Summary
Injeção intramiocárdica percutânea guiada por ecocardiografia representa uma modalidade eficiente, confiável e targetable para a entrega de agentes de transferência de genes ou células no coração murino. Seguindo os passos descritos neste protocolo, o operador pode rapidamente tornar-se competente nessa técnica versátil, minimamente invasiva.
Abstract
Modelos murino de doença cardiovascular são importantes para a investigação de mecanismos fisiopatológicos e explorar potenciais terapias regenerativas. Experimentos envolvendo injeção do miocárdio são actualmente desempenhadas pelo acesso cirúrgico direto através de uma toracotomia. Enquanto conveniente quando realizada no momento de outra manipulação experimental, como a ligadura coronária, a necessidade de um procedimento invasivo para entrega intramiocárdica limita potenciais projetos experimentais. Com cada vez melhor resolução ultra-som e modalidades avançadas de imagem não invasivos, é agora possível realizar rotineiramente guiada por ultra-som, injeção intramiocárdica percutânea. Esta modalidade de forma eficiente e confiável fornece agentes para uma região alvo de miocárdio. As vantagens dessa técnica incluem a prevenção de morbidade cirúrgica, a facilidade de atingir regiões do miocárdio seletivamente sob a orientação do ultra-som, bem como a oportunidade para entregar injetado ao myocardium em vários intervalos de tempo predeterminados,. Com a técnica praticada, complicações da injeção transmural são raros, e os ratos rapidamente retornar à atividade normal na recuperação da anestesia. Seguindo os passos descritos neste protocolo, o operador com experiência básica ecocardiografia pode rapidamente tornar-se competente nessa técnica versátil, minimamente invasiva.
Introduction
A doença cardíaca é a principal causa de morte para homens e mulheres nos Estados Unidos, sendo responsável por 600 mil mortes por ano 1. Modelos murino de doença cardiovascular são extremamente importantes para a investigação de mecanismos fisiopatológicos e para explorar potenciais terapias. Entrega do Miocárdio de vetores de terapia genética, células-tronco, RNAs modificados e outros agentes terapêuticos permite a investigação de seu potencial terapêutico para doenças do coração 2-7. Atualmente, há poucas opções para entrega do miocárdio de agentes terapêuticos em modelos de ratos 6. A injeção transmural sob visualização directa é comumente utilizada, mas requer uma esternotomia ou toracotomia e é limitada à região exposta do coração. Embora conveniente quando realizada no momento de uma outra manipulação experimental tal como LAD ligadura, a necessidade de um procedimento invasivo para entrega intramiocárdicas limita potenciais modelos experimentais e introduz umADICIONAIS efeitos do procedimento (por exemplo, fibrose devido a toracotomia). Entrega de pericárdio percutânea de vetores virais tem sido relatada, mas o local e distribuição de agente terapêutico não é homogênea e é difícil de controlar 8. Percutâneas resultados injeção coronárias em distribuição mais homogênea do material injetado, mas a entrega coronária eficaz e reprodutível, é um desafio em modelos murinos.
Aqui, descrevemos um baú técnica de injeção intramiocárdica fechado que permite minimamente invasivo, controlado pelo operador orientação dos agentes terapêuticos sob a orientação do ultra-som. A técnica é fácil de aprender, elimina a necessidade de toracotomia ou esternotomia e suas complicações experimentais de atendimento, e proporciona uma maior flexibilidade do calendário e locais de injeção transmural. Assim, a injecção assistida por ecocardiografia intramiocárdicas representa um método tecnicamente simples e altamente eficaz de manipular omiocárdio em modelos experimentais murinos.
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Protocol
Todos os passos descritos foram realizados no âmbito de protocolos aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso do Hospital Infantil de Boston Animais Institucional.
1 Preparação
- Realizar avaliação anatômica e funcional cardíaca inicial por ecocardiografia antes de iniciar o protocolo de injeção, como a posição do transdutor fixo ideal para injeção transmural pode não produzir as ótimas vistas padrão para delinear a anatomia ea avaliação da função.
- A configuração da injecção é mostrado nas figuras 1A-1C. Coloque uma seringa vazia com uma agulha com bainha, para cima orientada cônicas, na braçadeira seringa (ver Figura 1C) e fixe a sonda transdutor de ultra-som no grampo varredura-cabeça (ver Figura 1B). Soltar a verificação da cabeça de bloqueio bola grampo comum (Figura 1B) e manipular a orientação do transdutor de modo a que ele está alinhado paralelo ao eixo da agulha. Fixe a digitalizaçãoposição da cabeça, apertando a varredura-cabeça bola bloqueio braçadeira conjunta.
NOTA: Para injeção em ratos adultos, uma agulha G 30 com a 1 in / 2,5 cm de comprimento é o ideal. Uma seringa de 1 ml podem ser usados para volumes maiores, enquanto que uma seringa estanque ao gás pode ser utilizado para um controlo mais preciso de volumes mais pequenos (5-10 ul). - Aplicar gel de ultra-som para liberalmente a ponta do transdutor com uma espátula para cobrir a cabeça ao longo da sua totalidade. Desembainhar cuidadosamente a agulha e usar a montagem de agulha controlo para avançar a agulha directamente sob o transdutor e dentro do gel de ultra-som para a visualização. Faça ajustamentos menores, utilizando o controlo de montagem da agulha de modo que a agulha é claramente visualizada ao longo do seu comprimento a imagem de ultra-som em. Se o transdutor foi devidamente alinhado paralelamente à agulha na etapa 1.4, em seguida, a agulha deve permanecer no interior do plano da imagem, uma vez que é avançado e retirado com o botão de controlo de injecção (Figura 1C).
- Em etapas subsequentes, não perturbe a necessidadele / transdutor alinhamento horizontal pelo movimento no eixo horizontal. Em vez disso, partes específicas do coração por injecção, alterando a posição vertical (eixo y) de montagem da agulha e pelo movimento da plataforma de animais.
- Mover o transdutor superiormente a partir da plataforma de animal utilizando a verificação de controlo de altura (Figura 1B) para permitir a subsequente colocação do rato anestesiado para a plataforma animal. Isto não vai perturbar o alinhamento do eixo x do transdutor ao longo do eixo da agulha.
- Retirar a seringa que foi usado para o alinhamento do grampo seringa e descartar cuidadosamente. Carregar a nova agulha e seringa com o injectado para o volume de destino final, permitindo espaço morto na ponta da seringa. Tenha cuidado para remover as bolhas de ar. Colocar a seringa no encaixe da seringa, sem ajustar o alinhamento do eixo-x. Totalmente retirar a seringa usando o controle de injeção.
NOTA: Para fins de formação inicial, o uso do azul de Evancorante (1%), corante azul de tripano (0,4%) ou uma suspensão de microesferas fluorescentes como o injectado pode ajudar o operador a confirmação de competência e sucesso de injecção direccionada.
2 Injeção
- Ligue o aquecedor integrado da plataforma de aquecimento e configurá-lo para 37 ° C. Coloque a plataforma animais 180 ° em relação à orientação normal de imagem, com a braçadeira de mangueira de anestesia e da cabeça do animal, mais próxima do operador. Isto permite que o coração (no lado esquerdo do peito) ser ipsilateral à braçadeira de seringa e agulha. Nota: menor no sentido horário ajustes adicionais para rotação da plataforma de animal pode ser necessário para orientar correctamente o coração para o plano da imagem do eixo curto para-esternal, que será utilizado para a injecção (Figura 2A).
- Prepare camundongos para ecocardiografia conforme relatado anteriormente 9. Anestesiar o mouse em uma câmara de indução com isoflurano a 2%. Remover pêlos no peito com Creme Depilatório umd aplicar gel lubrificante para ambos os olhos para evitar a secagem da esclera.
- Elevar o transdutor usando o scan de controle da altura da cabeça (Figura 1B). Colocar o rato anestesiado supina sobre a plataforma de animais aquecidos com o focinho dentro de um cone de nariz entregar 1-3% de isoflurano (Figuras 2A-2B). Insira cuidadosamente a sonda retal e cole as quatro patas para os eletrodos de ECG, aplicando gel eletrodo para contato elétrico.
NOTA: deve ser assegurado um nível adequado de anestesia para o tratamento humano do animal. Não deve haver nenhuma mudança na taxa de coração e não há resposta para a colocação da agulha através da parede torácica. Controles homeostáticos temperatura integrados da plataforma animal deve ser usado para manutenção da temperatura (37 ± 0,5 ° C), enquanto a hipotermia irá resultar em bradicardia relativa, dilatação ventricular, e possível desconforto. - Uma vez que o mouse está seguro sobre a plataforma animal, reduzir o transdutor na depilapeito ted usando o scan de controle da altura da cabeça (Figura 1B). A configuração ultra-som ideal para injeção é para o coração para ser visualizado na orientação do eixo curto paraesternal, conforme técnica ecocardiográfica padrão. Gire a plataforma animais de 20-30 ° no sentido horário para obter a janela acústica ideal para a injeção na imagem avião eixo curto (Figuras 2A-2B). Nota: Em alternativa, a injecção pode ser realizada a partir de uma orientação paresternal longo do eixo de rotação no sentido anti-horário da plataforma do animal (Figura 2C).
- Use os animais controles para ajuste de plataforma para ajustar o campo de visão e atingir qualquer local da injeção desejada no miocárdio ventricular esquerdo. Pan vai-e-vem do ápice para a base do coração para atingir o local desejado injeção no miocárdio do ventrículo esquerdo (Figuras 3A-3C). Nota: O midpapillary parasternal vista-eixo curto (Figura 3A) oferece reproducible marcos que permitem acompanhamento de imagens do local da injeção. Observação: Como alternativa, o paraesternal longo eixo pode ser utilizado para atingir um local de injecção pré-definido (Figura 3D).
- Começando com a seringa na braçadeira seringa totalmente retraída, mova lentamente a seringa contra o peito do animal, girando os ponteiros do relógio de controle de injeção (Figura 4A). Para permitir a visualização de ultra-som claro de ambos, o coração ea ponta da agulha que se aproxima do peito, use bastante gel de ultra-som sobre o lado esquerdo do peito e otimizar a janela acústica, estabelecendo um amplo campo de visão sobre os controles de ecocardiografia. Defina o ponto / zona focal no local de destino para a injecção. Pequenos ajustes para a agulha montar controles podem otimizar a imagem da agulha ao longo de seu comprimento.
NOTA: Algumas máquinas de ultra-som tem uma função de software de guia de agulha para estender digitalmente uma linha ao longo do eixo longitudinal da agulha para a parte alvo miocárdio(Figura 4B). Tal ferramenta de software pode ser útil, mas não é essencial. - Com o animal adequadamente sedados (1-3% de isoflurano misturada com 0,5-0,8 L / min 100% de oxigénio), o avanço da agulha através da parede torácica do rato e no miocárdio, observando-se cuidadosamente a posição da ponta da agulha biselada em tudo vezes. Parar o avanço quando a ponta da agulha está no interior do miocárdio alvo (Figura 4C). Toda a ponta chanfrada deve ser firmemente dentro do miocárdio, para evitar a fuga de produto de injecção para dentro do espaço pericárdico.
- Quando a ponta fica no local desejado, fornecer o produto de injecção, empurrando o êmbolo da seringa. Entregar o injectado lentamente, durante 5-30 segundos (dependendo do volume a ser entregue). Até 50 ul de produto de injecção podem ser apresentadas, sem comprometer a função ventricular. Um aspecto echobright transitória para a região do miocárdio injectado pode ser evidentes após a injecção com sucesso. Uma breve (segundos) período de relativa bradycardia ocasionalmente é observado com injeção no miocárdio e resolve rapidamente.
- Uma vez que o material injetado foi administrado, prontamente retirar a agulha por rotação anti-horária do botão de controle de injeção. O mouse deve ser mantido sob anestesia por alguns minutos de observação ecocardiograma para confirmar função ventricular preservada e sem complicações pós-procedimento. Se indicado, várias regiões do miocárdio pode ser injectada em série com o reposicionamento do ângulo da agulha de abordagem por ajustamento da plataforma animal. Após a injeção intramiocárdica, o rato é colocado em uma gaiola por conta própria e autorizada a recuperar da anestesia sob observação.
- Não deixe um animal sem supervisão até que ele recuperou a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Não devolva um animal que passou por injeção intramiocárdica para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. A gaiola deve ser colocada sobre uma almofada termorregulado com represtação ady de água e rato dieta. Desconforto pós-procedimento não se espera e falta de retomar de forma adequada o comportamento normal logo após a intervenção sugere uma complicação potencial (ver Discussão).
- Cuidadosamente descarte a agulha imediatamente após a conclusão da injeção transmural de minimizar o risco de acidentes com perfurocortantes para o operador ou às pessoas presentes. Reutilizar uma agulha pode resultar em embotamento da ponta tornando-o mais difícil de furar o miocárdio, resultando em um maior risco de complicação.
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Representative Results
A injeção transmural Murino com corante azul ou microesferas fluorescentes
A injecção de corante azul de Evan é útil para fins de treino. Logo após a injecção, o rato eutanásia e remover o coração para visualizar a localização do corante azul injectada. Figura 5 mostra um exemplo de uma injecção com sucesso, com o corante azul infiltrantes do miocárdio ao nível dos músculos papilares meados (Figura 5A, região delimitada pela linha a tracejado). Corante azul de Evans vai lavar do tecido dentro de algumas horas. Para mais marcação do local de injecção permanente, microesferas fluorescentes que permanecem indefinidamente no local da injeção pode ser usado. Figuras 5C-5F ilustra vários alvos de injeção nas paredes do ventrículo anterior e posterior esquerda.
Injection Adenovirus em Miocárdio
Para visualizar a entrega de adenovírus para miocárdio por guia de ultra-sominjeção d, injetamos um adenovírus em que a cardiomiócitos específico T promotor troponina rat 10 unidades de expressão de mamíferos códon otimizado Cre 11. O domínio de recombinação Cre-mediada foi determinada utilizando camundongos Rosa26 mTmG, em que a recombinação Cre desliga proteína fluorescente vermelha (RFP) e liga a proteína verde fluorescente (GFP). Uma única injecção de 50 uL de vírus (2,8 x 10 9 unidades infecciosas / ml) activado regionalmente a expressão da GFP nos 7 dias após a injecção (Figura 6). Alguns infiltração miocárdica regional através dos tecidos para além do local inicial de injeção é apreciado nas imagens seccionadas.
Configuração de injeção Figura 1 guiada por ultrassom. A) Visão geral do sistema de transporte ferroviário integrado, que permitas alinhamento de seringa e ultra-sonografia cabeça. B) ultra-som controles cabeça de leitura. A cabeça de leitura é bloqueada na posição, alinhada com a seringa de injeção. O campo de visão é ajustado movendo os animais plataforma. C) controla seringa de injeção.
Figura 2 Posicionamento ideal do mouse sobre a plataforma animal para injeção de agulha guiada por ultra-som. A) Orientação da plataforma animal, agulha e transdutor para injeção intramiocárdica do plano de imagem-eixo curto. B). Close up do caminho da agulha sob o campo do transdutor de vista através de uma generosa quantidade de gel de ultra-som que passa na cavidade torácica . C) Orientação da plataforma animal, agulha e transdutor para inje intracavitárioMedidas em plano paraesternal imagem eixo longo.
Figura 3 imagens de ultra-som representativas do miocárdio para o direcionamento nos planos eixo curto e eixo longo paraesternal. AC) imagens de eixo curto do ventrículo esquerdo ao nível de meados dos músculos papilares (A), abaixo dos músculos papilares (B) e da ponta do coração (C). D) imagem eixo longo demonstrando injeção transmural na parede anterior do ventrículo esquerdo. As setas destacam a posição da haste da agulha.
Figura 4 imagens Representante 2D Ecocardiografia. Um) B) função de guia da agulha de sobreposição alinhada ao longo do eixo longitudinal da agulha e prevendo um curso (linha pontilhada verde) através do miocárdio anterior. C) injetado miocárdio com bisel da agulha enterrada dentro da parede miocárdica anterior.
Figura 5 Marca o local de injecção com o corante azul de Evan ou microesferas fluorescentes. Injeção transmural de corante azul na parede anterior do miocárdio. A) Corte transversal do coração ao nível dos músculos midpapillary, o que demonstra a infiltração do corante após 30 min intramiocárdicas entrega para oventrículo esquerdo. B) local da punção visível a partir da agulha na superfície lateral esquerdo do miocárdio. C, D) miocárdio Murino demonstrando microesferas fluorescentes vermelhas 7 dias após a injeção intramiocárdica separado nas paredes do ventrículo anterior e posterior esquerda. E, F) Esquerda miocárdio ventricular seccionado no músculo papilar no meio-plano transversal do coração demonstrando deposição de microesferas fluorescentes vermelhas. Microesferas dispersas em toda a superfície de corte foram devido à dispersão no buffer durante e depois cortar o coração com uma lâmina de faca.
A Figura 6 de rotulagem fluorescente da parede anterior do miocárdio de um coração Rosa26 mTmG após a injecção de um único intramiocárdicas TNT-icreAdenovírus. A) A microscopia de luz da parede anterior de um conjunto murino coração 7 dias após a injecção de adenovírus regional. B) imagem fluorescente (EGFP) no coração mesmo demonstrando a entrega bem sucedida e a transdução do miocárdio por um vector adenoviral de secção transversal no. C, D) nível muscular do papilar, demonstrando a extensão de transfecção regionais a partir de uma única injecção intramiocárdicas de adenovírus (50 ul de 2,8 x 10 9 unidades infecciosas / mL).
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Discussion
Biológicos podem ser entregues ao miocárdio por injecção directa intramiocárdica, injeção intrapericárdica, ou administração indireta através da corrente sanguínea. Com base em células ensaios de terapia recentes em modelos de infarto do miocárdio têm descrito uma abordagem toracotomia aberta para a entrega do material injetado 12-14. Um fator importante para o sucesso de uma intervenção terapêutica do miocárdio depende da escolha da via de parto. A dose mais elevada do local biológico é obtido por entrega intramiocárdicas 15,16. A injeção transmural sob visão direta é o método mais simples e permite a administração alvejado dentro do miocárdio 17. No entanto, este método também é o mais invasivo, uma vez que exige a abertura da cavidade do peito e o pericárdio para expor a miocárdio alvo 18. As porções do coração, tal como a sua superfície dorsal, não são facilmente visualizados e injectados utilizando este método. A invasão do procediure também constrange potenciais esquemas de dosagem terapêutica. Aqui, descrevemos uma técnica tecnicamente simples, confiável e reprodutível para entregar produtos biológicos ou drogas sob orientação ultra-som com segurança pela injeção transmural percutânea, sem a morbidade e restrições de exposição toracotomia cirúrgico. Em mais de 150 camundongos injetados até à data, após a competência técnica inicial foi obtido, a nossa taxa de mortalidade periprocedural era inferior a 5%, quando menos de quatro locais do miocárdio foram alvos de uma só vez. O volume total de injecção de até 200 ul foram surpreendentemente bem toleradas pelo coração de murídeo. O miocárdio anterior se presta bem como um alvo para a injecção, tendo em conta a orientação paralela da região do miocárdio ao longo do eixo da agulha, permitindo que a agulha permanece no músculo do coração de maneira mais segura. É importante que o operador visualizar toda a ponta chanfrada no miocárdio, antes da injecção, como o que garante a entrega total do injectate sem fuga para o tecido circundante. Cuidados para garantir a ponta da agulha permanece sempre visível dentro do miocárdio também é fundamental para a injeção do miocárdio sucesso. Quando se pratica com o corante azul de Evan, a injecção inadvertida para a câmara do ventrículo irá resultar no ratinho desenvolve rapidamente uma coloração azul visível com mais clareza na pele depilada. Também é importante notar que a inserção da agulha através da parede torácica é determinado unicamente pela imagem de ultra-som exibido do miocárdio alvo pretendido e não por quaisquer referências anatômicas de superfície do mouse. Para um ecocardiografista experiente, competência na injeção intramiocárdica razoavelmente possível após a prática de 4-5 tentativas.
À medida que a agulha passa através da parede do tórax, deve passar através do espaço intercostal. Não é incomum ter que fazer pequenos ajustes no plano de imagem uma vez através do espaço intercostal para manter claramente a ponta chanfrada dentro da visão. Thé normalmente realizado através de pequenos ajustes da plataforma animal ou os controles de seringas de injeção. As pequenas modificações deve ser feito uma vez que a agulha é através da caixa torácica, mas antes que ele passou para o miocárdio para evitar a laceração do miocárdio e trauma de manipulação repetida ponta da agulha. Para minimizar o risco de Hemopericárdio, o objetivo deve ser o de entrar no coração, como poucas vezes que forem necessárias para concluir a entrega de material injetado. Embora a técnica descrita é para injecção intramiocárdicas no plano do eixo curto do coração, é igualmente possível injectar no plano do eixo longo paresternal do coração por meio de simples ajuste da plataforma animal para alinhar com este plano (Figura 2C) e redireccionamento a agulha a entrar no alvo pretendido do miocárdio (Figura 3D).
Injecção intramiocárdicas bem sucedida pode ser confirmada por meio de um indicador corante seguido de imediato examinat patológicoião do coração do rato injectado. A injecção de uma suspensão de microesferas fluorescentes irá permanecer indefinidamente no local da injecção e podem ser administrados concomitantemente com outro agente para marcar a área de destino. O mouse é sacrificado utilizando dióxido de carbono inalado por pessoas treinadas por protocolos de manejo dos animais institucionais. O exame da superfície do coração irá revelar a região injetada, e cortar o coração com uma matriz coração trará seções transversais que demonstrarão a região injetada. Quando a injecção repetida e / ou imagiologia da mesma região do miocárdio é desejada ao longo do tempo, torna-se vantajoso usar os planos de imagem padrão e para alvejar as estruturas anatómicas reprodutíveis. Por exemplo, é conveniente utilizar o plano da imagem do eixo curto para atingir o ventrículo esquerdo ao nível dos músculos midpapillary (Figura 3A). O potencial complicação mais grave é do miocárdio laceração / ruptura e conseqüente hemorragia e / ou Hemopericárdio. O risco de thé uma complicação aumenta com repetidas passagens da agulha (quatro ou mais) através do miocárdio, a injeção rápida do bolo fluido, reutilizando uma ponta de agulha embotada e uso de camundongos menores (com menos de 15 g) ratos. Se vários destinos dentro do miocárdio são injetados em série (parede anterior, parede lateral ou parede inferior), é ideal para alcançar este objectivo em três passes ou menos da agulha através de miocárdio para minimizar o risco de complicações do procedimento. As paredes laterais do miocárdio do ventrículo esquerdo pode ser injectada simultaneamente, com uma única passagem da agulha através da parede do tórax (Figuras 5E e 5F) como eles se alinham paralelamente um ao outro, mas de qualquer outro alvo parede do miocárdio que necessitam de re-introdução da agulha através da parede torácica após o ajuste do ângulo da agulha. O mouse não deve ser oversedated como bradicardia (menos de 400 batimentos por minuto) pode aumentar o volume diastólico final e reduzir significativamente a espessura da parede miocárdica. Nossoexperiência é para os ratos para se recuperar do procedimento rápido e de deambular em suas gaiolas dentro de minutos de recuperação da anestesia. Complicações, quando surgem, são abrupta e ocorrem no momento da intervenção.
Embora este protocolo é escrito para a injecção intramiocárdicas, uma ligeira modificação da posição final, a ponta da agulha permite que o operador alvo injecção na corrente sanguínea da cavidade do ventrículo esquerdo para a entrega arterial sistémica de um agente. Puxando para trás o êmbolo da seringa pode confirmar se a ponta bisel na câmara ventricular esquerda (sangue rico em oxigênio aspirado) ou na massa muscular do miocárdio. Com vectores virais altamente eficazes e específicos para órgãos de hoje, especificamente um serótipo de vírus adeno-associado 9 vector com um promotor específico cardíaco, um investigador pode adaptar esta técnica como uma alternativa para retro-orbital injecção ou na veia da cauda para conseguir a entrega segura de um elevado carga viral no coronáriacirculação, com a redução da absorção de primeira passagem pelo fígado. No modelo murino pós-infarto crônico, o miocárdio cicatrizado e fibrose pode não se presta bem à injeção intramiocárdica dada a meta de paredes finas resultante o operador tem que enterrar a ponta da agulha. Entretanto, regiões da zona de fronteira do miocárdio devem ser passíveis de injeção transmural e janelas acústicas após toracotomia são mais que suficientes para a orientação do ultra-som de sucesso.
Guiada por ultrassom, injeção transmural em modelos animais representa um bem toleradas, método eficiente e minimamente invasiva, e tecnicamente simples de entrega de agentes biológicos para o miocárdio. Esta técnica pode ser facilmente empregada para o sucesso da entrega de genes ou vectores de terapias à base de células, em qualquer ponto do tempo experimental, um modelo de murino, incluindo após os procedimentos anteriores toracotomia. Familiaridade e competência com o equipamento e do procedimento de injeção adquirentegarantir o sucesso posterior em modelos experimentais.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Vevo 2100 ultrasound imaging system | Visualsonics | ||
| Vevo Integrated Rail System III | Visualsonics | ||
| Microscan MS400 transducer | Visualsonics | ||
| Microscan MS550D transducer | Visualsonics | ||
| PrecisionGlide needles | BD | 305128 | 30 G x 1 in/2.5 cm |
| 1 cc slip tip syringe | Exel International | 26048 | or equivalent |
| Gastight 50 μl glass syringes | Hamilton | 1705 | |
| Trypan blue stain (0.4%) | Gibco | 15250 | or equivalent |
| Isoflurane | Baxter | AHN3640 | or equivalent |
| Aquasonic 100 | Parker Laboratories | (01-08) | or equivalent |
| Polystyrene microspheres (red fluorescent) | Life Technologies | F-8842 | or equivalent |
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