Summary
Injection intra-myocardique percutanée guidée par échocardiographie représente une modalité efficace, fiable, précis et efficaces pour la livraison de gènes agents de transfert ou de cellules dans le cœur murin. En suivant les étapes décrites dans le présent protocole, l'opérateur peut rapidement devenir compétent dans cette technique polyvalent, minimalement invasive.
Abstract
Les modèles murins de maladies cardio-vasculaires sont importants pour l'enquête mécanismes physiopathologiques et explorer les thérapies régénératives potentiels. Les expériences impliquant l'injection du myocarde sont actuellement effectuées par l'accès chirurgical direct par une thoracotomie. Bien commode lorsqu'il est effectué à un autre moment de la manipulation expérimentale telle que la ligature de l'artère coronaire, la nécessité d'une procédure invasive pour la livraison intramyocardique limite modèles expérimentaux possibles. Avec toujours améliorer la résolution de l'échographie et avancées techniques d'imagerie non invasives, il est maintenant possible d'effectuer systématiquement guidée par échographie, l'injection intra-myocardique percutanée. Cette modalité efficace et fiable offre les agents à une région ciblée du myocarde. Les avantages de cette technique sont la prévention de la morbidité chirurgicale, la possibilité de cibler les régions du myocarde sélectivement sous guidage échographique, et la possibilité de livrer à injecter de la myocardium à plusieurs intervalles de temps prédéterminés,. Avec une technique pratiquée, les complications de l'injection intra-myocardique sont rares, et les souris revenir rapidement à une activité normale sur la récupération de l'anesthésie. En suivant les étapes décrites dans le présent protocole, l'opérateur avec une expérience de base de l'échocardiographie peut rapidement devenir compétent dans cette technique polyvalent, minimalement invasive.
Introduction
Les maladies cardiaques sont la principale cause de décès chez les hommes et les femmes aux États-Unis, ce qui représente 600 000 décès par an 1. Les modèles murins de maladies cardio-vasculaires sont très importantes pour l'enquête mécanismes physiopathologiques et pour explorer des thérapies potentielles. Livraison du myocarde de vecteurs de thérapie génique, cellules souches, des ARN modifiés, et d'autres agents thérapeutiques permis enquête de leur potentiel thérapeutique pour les maladies cardiaques 2-7. Actuellement, il existe peu d'options pour la livraison du myocarde d'agents thérapeutiques dans des modèles de souris 6. Injection intra-myocardique sous visualisation directe est couramment utilisé, mais nécessite une sternotomie ou thoracotomie et est limitée à la région exposée du cœur. Bien commode lorsqu'il est effectué à un autre moment de la manipulation expérimentale comme CONT ligature, la nécessité d'une procédure invasive pour la livraison intramyocardique limite modèles expérimentaux possibles et présente unutres effets de la procédure (par exemple, la fibrose due à une thoracotomie). Livraison péricardique percutané des vecteurs viraux ont été rapportés, mais le site et la distribution de l'agent thérapeutique n'est pas homogène et il est difficile de commande 8. Percutanées résultats d'injection coronaires dans la répartition plus homogène de matière injectée, mais la livraison coronarienne efficace et reproductible est difficile dans des modèles murins.
Ici, nous décrivons un coffre technique d'injection intra-myocardique fermé qui permet minimalement invasive, contrôlé par l'opérateur ciblage d'agents thérapeutiques sous contrôle échographique. La technique est facile à apprendre, évite la nécessité d'une thoracotomie ou sternotomie et leurs complications expérimentales qui en découlent, et offre une plus grande flexibilité sur le calendrier et les sites d'injection intra-myocardique. Ainsi, l'injection intra-myocardique assistée échocardiographie-représente un procédé techniquement simple et très efficace de la manipulation de l'myocarde dans des modèles expérimentaux murins.
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Protocol
Toutes les étapes décrites ont été réalisées selon des protocoles approuvés par le soin et l'utilisation des animaux Commission institutionnelle de l'Hôpital pour enfants de Boston.
1 Préparation
- Faire une analyse anatomique et fonctionnelle cardiaque initiale par échocardiographie avant le début du protocole d'injection, comme la position de la sonde fixe optimale pour l'injection intra-myocardique peut ne pas donner les vues standard optimales pour délimiter l'anatomie et l'évaluation de la fonction.
- La configuration de l'injection est représentée sur les figures 1A-1C. Passer une seringue vide avec une aiguille gainée, coniques orientée vers le haut, dans la pince de la seringue (voir figure 1C) et fixer la sonde de transducteur à ultrasons dans la pince scan-tête (voir figure 1B). Desserrer le joint de verrouillage à billes de serrage à tête de balayage (figure 1B) et à manipuler l'orientation de la sonde de façon à ce qu'il soit aligné parallèlement à l'axe de l'aiguille. Fixer la numérisationposition de la tête en serrant le joint de verrouillage pince balle scan-tête.
REMARQUE: Pour l'injection chez la souris adulte, une aiguille G 30 avec un 1 dans / 2,5 cm de longueur est optimale. Une seringue de 1 ml peut être utilisée pour de plus grands volumes, tandis que d'une seringue étanche aux gaz peut être utilisé pour un contrôle plus précis de petites quantités (5 à 10 pi). - Appliquer le gel échographique généreusement à la pointe de la sonde avec une spatule pour couvrir la tête le long de son intégralité. Dégainer l'aiguille avec précaution et utiliser l'aiguille monter contrôles pour faire avancer l'aiguille directement sous le transducteur et dans le gel de l'échographie pour la visualisation. Faire des ajustements mineurs à l'aide de l'aiguille de contrôle de montage de sorte que l'aiguille est visualisée clairement sur toute sa longueur sur l'image échographique. Si le capteur est correctement alignée parallèlement à l'aiguille à l'étape 1.4, puis l'aiguille doit rester dans le plan de formation d'image tel qu'il est avancé et retiré au moyen du bouton de commande d'injection (Figure 1C).
- Dans les étapes suivantes, ne pas déranger la nécessitéle / transducteur alignement horizontal en déplaçant sur l'axe horizontal. Au contraire, cibler des zones spécifiques du cœur pour injection en changeant la (axe des y) en position verticale de la monture d'aiguille et en déplaçant la plate-forme d'animal.
- Déplacer le transducteur à partir de la plate-forme supérieurement animale en utilisant le contrôle de la hauteur de balayage (figure 1B) pour permettre le placement subséquent de la souris anesthésiée sur la plate-forme d'animal. Cela ne va pas perturber l'alignement de l'axe des x du capteur à l'axe longitudinal de l'aiguille.
- Retirez la seringue qui a été utilisé pour l'alignement de l'attache de la seringue et la jeter avec précaution. Chargez la nouvelle aiguille et la seringue à l'injecter dans le volume cible finale, permettant à l'espace mort dans l'embout de la seringue. Soyez prudent pour éliminer les bulles d'air. Placer la seringue dans la bride de la seringue sans ajuster l'alignement de l'axe des x. Rétracter complètement la seringue en utilisant la commande d'injection.
REMARQUE: Pour des fins de formation initiale, l'utilisation du bleu Evanscolorant (1%), Trypan bleuissement (0,4%) ou d'une suspension de microsphères fluorescentes que le produit injecté peut aider l'opérateur à confirmer la compétence et le succès de l'injection ciblée.
2 Injection
- Tournez sur la plaque chauffante intégrée de la plate-forme de chauffage et le régler pour 37 ° C. Placez la plate-forme des animaux à 180 ° de l'orientation de l'imagerie habituelle, avec la pince anesthésie tuyau et la tête de l'animal le plus proche de l'opérateur. Cela permet au coeur (sur le côté gauche de la poitrine) soit ipsilatéral à la bride de la seringue et l'aiguille. Remarque: dans le sens horaire des ajustements mineurs de rotation supplémentaires à la plate-forme de l'animal peut être nécessaire d'orienter correctement le coeur de l'avion parasternale petit axe de formation d'image qui sera utilisée pour l'injection (Figure 2A).
- Préparer souris pour échocardiographie comme indiqué précédemment 9. Anesthésier les souris dans une chambre d'induction avec 2% d'isoflurane. Enlever les poils de la poitrine avec les cheveux crème de suppression d'unD appliquer gel lubrifiant pour les deux yeux pour éviter le dessèchement de la sclérotique.
- Soulevez le capteur en utilisant l'analyse de contrôle de la hauteur de la tête (figure 1B). Placer le décubitus dorsal de souris anesthésiées au sommet de la plate-forme de l'animal avec son museau chauffé à l'intérieur d'un cône de nez délivrant 1-3% d'isoflurane (figures 2A-2B). Insérez délicatement une sonde rectale et la bande des quatre pattes pour les électrodes de l'ECG, l'application de gel d'électrode pour contact électrique.
REMARQUE: Un niveau approprié de l'anesthésie doit être assurée pour le traitement humain de l'animal. Il devrait y avoir aucune variation de la fréquence cardiaque et l'absence de réponse de mise en place de l'aiguille à travers la paroi thoracique. Intégrés de contrôle de température de l'homéostasie de la plate-forme des animaux doivent être utilisés pour maintenir la normothermie (37 ± 0,5 ° C), que l'hypothermie se traduira par une bradycardie relative, dilatation ventriculaire, et une gêne éventuelle. - Une fois que la souris est bien fixé sur la plate-forme d'animaux, de réduire le transducteur sur la depilapoitrine Ted utilisant le balayage contrôle de la hauteur de la tête (figure 1B). La configuration de l'échographie optimale pour l'injection est pour le cœur à être visualisée à court orientation de l'axe parasternale, selon la technique échocardiographique standard. Tournez la plate-forme animale 20-30 ° vers la droite pour obtenir la fenêtre acoustique optimale pour injection dans le plan d'imagerie du petit axe (Figures 2A et 2B). Remarque: Vous pouvez injection peut être réalisée à partir d'une orientation à long axe parasternale par rotation anti-horaire de la plate-forme animale (figure 2C).
- Utilisez les commandes de réglage de la plate-forme d'origine animale pour ajuster le champ de vision et pour cibler un site d'injection souhaité dans le myocarde ventriculaire gauche. Pan de va-et-vient à partir de l'apex à la base du coeur à une cible, le lieu d'injection souhaité dans le myocarde ventriculaire gauche (figures 3A-3C). Remarque: La vue à court axe parasternale midpapillary (figure 3A) propose reproducible des sites qui permettent l'imagerie de suivi du site d'injection. Remarque: Vous pouvez également, la vue parasternale grand axe peut être utilisé pour cibler un site d'injection prédéfini (figure 3D).
- A partir de la seringue dans la pince de la seringue entièrement rétractée, progresser lentement la seringue vers la poitrine de l'animal en tournant la commande d'injection dans le sens horaire (figure 4A). Pour permettre une visualisation à ultrasons claire à la fois le cœur et la pointe de l'aiguille à l'approche de la poitrine, d'utiliser beaucoup de gel à ultrasons sur le côté gauche de la poitrine et d'optimiser la fenêtre acoustique en fixant un large champ de vision sur les contrôles d'échocardiographie. Réglez le point / zone focale sur le site cible pour injection. Des ajustements mineurs à l'aiguille monter contrôles peuvent optimiser l'image de l'aiguille sur toute sa longueur.
REMARQUE: Certains appareils à ultrasons ont une fonction de logiciel de guidage de l'aiguille à s'étendre le long d'une ligne numérique de l'axe longitudinal de l'aiguille à travers le myocarde cible(Figure 4B). Un tel logiciel peut être utile mais n'est pas indispensable. - Avec l'animal sous sédation appropriée (1-3% d'isoflurane mélangé à 0,5-0,8 L / min de 100% d'oxygène), avancer l'aiguille à travers la paroi thoracique de la souris et dans le myocarde, en observant attentivement la position de la pointe de l'aiguille biseautée du tout fois. Arrêter l'avancement lorsque la pointe de l'aiguille est à l'intérieur du myocarde de la cible (figure 4C). L'ensemble pointe biseautée doit être solidement dans le myocarde, afin d'éviter la fuite à injecter dans l'espace péricardique.
- Lorsque la pointe est à l'endroit désiré, livrer le produit à injecter en poussant sur le piston de la seringue. Livrer le produit à injecter lentement, sur 5-30 sec (en fonction du volume d'être livré). Jusqu'à 50 pi de produit à injecter peuvent être livrés sans compromettre la fonction ventriculaire. Un aspect de echobright transitoire pour la région du myocarde injecté peut être évident après l'injection réussie. Une brève période (en secondes) de bradycard rapportia est parfois noté avec injection dans le myocarde et résout rapidement.
- Une fois que le produit injecté a été administré, retire immédiatement l'aiguille en rotation anti-horaire du bouton de commande d'injection. La souris doit être maintenu sous anesthésie pendant plusieurs minutes d'observation échocardiographie pour confirmer la fonction ventriculaire préservée et aucune complication postopératoire. Si cela est indiqué, de multiples régions du myocarde peuvent être injectés en série par le repositionnement de l'angle d'approche de l'aiguille par un réglage de la plate-forme d'animal. Après injection intra-myocardique, la souris est placée dans une cage sur son propre et on le laisse récupérer de l'anesthésie en observation.
- Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu'il a repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. Ne retournez pas un animal qui a subi l'injection intra-myocardique à la compagnie d'autres animaux jusqu'à guérison complète. La cage doit être placée sur un coussin thermorégulée avec ready disposition de l'alimentation en eau et de la souris. Inconfort postopératoire n'est pas prévu et l'échec de reprendre correctement le comportement normal peu de temps après l'intervention suggère une complication potentielle (voir Discussion).
- Prenez soin de l'aiguille immédiatement après la fin de l'injection intra-myocardique afin de minimiser les risques de blessures d'objets tranchants à l'opérateur ou des tiers. Réutilisation d'une aiguille peut entraîner émoussement de la pointe qui rend plus difficile de percer le myocarde et entraîne un risque plus élevé de complications.
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Representative Results
Injection intra-myocardique murin de bleu de méthylène ou des microsphères fluorescentes
L'injection de colorant bleu Evans est utile à des fins de formation. Peu après l'injection, l'euthanasie la souris et enlever le coeur de visualiser la localisation du colorant bleu injecté. Figure 5 montre un exemple d'une injection réussie, avec un colorant bleu d'infiltration du myocarde au niveau du muscle mi-papillaire (figure 5A, dans la région enfermée par la ligne pointillée). Colorant bleu Evans se lave sur le tissu en quelques heures. Pour plus de marquage de l'emplacement d'injection permanente, les microsphères fluorescentes qui restent indéfiniment au niveau du site d'injection peuvent être utilisés. Figures 5C à 5F illustre plusieurs cibles d'injection en antérieur et postérieur gauche parois ventriculaires.
Injection adénovirus dans le myocarde
Pour visualiser la livraison de l'adénovirus de myocarde par le guide de l'échographieinjection d, nous avons injecté un adénovirus dans lequel le 10 lecteurs expression des cardiomyocytes spécifique de la troponine T de rat de promoteur de mammifère codon optimisé Cre 11. Le domaine de la recombinaison médiée par Cre a été déterminée en utilisant des souris Rosa26 MTMG, dans lequel Cre recombinaison s'éteint protéine fluorescente rouge (RFP) et tourne sur la protéine fluorescente verte (GFP). Une seule injection de 50 ul de virus (2,8 x 10 9 unités infectieuses / ml) régional activé l'expression de GFP dans les 7 jours suivant l'injection (figure 6). Certains infiltration myocardique régionale le long des plans de tissu au-delà du site initial de l'injection est apprécié dans les images sectionnées.
Installation d'injection Figure 1. guidée par échographie. A) Vue d'ensemble d'un système ferroviaire intégré, qui permetalignement de la seringue d'injection et échographie tête. B) échographie de contrôle de la tête de balayage. La tête de balayage est verrouillé en position, alignée à la seringue d'injection. Le champ de vision est ajustée en déplaçant les animaux plate-forme. C) Contrôle de seringues d'injection.
Figure 2: le positionnement optimal de la souris sur la plate-forme de l'animal pour l'injection de l'aiguille guidée par ultrasons. A) Orientation de la plate-forme de l'animal, l'aiguille et le transducteur pour injection intra-myocardique du plan d'imagerie à court axe. B). Gros plan de la trajectoire de l'aiguille sous le champ de vision du capteur par une généreuse quantité de gel à ultrasons qui passe dans la cavité thoracique . C) orientation de la plate-forme de l'animal, l'aiguille et le transducteur pour inje intramyocardiquection dans le plan d'imagerie grand axe parasternale.
Figure 3 images échographiques représentatifs du myocarde pour le ciblage dans les plans à court et à long axe axe parasternales. AC) images de petit axe du ventricule gauche au niveau du milieu des muscles papillaires (A), sous les muscles papillaires (B) et l'apex du cœur (C). D) l'image de l'axe long démontrer injection intramyocardique dans la paroi antérieure du ventricule gauche. Les flèches mettent en évidence la position de la tige de l'aiguille.
Figure 4 images représentant échocardiographie 2D. A) B) fonction guidage d'aiguille de recouvrement alignés le long du grand axe de l'aiguille et la prévision d'un parcours (ligne pointillée verte) à travers le myocarde antérieur. C) Injection du myocarde avec biseau de l'aiguille enterré dans la paroi du myocarde antérieur.
Figure 5 Marquant le site d'injection avec du bleu d'Evans ou microsphères fluorescentes. Injection intra-myocardique de colorant bleu dans la paroi du myocarde antérieur. A) de la section transversale du coeur au niveau des muscles midpapillary, démontrant l'infiltration du colorant 30 min après livraison intramyocardique à l'ventricule gauche. B) Visible du site de ponction de l'aiguille sur la surface latérale gauche du myocarde. C, D) myocarde murin montrant microbilles rouges fluorescents 7 jours après l'injection intra-myocardique séparé dans les parties antérieure et postérieure du ventricule gauche parois. E, F) Gauche myocarde ventriculaire coupe au milieu du muscle papillaire dans le plan transversal du coeur d'un dépôt de microbilles de démontrer fluorescents rouges. Microbilles dispersées à travers la surface de coupe sont dus à la dispersion dans le tampon pendant et après la découpe du coeur avec une lame de couteau.
Figure 6 de marquage fluorescent de la paroi antérieure du myocarde d'un coeur Rosa26 MTMG après une seule injection intra-myocardique de TNT-CIFRAdénovirus. A) La microscopie optique de la paroi antérieure du cœur toute murin 7 jours après l'injection d'adénovirus régionale. B) de l'image fluorescente (EGFP) dans le même coeur démontrant livraison réussie et la transduction du myocarde par un vecteur adénoviral. C, D) Coupe transversale à la niveau du muscle papillaire mi-, ce qui montre l'étendue de la région de la transfection d'une seule injection intra-myocardique de l'adénovirus (50 pi de 2,8 x 10 9 unités infectieuses / ml).
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Discussion
Biologiques peuvent être livrés au myocarde par injection directe intramyocardique, injection intrapéricardique, ou l'administration indirecte via la circulation sanguine. Cellulaires récents essais de thérapie dans les modèles d'infarctus du myocarde ont décrit une approche de thoracotomie ouverte à la prestation de injectat 12-14. Un facteur important dans le succès d'une intervention thérapeutique infarctus repose sur le choix de la voie d'accouchement. La dose la plus élevée locale de biologique est réalisée par la remise intramyocardique 15,16. Injection intra-myocardique sous visualisation directe est la méthode la plus simple et permet à l'administration ciblée dans le myocarde 17. Cependant, cette méthode est également la plus invasive, car elle nécessite l'ouverture de la cavité thoracique et péricardique pour exposer le myocarde cible 18. Une partie du cœur, telles que sa face dorsale, ne sont pas facilement visualisés et injectés en utilisant cette méthode. L'envahissement de la Procedure limite également les horaires potentiels de dosage thérapeutiques. Ici, nous décrivons une technique techniquement simple, fiable et reproductible pour offrir des produits biologiques ou des médicaments sous ultrasons-conseils en toute sécurité par injection intra-myocardique percutanée, sans la morbidité et les contraintes de l'exposition de thoracotomie chirurgicale. Dans plus de 150 souris injectées à ce jour, après la compétence technique initiale a été obtenue, le taux de mortalité périopératoire était inférieur à 5% lorsque moins de quatre sites du myocarde ont été la cible à un moment donné. Le volume total de produit d'injection allant jusqu'à 200 pi ont été étonnamment bien tolérés par le cœur murin. Le myocarde antérieur se prête bien en tant que cible pour injection, étant donné l'orientation parallèle de cette région du myocarde à l'axe longitudinal de l'aiguille, l'aiguille permettant de rester dans le muscle du cœur de manière plus sécurisée. Il est important que l'opérateur de visualiser l'ensemble de pointe biseautée dans le myocarde avant l'injection, car cela assure une prestation complète de la machctate sans fuite dans le tissu environnant. Soins pour assurer la pointe de l'aiguille reste toujours visible dans le myocarde est également critique pour injection infarctus du succès. Lors de la pratique avec un colorant bleu Evans, l'injection par inadvertance dans la chambre ventriculaire entraîne chez la souris développe rapidement une teinte bleue visible plus clairement dans la peau épilée. Il est également intéressant de noter que l'insertion de l'aiguille à travers la paroi thoracique est déterminée uniquement par l'image ultrasonore affichée du myocarde cible prévue et non par des points de repère anatomiques de la surface de la souris. Pour un échographiste expérimenté, la compétence en injection intra-myocardique peut être raisonnablement atteint après l'entraînement sur 4-5 tentatives.
Comme l'aiguille passe à travers la paroi de la poitrine, il doit passer à travers l'espace intercostal. Il n'est pas rare d'avoir à apporter des modifications mineures au plan d'imagerie fois à travers l'espace intercostal bien garder la pointe en biseau à la vue. Thest habituellement accompli par des ajustements mineurs de la plate-forme d'animaux ou les contrôles de seringues d'injection. Les modifications mineures doivent être effectuées une fois l'aiguille à travers la cage thoracique, mais avant il a passé dans le myocarde pour éviter la lacération du myocarde et les traumatismes répétés de manipulation de pointe de l'aiguille. Pour minimiser le risque de hémopéricarde, l'objectif devrait être d'entrer dans le cœur que quelques fois nécessaires pour effectuer la livraison de produit à injecter. Bien que la technique décrite est pour injection intra-myocardique dans le plan du petit axe du cœur, il est également possible d'injecter dans le plan de grand axe parasternal du coeur par simple réglage de la plate-forme de l'animal pour s'aligner avec ce plan (figure 2C) et la redirection l'aiguille pour entrer la cible de myocarde (figure 3D).
Le succès injection intra-myocardique peut être confirmée par l'utilisation d'un colorant indicateur suivi par examinat pathologique immédiation du cœur de souris injectée. Injection d'une suspension de microsphères fluorescentes restera indéfiniment au site d'injection et peut être administré de façon concomitante avec un autre agent pour marquer la zone ciblée. La souris est euthanasié utilisant du dioxyde de carbone inhalé par un personnel formé par des protocoles institutionnels de manipulation des animaux. L'examen de la surface du cœur va révéler la région injectée, et découper le cœur avec une matrice de coeur donnera sections qui permettront de démontrer la région injectée. Lorsque l'injection et / ou l'imagerie répétée de la même région de l'infarctus est souhaitée dans le temps, il est avantageux d'utiliser des plans de formation d'image standard et de cibler des repères anatomiques reproductibles. Par exemple, il est commode d'utiliser le plan d'imagerie de l'axe court à une cible, le ventricule gauche au niveau du muscle midpapillary (figure 3A). La complication la plus grave est le potentiel infarctus lacération / rupture et l'hémorragie consécutive et / ou hémopéricarde. Le risque de thest complication augmente avec passages répétés de l'aiguille (quatre ou plus) à travers le myocarde, l'injection rapide du bolus fluide, la réutilisation d'un bout de l'aiguille émoussée, et l'utilisation de la souris plus petites (moins de 15 g) chez la souris. Si plusieurs cibles à l'intérieur du myocarde sont injectés en série (paroi antérieure, la paroi latérale ou la paroi inférieure), il est optimal pour atteindre cet objectif en trois passes ou moins de l'aiguille à travers le myocarde pour réduire le risque de complications procédurales. Les parois latérales de gauche myocarde ventriculaire peuvent être injectés en même temps avec un seul passage de l'aiguille à travers la paroi thoracique (Figures 5E et 5F) comme ils s'alignent parallèlement les unes aux autres mais tout autre objectif de la paroi du myocarde, il faudra ré-insertion de l'aiguille à travers le paroi thoracique après ajustement de l'angle de l'aiguille. La souris ne doit pas être oversedated bradycardie (moins de 400 battements par minute) peut augmenter le volume de fin de diastole et de réduire considérablement l'épaisseur de la paroi du myocarde. Notreexpérience est pour les souris de se remettre de la procédure rapidement et à ambulate dans leurs cages à quelques minutes de récupération de l'anesthésie. Complications, si elles se présentent, sont brusques et se produisent au moment de l'intervention.
Bien que ce protocole est rédigé pour l'injection intra-myocardique, une légère modification de la position finale de pointe de l'aiguille permet à l'opérateur de cibler injection dans la circulation sanguine de la cavité ventriculaire gauche pour la livraison artérielle systémique d'un agent. Tirer sur le piston de la seringue peut confirmer si la pointe conique est dans la chambre ventriculaire gauche (sang riche en oxygène aspiré) ou dans la masse de muscle myocardique. Avec des vecteurs viraux hautement efficaces et spécifiques d'organes d'aujourd'hui, en particulier un 9 vecteur adéno-associé de sérotype du virus avec un promoteur spécifique cardiaque, un enquêteur peut adapter cette technique comme une alternative à rétro-orbitaire injection ou veine de la queue pour obtenir la livraison sécurisée d'un haut la charge virale dans le coronariencirculation, avec une absorption réduite de premier passage par le foie. Dans le modèle murin postinfarct chronique, le myocarde cicatrices et fibrotique peut pas se prête bien à l'injection intra-myocardique compte tenu de la cible à paroi mince résultante l'opérateur doit enterrer le bout de l'aiguille. Cependant, les régions de la zone frontière de myocarde devrait être prête à l'injection intra-myocardique et fenêtres acoustiques après thoracotomie sont plus que suffisantes pour la réussite de guidage échographique.
Guidée par échographie, l'injection intra-myocardique dans des modèles animaux représente un bien toléré, méthode efficace et très peu invasive, et techniquement simple à la prestation des agents biologiques au myocarde. Cette technique peut être facilement utilisé pour la livraison réussie des vecteurs de gènes ou des thérapies à base de cellules en un point quelconque de la durée de l'essai dans un modèle murin, y compris les procédures d'après thoracotomie antérieure. Connaissance et la compétence avec l'équipement et la procédure d'injection acquisition seraassurer le succès ultérieur dans des modèles expérimentaux.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Vevo 2100 ultrasound imaging system | Visualsonics | ||
| Vevo Integrated Rail System III | Visualsonics | ||
| Microscan MS400 transducer | Visualsonics | ||
| Microscan MS550D transducer | Visualsonics | ||
| PrecisionGlide needles | BD | 305128 | 30 G x 1 in/2.5 cm |
| 1 cc slip tip syringe | Exel International | 26048 | or equivalent |
| Gastight 50 μl glass syringes | Hamilton | 1705 | |
| Trypan blue stain (0.4%) | Gibco | 15250 | or equivalent |
| Isoflurane | Baxter | AHN3640 | or equivalent |
| Aquasonic 100 | Parker Laboratories | (01-08) | or equivalent |
| Polystyrene microspheres (red fluorescent) | Life Technologies | F-8842 | or equivalent |
References
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