylinder BernzOmatic UL2317 TX-9 with torch style "A" with a screw-on brass "pencil flame" torch
Diamond Point Pencil Fisher Scientific 22-268912
Rubber Bulbs Fisherbrand S32325

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Le Lièvre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J Embryol Exp Morphol. 34, 125-154 (1975).
  2. Le Lièvre, C. S. Participation of neural crest-derived cells in the genesis of the skull in birds. J Embryol Exp Morphol. 47, 17-37 (1978).
  3. Noden, D. M. An analysis of the migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev Biol. 42, 106-130 (1975).
  4. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev Biol. 67, 296-312 (1978).
  5. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The triple origin of skull in higher vertebrates: a study in quail-chick chimeras. Development. 117, 409-429 (1993).
  6. Noden, D. M., Schneider, R. A. Neural crest cells and the community of plan for craniofacial development: historical debates and current perspectives. Adv Exp Med Biol. 589, 1-23 (2006).
  7. Schneider, R. A. Developmental mechanisms facilitating the evolution of bills and quills. J Anat. 207, 563-573 (2005).
  8. Sperber, G. H. Craniofacial embryology. , 4th edn, Wright. (1989).
  9. Chai, Y., Maxson, R. E. Recent advances in craniofacial morphogenesis. Dev Dyn. 235, 2353-2375 (2006).
  10. Gitton, Y., et al. Evolving maps in craniofacial development. Semin Cell Dev Biol. 21, 301-308 (2010).
  11. Szabo-Rogers, H. L., Smithers, L. E., Yakob, W., Liu, K. J. New directions in craniofacial morphogenesis. Dev Biol. 341, 84-94 (2010).
  12. Francis-West, P. H., Tatla, T., Brickell, P. M. Expression patterns of the bone morphogenetic protein genes Bmp-4 and Bmp-2 in the developing chick face suggest a role in outgrowth of the primordia. Dev Dyn. 201, 168-178 (1994).
  13. Schneider, R. A. How to tweak a beak: molecular techniques for studying the evolution of size and shape in Darwin's finches and other birds. Bioessays. 29, 1-6 (2007).
  14. Richman, J. M., Lee, S. H. About face: signals and genes controlling jaw patterning and identity in vertebrates. Bioessays. 25, 554-568 (2003).
  15. Graham, A., Okabe, M., Quinlan, R. The role of the endoderm in the development and evolution of the pharyngeal arches. J Anat. 207, 479-487 (2005).
  16. Neubüser, A., Peters, H., Balling, R., Martin, G. R. Antagonistic interactions between FGF and BMP signaling pathways: a mechanism for positioning the sites of tooth formation. Cell. 90, 247-255 (1997).
  17. Wilkie, A. O., Morriss-Kay, G. M. Genetics of craniofacial development and malformation. Nature reviews. Genetics. 2, 458-468 (2001).
  18. Fish, J. L., et al. modularity, and the evolvability of the vertebrate jaw. Evol Dev. 13, 549-564 (2011).
  19. Hamburger, V. A Manual of Experimental Embryology. , Chicago. (1942).
  20. Le Douarin, N. M., Creuzet, S., Couly, G., Dupin, E. Neural crest cell plasticity and its limits. Development. 131, 4637-4650 (2004).
  21. Baker, C. V., Bronner-Fraser, M., Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Early- and late-migrating cranial neural crest cell populations have equivalent developmental potential in vivo. Development. 124, 3077-3087 (1997).
  22. Baker, C. V., Stark, M. R., Marcelle, C., Bronner-Fraser, M. Competence, specification and induction of Pax-3 in the trigeminal placode. Development. 126, 147-156 (1999).
  23. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131, 3967-3980 (2004).
  24. Cobos, I., Shimamura, K., Rubenstein, J. L., Martinez, S., Puelles, L. Fate map of the avian anterior forebrain at the four-somite stage, based on the analysis of quail-chick chimeras. Dev Biol. 239, 46-67 (2001).
  25. Couly, G., Le Douarin, N. M. Head morphogenesis in embryonic avian chimeras: evidence for a segmental pattern in the ectoderm corresponding to the neuromeres. Development. 108, 543-558 (1990).
  26. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The developmental fate of the cephalic mesoderm in quail-chick chimeras. Development. 114, 1-15 (1992).
  27. Köntges, G., Lumsden, A. Rhombencephalic neural crest segmentation is preserved throughout craniofacial ontogeny. Development. 122, 3229-3242 (1996).
  28. Noden, D. M., Francis-West, P. The differentiation and morphogenesis of craniofacial muscles. Dev Dyn. 235, 1194-1218 (2006).
  29. Le Douarin, N. M. A biological cell labelling technique and its use in experimental embryology. Dev Biol. 30, 217-222 (1973).
  30. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev Biol. 239, 323-337 (2001).
  31. Marcucio, R. S., Cordero, D. R., Hu, D., Helms, J. A. Molecular interactions coordinating the development of the forebrain and face. , (2005).
  32. Noden, D. M. The Role of the Neural Crest in Patterning of Avian Cranial Skeletal, Connective, and Muscle Tissues. Dev Biol. 96, 144-165 (1983).
  33. Noden, D. M. Patterning of Avian Craniofacial Muscles. Dev Biol. 116, 347-356 (1986).
  34. Olivera-Martinez, I., Coltey, M., Dhouailly, D., Pourquie, O. Mediolateral somitic origin of ribs and dermis determined by quail-chick chimeras. Development. 127, 4611-4617 (2000).
  35. Schienda, J., et al. Somitic origin of limb muscle satellite and side population cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 945-950 (2006).
  36. Schneider, R. A. Neural crest can form cartilages normally derived from mesoderm during development of the avian head skeleton. Dev Biol. 208, 441-455 (1999).
  37. Schneider, R. A., Hu, D., Rubenstein, J. L., Maden, M., Helms, J. A. Local retinoid signaling coordinates forebrain and facial morphogenesis by maintaining FGF8 and SHH. Development. 128, 2755-2767 (2001).
  38. Selleck, M. A. J., Bronner-Fraser, M. Origins of the avian neural crest: The role of neural plate-epidermal interactions. Development. 121, 525-538 (1995).
  39. Waddington, C. H. Developmental mechanics of chick and duck embryos. Nature. 125, 924-925 (1930).
  40. Waddington, C. H. Experiments on the Development of Chick and Duck Embryos, Cultivated in vitro. Philosophical transactions of the Royal Society of London. 221, 179-230 (1932).
  41. Hampe, A. Role of mesoderm and ectoderm of leg bud in exchanges between duck and chicken. C R Hebd Seances Acad Sci. 244, 3179-3181 (1957).
  42. Zwilling, E. Interaction between ectoderm and mesoderm in duck-chicken limb bud chimaeras. J Exp Zool. 142, 521-532 (1959).
  43. Pautou, M. P. Determining role of the mesoderm in the specific differentiation of the leg in birds. Arch Anat Microsc Morphol Exp. 57, 311-328 (1968).
  44. Sohal, G. S., et al. Development of the trochlear nucleus in quail and comparative study of the trochlear nucleus, nerve, and innervation of the superior oblique muscle in quail, chick, and duck. Journal of Comparative Neurology. 239, 227-236 (1985).
  45. Sohal, G. S. Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos. Brain Res. 113, 35-43 (1976).
  46. Sohal, G. S., et al. Synapse formation on quail trochlear neurons transplanted in duck embryos before naturally occurring motor neuron death. International Journal of Developmental Neuroscience. 8, 9-16 (1990).
  47. Yamashita, T., Sohal, G. S. Development of smooth and skeletal muscle cells in the iris of the domestic duck, chick and quail. Cell and Tissue Research. 244, 121-131 (1986).
  48. Yamashita, T., Sohal, G. S. Embryonic origin of skeletal muscle cells in the iris of the duck and quail. Cell and Tissue Research. 249, 31-37 (1987).
  49. Dhouailly, D. Analysis of the factors in the specific differenciation of the neoptile feathers in the duck and chicken. J Embryol Exp Morphol. 18, 389-400 (1967).
  50. Dhouailly, D. The determination of specific differentiation of neoptile and teleoptile feathers in the chick and the duck. J Embryol Exp Morphol. 24, 73-94 (1970).
  51. Schneider, R. A., Helms, J. A. The cellular and molecular origins of beak morphology. Science. 299, 565-568 (2003).
  52. Eames, B. F., Schneider, R. A. Quail-duck chimeras reveal spatiotemporal plasticity in molecular and histogenic programs of cranial feather development. Development. 132, 1499-1509 (2005).
  53. Eames, B. F., Schneider, R. A. The genesis of cartilage size and shape during development and evolution. Development. 135, 3947-3958 (2008).
  54. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell Biol. 87, 59-74 (2008).
  55. Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis. Development. 135, 1223-1234 (2008).
  56. Tokita, M., Schneider, R. A. Developmental origins of species-specific muscle pattern. Dev Biol. 331, 311-325 (2009).
  57. Solem, R. C., Eames, B. F., Tokita, M., Schneider, R. A. Mesenchymal and mechanical mechanisms of secondary cartilage induction. Dev Biol. 356, 28-39 (2011).
  58. Ealba, E. L., Schneider, R. A. A simple PCR-based strategy for estimating species-specific contributions in chimeras and xenografts. Development. 140, 3062-3068 (2013).
  59. Jheon, A. H., Schneider, R. A. The cells that fill the bill: neural crest and the evolution of craniofacial development. J Dent Res. 88, 12-21 (2009).

Tags

Developmental Biology neurale våbenskjold vagtel-ænder kimærer kraniofaciale udvikling epithelial-mesenchymal interaktioner vævstransplantater evolutionær udviklingsmæssige biologi
Vurdere artsspecifikke bidrag til kraniofaciale Development Brug Quail-ænder kimærer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fish, J. L., Schneider, R. A.… More

Fish, J. L., Schneider, R. A. Assessing Species-specific Contributions To Craniofacial Development Using Quail-duck Chimeras. J. Vis. Exp. (87), e51534, doi:10.3791/51534 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter