Summary
심장 초음파 유도 경피적 심근 주입 뮤린 마음에 유전자 전달 제 또는 세포의 전달을위한 효율적인 신뢰성 있고 타겟팅 양상을 나타낸다. 이 프로토콜에 설명 된 단계에 따라, 운전자는 신속하게이 다재 다능 한, 최소 침습 기술에서 경쟁력이 될 수 있습니다.
Abstract
심혈관 질환의 생쥐 모델은 병리 생리 학적 메커니즘을 조사하고 잠재적 인 재생 치료를 탐험 중요하다. 심근 주입을 포함하는 실험은 현재 개흉술을 통해 직접 수술 접근에 의해 수행된다. 관상 동맥 결찰 같은 다른 실험 조작의 시간에 수행 될 때 편리하지만, 심근 배달 침습 절차에 대한 필요성이 전위 실험 설계를 제한한다. 지금까지 초음파 해상도와 고급 비 침습적 영상 방식을 개선, 그것은 정기적으로 초음파 유도 경피적 심근 내 주입을 수행 할 지금 가능하다. 이 양상은 효율적이고 안정적으로 심근의 대상 지역에 에이전트를 제공합니다. 이 기술의 장점은 수술 사망률의 회피, 선택적으로 초음파지도하에 심근의 지역을 대상으로 시설, myocardiu에 injectate을 제공 할 수있는 기회를 포함복수, 소정의 시간 간격 m. 연습 기술로, 심근 내 주입의 합병증은 드문와 마우스를 신속하게 마취에서 회복 정상적인 활동으로 돌아갑니다. 이 프로토콜에 설명 된 단계에 따라 기본 심 초음파 검사 경험이있는 운전자는 신속하게이 다재 다능 한, 최소 침습 기술에서 경쟁력이 될 수 있습니다.
Introduction
심장 질환은 매년 600,000 사망 한 회계, 미국에서 남성과 여성 모두 사망의 주요 원인이다. 심혈관 질환의 생쥐 모델은 병리 생리 학적 메커니즘을 조사 및 치료 가능성을 둘러보기에 매우 중요하다. 유전자 치료 벡터의 심근 전달, 세포 RNA를 변성하고, 심장 질환에 대한 그들의 2-7 치료 가능성의 다른 치료제 허가 조사 줄기. 현재 마우스 모델 6 치료제의 심근 전달을위한 제한된 옵션이 있습니다. 직접적인 시각화 하에서 심근 내 주입 흔히 사용하지만, 흉골 또는 개흉술을 요구하고 심장의 노출 된 영역에 한정되어있다. 이러한 LAD 결찰 같은 다른 실험 조작의 시간에 수행 될 때 편리하지만, 심근 배달 침습 절차에 대한 필요성이 전위 실험 설계를 제한하고 소개절차와 뉴 부가 효과 (예, 개흉술에 의한 섬유화). 바이러스 벡터의 경피적 심낭 전달보고되었지만 사이트 및 치료제의 분포는 균일하지 않으며 8 제어하는 것이 곤란하다. 주입 물질 있지만 효율적이고 재현 관상 전달보다 균일 분포 경피적 관상 동맥 주입 결과 뮤린 모델에 도전하고있다.
여기에, 우리는 초음파지도하에 치료제의 최소 침습, 운영자 제어 타겟팅을 할 수있는 닫힌 가슴 심근 내 주입 기술을 설명합니다. 기술은 쉽게 배울 개흉술 또는 흉골 및 부수적 인 실험 합병증의 필요성을 제거하고, 타이밍 및 심근 주사 부위에 더 큰 유연성을 제공한다. 따라서, 심장 초음파를 이용한 심근 내 주입 조작의 기술적으로 간단하고 매우 효과적인 방법을 나타낸다쥐 실험 모델에서 심근.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
모든 기술 단계는 보스턴 아동 병원의 기관 동물 케어 및 사용위원회에 의해 승인 된 프로토콜에 따라 수행되었다.
1 준비
- 심근 내 주입을위한 최적의 고정 센서의 위치가 해부학 및 기능 평가를 서술을위한 최적의 표준 뷰를 생성하지 수 있으므로, 이전에 주입 프로토콜을 시작으로 심 초음파에 의한베이스 라인 심장 해부학 및 기능 평가를 수행합니다.
- 사출 설치는도 1a-1c에 표시됩니다. 피복 빈 바늘 주사기를 놓고, 위쪽으로 경사 배향은, 주사기 클램프 (도 1c 참조)와 검사 헤드 클램프 초음파 변환기 프로브를 고정 (도 1b 참조). 스캔 헤드 클램프 공 잠금 조인트 (도 1b)를 느슨하게하고 바늘의 축에 평행하게 정렬되도록 트랜스 듀서 방향을 조작. 스캔 - 수정스캔 머리 클램프 볼 잠금 관절을 조여 헤드 위치.
참고 : 성인 쥐에 주사를 들어, 1 / 2.5 cm 길이 30 G 바늘이 최적입니다. 기밀 주사기는 작은 볼륨의보다 정확한 제어 (5 ~ 10 μL)에 사용할 수있는 동안 한 ML의 주사기는 더 큰 볼륨을 사용할 수 있습니다. - 전체가 함께 머리를 보호하기 위해 주걱으로 트랜스 듀서 팁에 자유롭게 초음파 젤을 적용합니다. 조심스럽게 바늘을 unsheathe 바늘 직접 트랜스 듀서에서와 시각화를위한 초음파 젤 내에 바늘을 사전에 컨트롤을 장착 사용합니다. 니들은 초음파 영상에서 그 길이를 따라 명확하게 가시화되도록 바늘 제어를 탑재하여 미세 조절. 변환기가 적절 단계 1.4에서 바늘에 평행하게 정렬 된 경우는 전진 및 분사 제어 노브 (도 1C)와 같이 배출된다 후 바늘 촬상면 내에 유지한다.
- 후속 단계에서, 요구를 방해하지 않는다수평 축에 하나를 이동하여 제작 / 트랜스 듀서 수평 정렬. 오히려, 바늘의 수직 (Y 축)의 위치를 변경하여 장착하고 동물 플랫폼을 이동시켜 주사 중심의 특정 부분을 타겟팅.
- 동물의 플랫폼에 마취 된 마우스의 후속 배치를 할 수 있도록 스캔 높이 제어 (그림 1B)를 사용하여 동물의 플랫폼에서 우량 변환기를 이동합니다. 이 바늘의 긴 축에 진동자의 X 축 배향을 방해하지 않을 것이다.
- 주사기 클램프에서 정렬을 위해 사용 조심스럽게 폐기 된 주사기를 제거합니다. 새 바늘을 넣고 주사기 팁 죽은 공간을 허용, 최종 목표 볼륨으로 injectate 주사기. 공기 방울을 제거주의하십시오. 그 x 축 정렬을 조정하지 않고 주사기 클램프에 주사기를 놓습니다. 완전 분사 제어를 사용하여 주사기를 후퇴.
참고 : 초기 교육 목적을 위해, 에반의 파란색의 사용염료 (1 %)은, 트리 판 블루 스테인 (0.4 %) 또는 injectate 같은 형광 미립자의 현탁액을 주입 능력과 표적의 확인에 성공 연산자를 어시스트 할 수있다.
2 사출
- 가열 플랫폼의 통합 따뜻한 켜고 37 ° C '의 설정합니다. 운영자에 가장 가까운 동물의 마취 호스 클램프 및 머리, 일반적인 영상 방향에서 동물의 플랫폼 180 °를 놓습니다. 이것은 (가슴의 왼쪽에) 마음이 주사기 클램프와 바늘 동측 될 수 있습니다. 주 : 동물 플랫폼에 추가 작은 시계 방향으로 회전 조정 분사 (그림 2A)에 사용되는 흉골 단축 영상 평면에 대해 올바르게 마음을 방향을해야 할 수도 있습니다.
- 이전에 구를보고 심장 초음파 검사 생쥐를 준비합니다. 2 % 이소 플루 란으로 유도 챔버에 마우스를 마취. 머리 제거 크림과 함께 가슴 털을 제거공막의 건조를 방지하기 위해 두 눈에 젤 윤활 적용 거라고.
- 스캔 헤드 높이 제어 (도 1b)을 사용하여 트랜스 듀서를 올린다. 1-3%의 이소 플루 란 (그림 2A-2B)를 제공하는 코 콘 내 주둥이로 가열 된 동물 플랫폼 꼭대기 마취 마우스 부정사를 놓습니다. 부드럽게 직장 프로브를 삽입하고 전기 접촉 전극 젤을 적용, ECG 전극에 네 발을 테이프.
NOTE : 마취 적정 수준이 동물의 치료를 위해 인간을 확보해야한다. 심장 박동의 변화와 가슴 벽을 통해 바늘의 위치에 대한 응답이 없어야합니다. 저체온증은 상대적 서맥, 심실 팽창, 가능한 불편을 초래할 것 같이 동물 플랫폼의 통합 항상성 온도 컨트롤은 정상 체온 (37 ± 0.5 ° C)를 유지하는 데 사용되어야한다. - 마우스 동물 플랫폼 보안되면 depila 상에 트랜스 듀서를 낮출스캔 헤드 높이 조절 (그림 1B)를 사용하여 테드의 가슴. 심장이 표준 심 초음파 기법에 따라, 흉골 단축 방향으로 가시화 될 때까지 주입을위한 최적의 초음파 설정입니다. 단축 영상 평면 (그림 2A-2B) 주입을위한 최적의 음향 창을 얻기 위해 동물 플랫폼에게 20 ~ 30 ° 시계 방향으로 돌립니다. 주 : 대안 적으로, 주입은 동물 플랫폼 (도 2c)의 반 시계 방향 회전에 의해 흉골 장축 방향에서 수행 될 수있다.
- 시야를 조정하고 좌심실의 심근에서 원하는 주사 부위를 대상으로 동물 플랫폼 조절 제어를 사용합니다. 좌심실 심근 (도 3A-3C)에서 원하는 주입 위치를 대상으로 심장의베이스에 정점으로부터 전후 패닝. 참고 : midpapillary 흉골 짧은 축보기 (그림 3a는) reproducibl을 제공합니다주사 부위의 후속 영상을 허용 전자의 랜드 마크. 참고 : 또는 흉골 장축이 미리 정의 된 주입 부위 (도 3D)을 대상으로 사용될 수있다.
- 완전히 수축 된 주사기 클램프 주사기를 시작으로 천천히 분사 제어를 시계 방향으로보기 (그림 4A)를 돌려 동물의 가슴쪽으로 주사기를 진행합니다. 그 가슴에 접근 심장 및 바늘 끝 모두 명확한 초음파 시각화를 허용하기 위해, 가슴의 왼쪽 위에 초음파 겔을 충분히 사용하고 심장 초음파 제어에 넓은 시야를 설정하여 음향 창을 최적화. 주사에 대한 대상 사이트에 초점 / 시간대를 설정합니다. 바늘에 약간의 조정은 제어가 그 길이를 따라 니들의 이미지를 최적화 할 수 마운트.
NOTE : 일부 초음파 시스템은 디지털 목표 심근까지 바늘의 장축을 따라 선을 연장 봉침 소프트웨어 기능을 갖는다(그림 4B). 이러한 소프트웨어 도구가 도움이 될 수 있지만 필수적인 것은 아니다있다. - 동물 적절 진정으로 신중 전혀 모따 바늘 끝의 위치를 관찰하고, 마우스의 흉부 벽을 통해 심근에 바늘을 전진 (1-3 %의 이소 플루 0.5-0.8 L / 분으로 100 %의 산소와 혼합) 배. 니들 팁이 목표 심근 (도 4C) 내에서 전진 할 때 멈춘다. 전체 빗면 팁 심낭 공간으로 injectate 누출을 피하기 위해, 안전하게 심근 내에 있어야한다.
- 선단이 원하는 위치에있을 때, 시린지 플런저를 밀어 injectate을 제공한다. 5 ~ 30 초 동안 천천히 injectate를 제공 (볼륨에 따라 전달되는). injectate의 최대 50 μL은 심실 기능을 손상시키지 않고 전달 될 수있다. 주입 된 심근 지역에 과도 echobright 모양이 성공적으로 주입 후 분명있을 수 있습니다. 상대 bradycard의 개요 (초) 기간아이오와 때때로 심근에 주입 언급하고 신속하게 해결됩니다.
- injectate 투여되면, 즉시 분사 제어 노브의 반 시계 방향 회전에 의해 바늘을 인출. 마우스가 보존 심실 기능없이 postprocedural 합병증을 확인하기 위해 심 초음파 관찰 몇 분 동안 마취 유지되어야한다. 표시하는 경우, 복수의 영역의 심근 직렬 동물 플랫폼의 조정에 의해 접근 니들의 각도로 재배치하여 주입 할 수있다. 심근 내 주사 후, 마우스는 그 자체 케이지에 넣고 관찰 하에서 마취에서 회복시킨다.
- 이 흉골 드러 누움을 유지하기 위해 충분한 의식을 회복 할 때까지 무인 동물을 두지 마십시오. 완전히 회복 할 때까지 다른 동물의 회사에 심근 주사를 겪었다 동물을 반환하지 않습니다. 새장은 재와 온도 조절 패드에 배치해야물과 마우스 다이어트의 ADY 제공. Postprocedural 불편이 예상 적절 곧 개입 후 정상적인 동작을 재개 실패는 잠재적 인 합병증 (토론 참조) 제안하지 않습니다.
- 조심스럽게 심근 내 주입의 완료가 운영자 또는 방관자로 날카로운 물건 손상의 위험을 최소화하기 위해 바늘 직후 폐기. 바늘을 재사용하면 더 도전 심근를 관통 할 수있게 팁의 둔화 및 합병증의 위험이 높은 결과가 발생할 수 있습니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
블루 염료 또는 형광 마이크로 스피어와 쥐의 심근 내 주입
에반의 파란색 염료를 주입 연습을 위해 유용합니다. 곧 주사 후, 중간 유두근 수준에서 심근 침윤 청색 염료, 마우스를 안락사 및 주입 청색 염료의 위치를 시각화 할 심장을 제거.도 5를 성공적으로 주입의 일례를 나타낸다 (도 5a는, 영역 밀폐 )의 점선으로. 에반스 블루 염료는 몇 시간 내에 조직을 씻어 것입니다. 주사 부위의 마킹 더 영구적 들어, 주사 부위에서 무기한 남아 형광 미립자를 사용할 수있다.도 5C-5F는 전방 및 후방 좌측 심실 벽에 다수의 분사 대상을 나타낸다.
심근에 아데노 바이러스 주입
초음파 가이드에 의해 심근에 아데노 바이러스의 전달을 시각화하려면D 주사, 우리는 포유 동물의 심근 특정 쥐 트로포 닌 T 발기인 10 드라이브 표현 Cre 호텔 11 코돈 최적화 된 아데노 바이러스를 주입. Cre 호텔 매개 재조합의 도메인은 Cre 호텔의 재조합이 적색 형광 단백질 (RFP)를 꺼지고 녹색 형광 단백질 GFP ()에 회전하는 Rosa26 mTmG 마우스를 사용하여 측정 하였다. 50 ㎕의 바이러스 (2.8 × 10 9 감염성 단위 / ㎖)의 단일 주입은 지역적으로 주입 칠일 (그림 6)에서 GFP 발현을 활성화. 분사의 초기 사이트를 넘어 조직면을 따라 몇몇 지역 심근 침투는 단면 한 이미지에 감사합니다.
그림 1 초음파 유도 주사 설치. 통합 철도 시스템의) 개요, 허용주입 주사기와 초음파 검사의 머리. B) 초음파 스캔 헤드 컨트롤의 정렬. 스캔 헤드는 주입 주사기에 정렬, 위치에 고정됩니다. 뷰 필드는 동물 플랫폼. C) 주입 주사기 제어를 이동시킴으로써 조정된다.
초음파 유도 바늘 주입을위한 동물의 플랫폼에서 마우스의 2 최적의 위치를 그림. 짧은 축 영상 평면입니다. B)가 흉강에 통과 초음파 젤의 충분한 양을 통해 볼의 트랜스 듀서의 필드에서 바늘의 경로. 근접 촬영에서 심근 내 주입을위한 동물의 플랫폼, 바늘과 트랜스 듀서의) 방향 . C) 심근 인제의 동물 플랫폼, 바늘의 방향 및 트랜스 듀서흉골 장축 촬상 평면 ction의.
흉골 단축과 장축 평면에 타겟팅 심근의 주제 3 초음파 영상 도표. AC) 유두근 아래 미드 유두근 (A)의 레벨에서 좌심실의 짧은 축 이미지 (B)와 심장의 정점 전방 좌심실 벽에 심근 내 주입을 보여주는 (C). D) 긴 축 이미지. 화살표는 니들 샤프트의 위치를 강조.
4. 대표 2D 심 초음파 이미지를 그림. A) C) 주조 심근 따라 정렬 장축. B) 봉침 오버레이 기능의 길이를 따라 바늘 표시 전방 심근 벽 안에 묻혀 바늘의 베벨과 함께.
에반의 파란색 염료 또는 형광 미소와 주사 부위의 표시 그림 5. 앞쪽에 심근 벽에 파란색 염료의 심근 내 주입.) midpapillary 근육의 수준에서 마음의 횡단면 염료 30 분의 침투 후 시연 에 심근 전달좌심실. B) 심근의 왼쪽 측면. C, D) 쥐과 심근 칠일 전방 및 후방 좌심실 벽입니다. E, F) 왼쪽에 별도의 심근 내 주입 후 적색 형광 마이크로 비드를 시연의 바늘에서 보이는 구멍 사이트 적색 형광 마이크로 비즈의 마음을 보여 증착의 횡단면에서 중반 유두근에서 단면 심실 심근. 절단면에 흩어져 마이크로 비드는 동안 칼의 칼날이 심장을 절단 한 후 버퍼에 분산 예정이었다.
그림 6 TNT-iCre의 단일 심근 내 주입 후 Rosa26 mTmG 심장의 전방 심근 벽의 형광 표지아데노 바이러스. A) 쥐의 온 마음의 전방 벽의 광학 현미경 아데노 바이러스 벡터입니다. C, D)에 통과하는 단면도에 의해 성공적으로 배달 및 심근 전달을 보여 같은 마음에 지역 아데노 바이러스 주입. B) 형광 이미지 (EGFP) 후 칠일 중간 유두근 레벨 (2.8 × 109 감염성 단위 / ㎖의 50 μL), 아데노 바이러스의 단일 주입 심근에서 형질 지역의 범위를 보여주는.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
생물 의약품은 혈류를 통해 직접 심근 내 주입, intrapericardial 주사, 또는 간접적으로 관리하여 심근에 전달 될 수있다. 심근 경색 모델에서 최근 세포 기반 치료 임상 시험 injectate 12-14의 전달에 개흉술 방식을 설명했다. 심근 치료 적 개입의 성공에 중요 인자는 전달 경로의 선택에 달려있다. 생물의 높은 로컬 도즈는 심근 15,16 전달함으로써 달성된다. 직접 시각화에서 심근 내 주입은 가장 간단한 방법이며 심근 (17) 내에서 타겟 관리를 위해 수 있습니다. 이 타겟 (18) 심근을 노출 흉강 및 심낭의 개구를 필요로하지만,이 방법은 또한 가장 침습적이다. 같은 dorsal 표면과 마음의 일부는, 쉽게 시각화하고이 방법을 사용하여 주입되지 않습니다. proced의 침입우레 또한 잠재적 인 치료 투약 스케줄을 제한. 여기에, 우리는 이환율과 수술 개흉술 노출의 제약없이, 경피적 심근 내 주입에 의해 안전하게 초음파지도하에 바이오 의약품이나 약물을 전달하는 기술적으로 간단 신뢰성과 재현성 기술을 설명합니다. 초기의 기술적 역량을 얻었다 후보다 네 심근 사이트를 한 번에 대상으로했을 때 날짜에 주입 150 마우스에서, 우리의 시술 전후 사망률은 5 %에서였다. 최대 200 ㎕의 총 injectate 볼륨이 의외로 쥐의 심장에 의해 허용되었다. 전방 심근는 바늘이보다 확실 심장 근육에 남아 있도록 바늘의 긴 축에 심근이 영역의 평행 배향 주어진 주사의 대상으로 잘 빌려 준다. 이것이 인제의 전체 배달을 보장하므로 운전자가 전에 주입 심근에 전체 경 팁을 시각화하는 것이 중요합니다주변 조직에 누설하지 않고 ctate. 심근도 성공적으로 심근 주입을위한 중요 내에 바늘 끝이 항상 보이는 상태를 유지 않도록주의. 에반의 파란색 염료 연습 할 때, 심실 챔버에 실수로 주입 마우스가 빠르게 면도 한 피부에 보이는 가장 명확 푸른 색조를 개발됩니다. 또한 가슴 벽을 통해 삽입하는 바늘을 주목할 가치가 의도 된 목표 및 심근없는 마우스의 모든 표면 해부학 랜드 마크에 의해 표시되는 초음파 영상에 의해서만 결정된다. 경험 echocardiographer를 들어, 심근 내 주입의 역량을 합리적으로 4-5 시도에 연습 후 달성 될 수있다.
바늘은 가슴 벽을 통해 통과함에 따라, 그것은 늑간 공간을 통과한다. 그것은보기 내에서 명확하게 경 사진 팁을 유지하기 위해 한 번 늑간 공간을 통해 영상 평면에 약간의 조정을 확인해야 할 것은 드문 일이 아니다. 목일반적으로 동물의 플랫폼이나 주입 주사기 컨트롤의 약간의 조정을 통해 수행됩니다된다. 약간의 수정은 바늘이 흉곽을 통해 일단 수행해야하지만,이 심근에 전달되기 전에 반복 바늘 끝 조작에서 심근 열상 및 외상을 방지 할 수 있습니다. hemopericardium의 위험을 최소화하기 위해, 목표는 injectate의 배달을 완료하는 데 필요로 몇 번으로 마음을 입력해야합니다. 설명 된 기술은 심장의 단축면에서 심근 내 주입이지만,이 평면 (도 2c) 및 리디렉션으로 정렬 동물 플랫폼의 간단한 조절을 통해 심장의 흉골 장축 평면 내에 주입하도록 동등하게 가능하다 바늘은 심근의 의도 된 목표 (그림 3D)를 입력합니다.
표시기를 사용하여 확인 될 수있다 성공적인 심근 주사 즉시 병적 examinat이어서 염료주입 된 마우스 마음의 이온. 형광 미립자의 현탁액의 주입은 주입 부위에서 무기한 남아 및 대상 영역을 표시하는 다른 대리인과 병용 투여 할 수있다. 마우스가 기관 동물 처리 프로토콜 당 훈련받은 사람이 흡입 된 이산화탄소를 이용하여 안락사된다. 심장 표면 시험은 주입 된 지역을 표시하고, 심장 매트릭스와 심장을 공격 태도를 보여준 것은 주입 된 영역을 시연 할 예정이다 단면을 얻을 것이다. 동일한 심근 영역의 반복 주입 및 / 또는 촬상 시간이 지남에 요구 될 때, 그것은 표준 촬상 평면을 사용하고 재현성 해부학 타겟팅하는 것이 유리하다. 예를 들어, 근육 midpapillary 레벨 (도 3a)에서 좌심실을 대상으로 짧은 축 촬상면을 사용하는 것이 편리하다. 가장 심각한 잠재적 인 합병증은 심근 열상 / 파열과 이에 따른 출혈 및 / 또는 hemopericardium이다. 번째의 위험마우스 (15g 이하) 반복 심근를 통해 바늘 (사 이상)의 패스, 유체 루스의 급속한 주입, 무딘 바늘 끝을 재사용하고, 작은 마우스의 사용과 합병증이 증가합니다. 심근 내의 복수의 타겟이 직렬 (전벽, 측벽 또는 하벽)를 주입하면, 절차 적 합병증의 위험을 최소화하기 위해 심근 통해 세 패스 또는 바늘 이하에서이를 달성하기 위해 최적이다. 좌심실 심근의 측벽은 가슴 벽을 통해 바늘의 원 패스 (도 5E 및 5F)와 동시에 주입 할 수 그들은 서로하지만 평행 정렬 같이 관통 바늘의 재 삽입을 필요로하는 다른 심근 벽 타겟 바늘의 각도 조정 다음과 가슴 벽입니다. (분당 400 박자에서) 이완 기말 용적을 증가시키고 크게 심근 벽 두께를 줄일 수 있습니다 마우스는 서맥으로 oversedated 수 없습니다. 우리의마우스는 급속하게 절차를 복구하고 마취에서 회복의 분 이내에 우리에 ambulate하는 경험이다. 은 발생 않을 때 합병증, 급격한이며 개입시 발생.
이 프로토콜은 심근 내 주입 작성되었지만, 최종 바늘 끝의 위치의 약간의 수정은 운영자가 에이전트의 전신 동맥 전달을위한 좌심실 공동의 혈류로 주입을 대상으로 할 수 있습니다. 베벨 끝이 좌심실 실에 (산소가 풍부한 혈액이 흡입)이나 심근 근육 질량인지 여부를 확인할 수 있습니다 다시 주사기 플런저 이겠지. 오늘의 고효율 장기 특정 바이러스 벡터, 심장 특이 적 프로모터와 특히 아데노 - 관련 바이러스 혈청 형 9 벡터, 수사관 복고풍 궤도하거나 꼬리 정맥 주사를 고의 보안 전송을 달성하기 위해 대안으로이 기술을 적용 할 수 있습니다 관상 동맥에 바이러스 부하간 감소 제 1 패스 흡수와 순환. 만성 postinfarct 쥐 모델에서 상처와 섬유 성 심근 운영자가에 바늘 끝 묻어있는 결과 얇은 벽으로 둘러싸인 대상 주어 심근 내 주입에 잘 자체를 대여 할 수 없습니다. 그러나, 심근의 국경 지대 영역이 심근 주입 및 의무가 있어야한다 개흉술 후 음향 창을 성공적으로 초음파 지침에 적합한 이상입니다.
동물 모델에서 심근 내 주입은 심근에 전달 생물학적 제제에 대한 내약성, 효율적인 법으로서, 기술적으로 간단한 방법을 나타내고, 초음파 유도. 이러한 기술은 용이하게 종래 개흉술 후 절차를 포함한, 뮤린 모델에서 모든 실험 시점에서 유전자 벡터 또는 세포 기반 치료의 성공적인 전달을 위해 사용될 수있다. 장비 및 주입 절차에 친숙 능력을 것이다 취득실험 모델에서 이후의 성공을 보장합니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Vevo 2100 ultrasound imaging system | Visualsonics | ||
| Vevo Integrated Rail System III | Visualsonics | ||
| Microscan MS400 transducer | Visualsonics | ||
| Microscan MS550D transducer | Visualsonics | ||
| PrecisionGlide needles | BD | 305128 | 30 G x 1 in/2.5 cm |
| 1 cc slip tip syringe | Exel International | 26048 | or equivalent |
| Gastight 50 μl glass syringes | Hamilton | 1705 | |
| Trypan blue stain (0.4%) | Gibco | 15250 | or equivalent |
| Isoflurane | Baxter | AHN3640 | or equivalent |
| Aquasonic 100 | Parker Laboratories | (01-08) | or equivalent |
| Polystyrene microspheres (red fluorescent) | Life Technologies | F-8842 | or equivalent |
References
- Kochanek, K. D., et al. Deaths: final data for 2009. Natl Vital Stat Rep. 60 (3), 1-117 Forthcoming.
- Strauer, B. E., Steinhoff, G. 10 years of intracoronary and intramyocardial bone marrow stem cell therapy of the heart: from the methodological origin to clinical practice. J Am Coll Cardiol. 58, 1095-1104 (2011).
- Cheng, K., et al. Intramyocardial autologous cell engraftment in patients with ischaemic heart failure: a meta-analysis of randomised controlled trials. Heart Lung Circ. 22 (11), 887-894 (2013).
- Fischer-Rasokat, U., et al. A pilot trial to assess potential effects of selective intracoronary bone marrow-derived progenitor cell infusion in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy: final 1-year results of the transplantation of progenitor cells and functional regeneration enhancement pilot trial in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy. Circ Heart Fail. 2, 417-423 (2009).
- Seth, S., et al. Percutaneous intracoronary cellular cardiomyoplasty for nonischemic cardiomyopathy: clinical and histopathological results: the first-in-man ABCD (autologous bone marrow cells in dilated cardiomyopathy) trial. J Am Coll Cardiol. 48, 2350-2351 (2006).
- Ladage, D., et al. Percutaneous methods of vector delivery in preclinical models. Gene Ther. 19, 637-641 (2012).
- Zangi, L., et al. Modified mRNA directs the fate of heart progenitor cells and induces vascular regeneration after myocardial infarction. Nat Biotechnol. 31, 898-907 (2013).
- Laakmann, S., et al. Minimally invasive closed-chest ultrasound-guided substance delivery into the pericardial space in mice. Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 386 (3), 227-238 (2013).
- Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. J Vis Exp. (39), e1738 (2010).
- Wang, G., et al. Characterization of cis-regulating elements and trans-activating factors of the rat cardiac troponin T gene. J Biol Chem. 269, 30595-30603 (1994).
- Shimshek, D. R., et al. Codon-improved Cre recombinase (iCre) expression in the mouse. Genesis. 32, 19-26 (2002).
- Lichtenauer, M., et al. Intravenous and intramyocardial injection of apoptotic white blood cell suspensions prevents ventricular remodelling by increasing elastin expression in cardiac scar tissue after myocardial infarction. Basic Res Cardiol. 106 (4), 645-655 (2011).
- Herrmann, J. L., et al. Postinfarct intramyocardial injection of mesenchymal stem cells pretreated with TGF-alpha improves acute myocardial function. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), 371-378 (2010).
- Zhou, Y., et al. Direct injection of autologous mesenchymal stromal cells improves myocardial function. Biochem Biophys Res Commun. 390 (3), 902-907 (2009).
- Campbell, N. G., Suzuki, K. Cell delivery routes for stem cell therapy to the heart: current and future approaches. J Cardiovasc Transl Res. 5 (5), 713-726 (2012).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, Suppl 9. 150-156 (2005).
- Dib, N., et al. Recommendations for successful training on methods of delivery of biologics for cardiac regeneration: a report of the International Society for Cardiovascular Translational Research). JACC Cardiovasc Interv. 3 (3), 265-275 (2010).
- Dib, N., et al. Cell therapy for cardiovascular disease: a comparison of methods of delivery. J Cardiovasc Transl Res. 4 (2), 177-181 (2011).
