Summary
Iniezione percutanea intramiocardico ecocardiografia-guida rappresenta una modalità efficiente, affidabile, e il targeting per la fornitura di agenti di trasferimento di geni o cellule nel cuore murino. Seguendo la procedura descritta in questo protocollo, l'operatore può rapidamente diventare competente in questa versatile tecnica, mini-invasiva.
Abstract
Modelli murini di malattie cardiovascolari sono importanti per lo studio dei meccanismi fisiopatologici e di esplorare potenziali terapie rigenerative. Gli esperimenti che coinvolgono l'iniezione infarto sono attualmente svolte da accesso chirurgico diretto attraverso una toracotomia. Mentre conveniente quando eseguita al momento di un'altra manipolazione sperimentale come legatura dell'arteria coronaria, la necessità di una procedura invasiva consegna intramiocardico limita potenziali disegni sperimentali. Con la sempre migliore risoluzione ultrasuoni e modalità di imaging non invasive avanzate, è ora fattibile per eseguire di routine, iniezione intramiocardico percutanea ecoguidata. Questa modalità efficiente e affidabile fornisce agenti ad una zona mirata di miocardio. I vantaggi di questa tecnica includono la prevenzione di morbilità chirurgica, la possibilità di indirizzare le regioni del miocardio selettivo sotto guida ecografica, e la possibilità di esprimere iniettato al myocardium in più intervalli di tempo predeterminati. Con la tecnica praticata, complicanze da iniezione intramiocardico sono rari, e topi tornare rapidamente alla normale attività sul recupero da anestetico. Seguendo la procedura descritta in questo protocollo, l'operatore con esperienza di base ecocardiografia può rapidamente diventare competente in questa versatile tecnica, mini-invasiva.
Introduction
Le malattie cardiache sono la principale causa di morte per uomini e donne negli Stati Uniti, che rappresentano 600.000 decessi ogni anno 1. Modelli murini di malattie cardiovascolari sono di fondamentale importanza per lo studio dei meccanismi fisiopatologici e per esplorare potenziali terapie. Consegna miocardico di vettori di terapia genica, cellule staminali, RNA modificati, e altri agenti terapeutici permessi indagine del loro potenziale terapeutico per le malattie cardiache 2-7. Attualmente, ci sono opzioni limitate per la consegna del miocardio di agenti terapeutici in modelli murini 6. Iniezione intramiocardico sotto visualizzazione diretta è comunemente usato, ma richiede una sternotomia o toracotomia ed è limitata alla regione esposta del cuore. Mentre conveniente quando eseguita al momento di un'altra manipolazione sperimentale come LAD legatura, la necessità di una procedura invasiva consegna intramiocardico limita potenziali disegni sperimentali e introduce uneffetti SUPPLEMENTARI dalla procedura (ad esempio, la fibrosi a causa di toracotomia). Consegna pericardico percutanea di vettori virali è stato segnalato, ma il sito e la distribuzione di agente terapeutico non è omogeneo ed è difficile da controllare 8. Percutanea risultati iniezione coronarici in distribuzione più omogenea del materiale iniettato, ma la consegna coronarica efficiente e riproducibile impugna in modelli murini.
Qui, descriviamo una cassa tecnica di iniezione intramiocardico chiuso che permette minimamente invasiva, operatore controllato il targeting di agenti terapeutici sotto guida ecografica. La tecnica è facile da imparare, evita la necessità di toracotomia o sternotomia e le loro concomitanti complicazioni sperimentali, e offre una maggiore flessibilità sui tempi e siti di iniezione intramiocardico. Così, l'iniezione intramiocardico ecocardiografia assistita rappresenta un metodo tecnicamente semplice e molto efficace di manipolare ilmiocardio in modelli sperimentali murini.
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Protocol
Tutte le operazioni descritte sono state eseguite secondo protocolli approvati dalla cura e l'uso di animali Comitato Istituzionale di Hospital di Boston per bambini.
1 Preparazione
- Eseguire basale cardiaca valutazione anatomica e funzionale da ecocardiografia prima di iniziare la procedura di iniezione, come il trasduttore di posizione fissa ottimale per l'iniezione intramiocardico non può cedere le viste standard ottimali per delineare l'anatomia e la valutazione della funzione.
- La messa a punto di iniezione è mostrata nelle figure 1A-1C. Inserire una siringa vuota con un ago inguainato, conici orientato verso l'alto, nel morsetto della siringa (vedere Figura 1C) e fissare la sonda ad ultrasuoni trasduttore nel morsetto scan-testa (vedi Figura 1B). Allentare la scansione testa di bloccaggio della sfera serraggio del giunto (Figura 1B) e modificare l'orientamento del trasduttore in modo che sia allineato parallelamente all'asse dell'ago. Fissare il scan-posizione della testa serrando la palla blocco pinza giunto scan-testa.
NOTA: Per l'iniezione in topi adulti, un ago da 30 G con un 1 in / 2,5 cm di lunghezza è ottimale. Una siringa da 1 ml può essere utilizzato per volumi maggiori, mentre una siringa a tenuta di gas può essere utilizzato per un controllo più preciso della quantità minori (5-10 microlitri). - Applicare il gel per ultrasuoni liberamente alla punta del trasduttore con una spatola per coprire la testa lungo la sua interezza. Sfoderare con attenzione l'ago e utilizzare l'ago di montaggio controlli per far avanzare l'ago direttamente sotto il trasduttore e all'interno del gel per ultrasuoni per la visualizzazione. Fare piccoli aggiustamenti uso del supporto dell'ago in modo che l'ago è visualizzato chiaramente lungo la sua lunghezza l'immagine ad ultrasuoni su. Se il trasduttore è stato correttamente allineato parallelamente l'ago al punto 1.4, quindi l'ago deve rimanere all'interno del piano di imaging come è avanzata e ritirata con la manopola di comando dell'iniezione (Figura 1C).
- In fasi successive, non disturbare la necessitàle / trasduttore allineamento orizzontale mediante il movimento lungo l'asse orizzontale. Piuttosto, indirizzare specifiche aree del cuore per iniezione modificando l'(asse y) posizione verticale dell'ago montare e spostando la piattaforma animale.
- Spostare il trasduttore superiormente dalla piattaforma animale con il controllo dell'altezza di scansione (Figura 1B) per consentire la successiva collocazione del topo anestetizzato sulla piattaforma animali. Questo non perturbare l'allineamento asse x del trasduttore all'asse lungo dell'ago.
- Rimuovere la siringa utilizzata per l'allineamento dal morsetto della siringa e scartare con cura. Caricare il nuovo ago e siringa con l'iniettato al volume di destinazione finale, consentendo spazio morto nella punta della siringa. Fate attenzione a rimuovere le bolle d'aria. Posizionare la siringa nel morsetto della siringa senza regolare l'allineamento asse x. Rientrare completamente la siringa con il controllo dell'iniezione.
NOTA: Ai fini della formazione iniziale, l'uso di blu di Evancolorante (1%), Trypan macchia blu (0,4%) o una sospensione di microsfere fluorescenti come l'iniettato può aiutare l'operatore a confermare la competenza e il successo di iniezione mirati.
2 Iniezione
- Accendere la più calda integrato della piattaforma riscaldamento e set per 37 ° C. Posizionare la piattaforma animale 180 ° dal solito orientamento delle immagini, con la fascetta anestesia e testa dell'animale più vicino all'operatore. Questo permette al cuore (nella parte sinistra del torace) sia ipsilaterale al morsetto della siringa e l'ago. Nota: minor senso orario ulteriori aggiustamenti rotazione alla piattaforma animale possono essere necessari per orientare il cuore correttamente per il piano parasternale asse corto di imaging che verrà utilizzato per l'iniezione (Figura 2A).
- Preparare topi per ecocardiografia come riportato in precedenza 9. Anestetizzare il mouse in una camera di induzione con il 2% isoflurano. Rimuovere peli del torace con i capelli crema di rimozione di unD Applicare lubrificante gel per entrambi gli occhi per evitare l'essiccazione della sclera.
- Sollevare il trasduttore mediante la scansione di controllo altezza della testa (Figura 1B). Posizionare il mouse supina anestetizzato in cima alla piattaforma animale riscaldato con il muso di un cono consegna 1-3% isoflurano (Figure 2A-2B). Inserire delicatamente una sonda rettale e nastro le quattro zampe agli elettrodi ECG, applicazione di gel per elettrodi per contatto elettrico.
NOTA: un livello adeguato di anestesia deve essere garantita per il trattamento umano degli animali. Non ci dovrebbe essere alcun cambiamento nella frequenza cardiaca e nessuna risposta per il posizionamento dell'ago attraverso la parete toracica. Controlli di temperatura omeostatici integrati della piattaforma degli animali dovrebbero essere utilizzati per mantenere la normotermia (37 ± 0,5 ° C), come ipotermia si tradurrà in bradicardia relativa, dilatazione ventricolare, ed eventuale disagio. - Una volta che il mouse è sicuro sulla piattaforma animali, abbassare il trasduttore sul depilated torace utilizzando la scansione di controllo altezza della testa (Figura 1B). La configurazione ottimale ultrasuoni per l'iniezione è per il cuore di essere visualizzata con l'orientamento asse corto parasternale, secondo la tecnica ecocardiografica standard. Ruotare la piattaforma animale 20-30 ° in senso orario per ottenere la finestra acustica ottimale per l'iniezione nel piano di imaging asse corto (figure 2A-2B). Nota: Alternativamente, l'iniezione può essere eseguita da un orientamento asse lungo parasternale dalla rotazione in senso antiorario della piattaforma animale (Figura 2C).
- Utilizzare i comandi di regolazione della piattaforma di animali per regolare il campo di vista e di indirizzare ogni sito di iniezione desiderato nel miocardio ventricolare sinistro. Pan avanti e indietro dall'apice alla base del cuore per indirizzare la posizione di iniezione desiderata nel ventricolo sinistro del miocardio (Figure 3A-3C). Nota: La papilla media parasternale asse corto (figura 3A) offre reproduciblE punti di riferimento che permettono followup l'imaging del sito di iniezione. Nota: In alternativa, la vista lunga parasternale asse può essere utilizzato per indirizzare un sito di iniezione predefinito (Figura 3D).
- Partendo con la siringa nel morsetto della siringa completamente retratto, far avanzare lentamente la siringa verso il petto dell'animale ruotando il comando in senso orario iniezione (Figura 4A). Per consentire la visualizzazione chiara ecografia sia del cuore e la punta dell'ago mentre si avvicina al petto, utilizzare un sacco di gel per ultrasuoni sul lato sinistro del petto e ottimizzare la finestra acustica impostando un ampio campo di vista sui controlli ecocardiografia. Impostare il punto / zona focale presso il sito di destinazione per l'iniezione. Piccoli aggiustamenti al montaggio ago controlli possono ottimizzare l'immagine dell'ago lungo la sua lunghezza.
NOTA: Alcune macchine ad ultrasuoni hanno una funzione software ago guida per estendere digitalmente una linea lungo l'asse dell'ago attraverso al miocardio bersaglio(Figura 4B). Tale software può essere utile ma non è indispensabile. - Con l'animale opportunamente sedato (1-3% isoflurano miscelato con 0,5-0,8 L / min 100% di ossigeno), avanzare l'ago attraverso la parete toracica del mouse e nel miocardio, osservando attentamente la posizione della punta dell'ago smussato affatto volte. Smettere di avanzare quando la punta dell'ago è all'interno del miocardio bersaglio (Figura 4C). Tutta la punta smussata deve essere saldamente all'interno del miocardio, per evitare perdite iniettato nello spazio pericardico.
- Quando la punta è nella posizione desiderata, consegnare il iniettato spingendo lo stantuffo della siringa. Consegnare l'iniettato lentamente, nell'arco di 5-30 secondi (a seconda del volume di essere consegnati). Fino a 50 ml di dell'iniettato possono essere forniti senza compromettere la funzione ventricolare. Un aspetto echobright transitoria alla regione miocardica iniettata può essere evidente dopo l'iniezione di successo. A breve (secondi) periodo di relativa bradycardia è occasionalmente osservato con iniezione nel miocardio e rapidamente si risolve.
- Una volta che l'iniettato è stato somministrato, prontamente ritirare l'ago con rotazione in senso antiorario della manopola iniezione. Il mouse deve essere tenuto sotto anestesia per parecchi minuti di osservazione ecocardiografico per confermare la funzione ventricolare preservata e senza complicazioni iatrogeni. Se indicato, più regioni di miocardio possono essere serialmente iniettati riposizionando dell'angolo dell'ago di approccio mediante regolazione della piattaforma animale. Dopo l'iniezione intramiocardico, il mouse viene posizionato in una gabbia da sola e ha permesso di recuperare da anestesia sotto osservazione.
- Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente per mantenere decubito sternale. Non restituire un animale che ha subito l'iniezione intramiocardico alla compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. La gabbia deve essere collocato su un blocco termoregolato con ridisposizione ady di acqua e mouse dieta. Disagio iatrogeni non è previsto e il fallimento di riprendere in modo appropriato comportamento normale poco dopo l'intervento suggerisce una potenziale complicazione (vedi discussione).
- Eliminare attentamente l'ago immediatamente dopo il completamento dell'iniezione intramiocardico per ridurre al minimo il rischio di lesioni diesis all'operatore o agli astanti. Riutilizzo di un ago può provocare ottundimento della punta che rende più difficile per perforare il miocardio e risultante in un più alto rischio di complicanze.
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Representative Results
Murino iniezione intramiocardico di blu tipo e microsfere fluorescenti
Iniezione di colorante blu di Evan è utile per scopi di formazione. Subito dopo l'iniezione, eutanasia il mouse e rimuovere il cuore per visualizzare la posizione del colorante blu iniettato. Figura 5 mostra un esempio di una iniezione di successo, con colorante blu infiltrante il miocardio a livello muscolare metà papillari (Figura 5A, regione racchiusa dalla linea tratteggiata). Evans colorante blu laverà fuori del tessuto nel giro di poche ore. Per ulteriori marcatura del sito di iniezione permanente, microsfere fluorescenti che rimangono a tempo indeterminato al sito di iniezione possono essere utilizzati. Figure 5C-5F illustra obiettivi multipli di iniezione nelle pareti ventricolari anteriore e posteriore sinistra.
Iniezione Adenovirus in Miocardio
Per visualizzare la fornitura di adenovirus al miocardio da guida ecograficainiezione d, abbiamo iniettato un adenovirus in cui il cardiomiociti di ratto specifico troponina T promotore 10 unità espressione di mammiferi codone ottimizzato Cre 11. Il dominio di ricombinazione Cre-mediata è stata determinata utilizzando topi Rosa26 mTmG, in cui la ricombinazione Cre si spegne proteina fluorescente rossa (RFP) e si accende la proteina fluorescente verde (GFP). Una singola iniezione di 50 virus ml (2,8 x 10 9 infettive unità / ml) regionale attivato l'espressione della GFP entro 7 giorni di iniezione (Figura 6). Alcuni infiltrazione miocardica regionale lungo piani tissutali oltre il sito iniziale di iniezione è apprezzata nelle immagini sezionate.
Messa a punto di iniezione Figura 1 ecoguidata. A) Presentazione del sistema ferroviario integrato, che consentonos allineamento della siringa e ecografia testa. B) controlli ad ultrasuoni testa di scansione. La testa di scansione è bloccata in posizione, allineata alla siringa di iniezione. Il campo visivo viene regolata spostando l'animale piattaforma. C) controlli siringa.
Figura 2 posizionamento ottimale del mouse sulla piattaforma animale per iniezione con ago eco-guidata. A) Orientamento della piattaforma animali, ago e trasduttore per l'iniezione intramiocardico dal piano di imaging asse corto. B). Primo piano del percorso del ago sotto il campo del trasduttore di vista attraverso una generosa quantità di gel per ultrasuoni che passa nella cavità toracica . C) Orientamento della piattaforma animali, ago e trasduttore per Inje intramiocardicoction nel piano di imaging-asse lungo parasternale.
Figura 3 immagini ecografiche rappresentativi del miocardio per il targeting nei piani asse corto e asse lungo parasternale. AC) immagini asse corto del ventricolo sinistro a livello della metà degli papillari muscoli (A), sotto i muscoli papillari (B) e la punta del cuore (C). D) d'asse lungo dimostrando iniezione intramiocardico nella parete ventricolare sinistra anteriore. Le frecce evidenziano la posizione dell'albero dell'ago.
Figura 4 immagini Rappresentante 2D ecocardiografia. A) B) allineate lungo l'asse dell'ago e prevedere un percorso (linea tratteggiata verde) attraverso il miocardio anteriore. C) iniettata miocardio con smussatura dell'ago sepolto all'interno della parete miocardica anteriore.
Figura 5 Marcatura il sito dell'iniezione con colorante blu di Evan o microsfere fluorescenti. Intramiocardico iniezione di colorante blu nella parete miocardica anteriore. A) Sezione trasversale del cuore a livello dei muscoli papilla media, dimostrando l'infiltrazione del colorante 30 min dopo consegna intramiocardico alventricolo sinistro. B) sito di puntura visibile da l'ago sulla superficie laterale sinistra del miocardio. C, D) miocardio murino dimostrando microsfere fluorescenti rosse 7 giorni dopo l'iniezione intramiocardico separata anteriore e posteriore sinistra pareti ventricolari. E, F) Sinistra miocardio ventricolare sezionati a metà del muscolo papillare nel piano trasversale del cuore dimostrando deposizione di microsfere fluorescenti rosse. Microsfere sparse in tutta la superficie di taglio erano dovuti alla dispersione nel buffer durante e dopo il taglio del cuore con una lama di coltello.
Figura 6 etichettatura fluorescente della parete miocardica anteriore di un cuore Rosa26 mTmG dopo l'iniezione di un singolo intramiocardico TNT-ICREAdenovirus. A) La microscopia ottica della parete anteriore di un intero cuore murino i 7 giorni dopo l'iniezione adenoviral regionale. B) immagine fluorescente (EGFP) nello stesso cuore che dimostrano il successo di consegna e trasduzione miocardica da un vettore adenovirale. C, D) la sezione trasversale al livello muscolare intermedio papillare, dimostrando il grado di trasfezione regionale da una singola iniezione intramiocardico di adenovirus (50 ml di 2,8 x 10 9 infettiva unità / ml).
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Discussion
Biologics possono essere consegnati al miocardio mediante iniezione diretta intramiocardico, iniezione intrapericardica, o l'amministrazione indiretta attraverso il flusso sanguigno. Cellulari basato recenti sperimentazioni di terapia in modelli con infarto miocardico hanno descritto un approccio toracotomia aperta per la fornitura di iniettato 12-14. Un fattore importante per il successo di un intervento terapeutico infarto dipende dalla scelta del percorso di consegna. La dose massima locale del biologico si ottiene 15,16 consegna intramiocardico. Iniezione intramiocardico sotto visualizzazione diretta è il metodo più semplice e permette la somministrazione mirata all'interno del miocardio 17. Tuttavia, questo metodo è anche il più invasivo, in quanto richiede l'apertura della cavità toracica e pericardio per esporre miocardio bersaglio 18. Porzioni di cuore, come la sua superficie dorsale, non sono facilmente visualizzati e iniettati con questo metodo. L'invasività della procedure limita anche eventuali schemi di dosaggio terapeutico. Qui, descriviamo una tecnica tecnicamente semplice, affidabile e riproducibile per fornire biologici o farmaci sotto ultrasuono-guida in modo sicuro mediante iniezione intramiocardico percutanea, senza la morbilità e vincoli di esposizione toracotomia chirurgica. In oltre 150 topi iniettati ad oggi, dopo che è stato ottenuto competenza tecnica iniziale, il nostro tasso di mortalità periprocedurale era sotto 5%, quando meno di quattro siti del miocardio sono stati presi di mira in qualsiasi momento. Totale volume iniettato fino a 200 microlitri sono stati sorprendentemente ben tollerati dal cuore murino. Il miocardio anteriore ben si presta come bersaglio per iniezione, dato l'orientamento parallelo di questa regione di miocardio all'asse longitudinale dell'ago, permettendo l'ago di rimanere nel muscolo del cuore in modo più sicuro. È importante che l'operatore visualizza l'intera punta smussata nel miocardio prima dell'iniezione, in quanto ciò assicura piena erogazione del Injectate senza perdite nei tessuti circostanti. Cura per garantire la punta dell'ago rimane sempre visibile all'interno del miocardio è anche fondamentale per l'iniezione del miocardio successo. Quando si pratica con il colorante blu di Evan, iniezione accidentale nella camera ventricolare comporterà il mouse rapidamente sviluppando una tonalità blu visibile più chiaramente nella pelle depilata. Vale anche la pena notare che l'inserimento dell'ago attraverso la parete toracica è determinato unicamente dal ecografica sul monitor del previsto obiettivo miocardio e non da punti di riferimento anatomici superficie del mouse. Per un echocardiographer esperienza, competenza nella iniezione intramiocardico può essere ragionevolmente raggiunto dopo la pratica sul 4-5 tentativi.
Come l'ago passa attraverso la parete toracica, deve passare attraverso lo spazio intercostale. Non è raro dover apportare piccole modifiche al piano di imaging una volta attraverso lo spazio intercostale per mantenere chiaramente la punta smussata in vista. Thè di solito realizzato attraverso piccoli aggiustamenti della piattaforma animale o controlli siringa di iniezione. Le piccole modifiche devono essere fatte una volta che l'ago è attraverso la gabbia toracica, ma prima che sia passato nel miocardio per prevenire la lacerazione del miocardio e traumi da ripetute manipolazioni punta dell'ago. Per ridurre al minimo il rischio di emopericardio, l'obiettivo dovrebbe essere quello di entrare nel cuore come poche volte che sono necessarie per completare la consegna dei iniettato. Sebbene la tecnica descritta è iniettabile intramiocardico nel piano asse corto del cuore, è altrettanto fattibile per iniettare nel piano asse lungo parasternale del cuore mediante semplice regolazione della piattaforma animale per allinearsi con questo piano (Figura 2C) e reindirizzamento l'ago per entrare nel bersaglio del miocardio (Figura 3D).
Iniezione intramiocardico di successo può essere confermata utilizzando un colorante indicatore seguita da examinat patologico immediatoione del cuore topo iniettato. Iniezione di una sospensione di microsfere fluorescenti rimarrà a tempo indeterminato presso il sito di iniezione e può essere somministrato in concomitanza con un altro agente per contrassegnare l'area di destinazione. Il mouse è eutanasia con anidride carbonica per via inalatoria da parte di personale qualificato per i protocolli di gestione degli animali istituzionali. Esame della superficie cuore rivelerà la regione iniettato, e affettare il cuore con una matrice cuore produrrà sezioni trasversali che dimostreranno la regione iniettato. Quando iniezione ripetuta e / o immagini di una stessa regione miocardica è desiderato nel corso del tempo, è vantaggioso usare gli aerei di imaging standard e di indirizzare punti di repere anatomici riproducibili. Ad esempio, è conveniente usare il piano di imaging breve asse di indirizzare il ventricolo sinistro a livello muscolare papilla media (Figura 3A). La più grave complicanza potenziale è infarto lacerazione / rottura e conseguente emorragia e / o emopericardio. Il rischio di thè di complicanze aumenta con ripetuti passaggi dell'ago (quattro o più) attraverso il miocardio, rapida iniezione del bolo liquido, il riutilizzo di una punta smussata dell'ago, e l'uso dei topi più piccoli (sotto i 15 g) topi. Se più destinazioni all'interno del miocardio sono iniettati in serie (parete anteriore, parete laterale o parete inferiore), è ottimale per raggiungere questo obiettivo in tre passaggi o meno dell'ago attraverso miocardio per ridurre al minimo il rischio di complicazioni procedurali. Le pareti laterali di sinistra miocardio ventricolare possono essere iniettati in concomitanza con un passaggio dell'ago attraverso la parete toracica (Figure 5E e 5F) come allineano paralleli tra loro ma qualsiasi altro bersaglio parete miocardica richiederà reinserimento dell'ago attraverso l' parete toracica dopo la regolazione dell'angolo ago. Il mouse non deve essere oversedated come bradicardia (meno di 400 battiti al minuto) può aumentare il volume telediastolico e ridurre significativamente lo spessore della parete miocardica. Il nostroesperienza è per i topi per recuperare dalla procedura rapida e di deambulare nelle loro gabbie in pochi minuti di recupero dall'anestesia. Complicazioni, quando si presentano, sono brusco e si verificano al momento dell'intervento.
Anche se questo protocollo è stato scritto per l'iniezione intramiocardico, una leggera modifica della posizione finale punta dell'ago permette all'operatore di indirizzare l'iniezione nel flusso sanguigno della cavità ventricolare sinistra per la consegna arteriosa sistemica di agente. Tirando indietro lo stantuffo della siringa in grado di confermare se la punta conica è nella camera ventricolare sinistra (aspirato sangue ricco di ossigeno), o nella massa muscolare del miocardio. Con vettori virali altamente efficienti e organo-specifiche attuali, in particolare un adeno-associato sierotipo virale 9 vettoriale con un promotore specifico cardiaco, un investigatore può adattare questa tecnica come alternativa al retro-orbitale iniezione o vena della coda per ottenere la consegna sicura di un elevato carica virale nel coronaricola circolazione, con ridotto assorbimento di primo passaggio dal fegato. Nel modello murino cronica l'infarto, il miocardio sfregiata e fibrotico non può si presta bene ad iniezione intramiocardico dato l'obiettivo parete sottile risultante l'operatore deve seppellire la punta dell'ago. Tuttavia, le regioni di confine della zona di miocardio devono essere suscettibili di iniezione intramiocardico e finestre acustiche dopo toracotomia sono più che sufficienti per guida ecografica successo.
Ultrasound-guidato, iniezione intramiocardico in modelli animali rappresenta un ben tollerato, metodo efficace, minimamente invasiva, e tecnicamente semplice da agenti biologici consegna al miocardio. Questa tecnica può essere facilmente impiegata per il successo di consegna di vettori genetici o terapie basate sulle cellule in qualsiasi punto temporale sperimentale in un modello murino, anche dopo precedenti procedure toracotomia. Acquisire familiarità e competenza con l'attrezzatura e la procedura di iniezione saràgarantire successiva successo in modelli sperimentali.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Vevo 2100 ultrasound imaging system | Visualsonics | ||
| Vevo Integrated Rail System III | Visualsonics | ||
| Microscan MS400 transducer | Visualsonics | ||
| Microscan MS550D transducer | Visualsonics | ||
| PrecisionGlide needles | BD | 305128 | 30 G x 1 in/2.5 cm |
| 1 cc slip tip syringe | Exel International | 26048 | or equivalent |
| Gastight 50 μl glass syringes | Hamilton | 1705 | |
| Trypan blue stain (0.4%) | Gibco | 15250 | or equivalent |
| Isoflurane | Baxter | AHN3640 | or equivalent |
| Aquasonic 100 | Parker Laboratories | (01-08) | or equivalent |
| Polystyrene microspheres (red fluorescent) | Life Technologies | F-8842 | or equivalent |
References
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