Summary
כדי לשפר את הידע של היווצרות neotissue תאית ומולקולרית שלנו, מודל עכברי של TEVG פותח לאחרונה. השתלים הושתלו שתלי כחציצת וריד נבוב infrarenal בעכברי C57BL / 6. מודל זה משיג תוצאות דומות לאלה שהושגו בחקירה הקלינית שלנו, אבל לאורך זמן כמובן הרבה מקוצר.
Abstract
פיגומים מתכלים נזרעו עם תאים חד גרעיניים מח עצם (BMCs) משמשים לעתים קרובות לניתוח שחזור לטיפול בחריגות לב מולדת. התוצאות הקליניות ארוך הטווח הראו שיעורי patency מצוינים, עם זאת, עם שכיחות משמעותית של היצרות. כדי לחקור את המנגנונים התאיים ומולקולריים של היווצרות neotissue כלי דם ומניעת התפתחות היצרות שבתלי רקמה מהונדסות כלי דם (TEVGs), פיתחנו מודל עכבר של השתל עם כ 1 מ"מ קוטר פנימי. ראשית, TEVGs הורכבו מפיגומים צינורי מתכלים מפוברק מלא ארוג חומצת polyglycolic הרגיש רשת מצופה עם קופולימר ε-caprolactone ו-L-lactide. הפיגומים לאחר מכן הושמו בlyophilizer, ונשאבים ל24 שעות, ומאוחסנים בתא ייבוש עד זריעת תאים. שנית, מח עצם נאסף מעכברי תורם ותאים חד גרעיניים היו מבודדים על ידי צנטריפוגה שיפוע צפיפות. שלישית, כמיליון תאים היוזורעים על פיגום וטופחו O / נ לבסוף, פיגומי seeded היו אז מושתלים כמו שתלי חציצת וריד נבוב infrarenal בעכברי C57BL / 6. השתלים המושתלים הפגינו patency מצוין (> 90%) ללא עדות לסיבוכים תרומבואמבוליים או היווצרות aneurysmal. מודל עכברי זה יסייע לנו בהבנה וכימות מנגנונים התאיים ומולקולריים של היווצרות neotissue בTEVG.
Introduction
מומי לב מולדים הם מצבים חמורים המשפיעים על כמעט 8% מלידות חיות בארצות הברית. כ 25% מתינוקות עם מומי לב מולדים או 2.4 ל -1,000 לידה חי, דורשים טיפול פולשני בשנה הראשונה לחייהם 1. הטיפול היעיל ביותר למחלת לב מולדת הוא ניתוח שחזור. למרבה הצער, סיבוכים הנובעים מהשימוש של צינורות כלי דם זמינים כרגע הם הגורם המשמעותי ביותר לתחלואה ותמותה לאחר ניתוח.
כדי לטפל בבעיה זו, פיתחנו את השתלים הראשונים רקמות מהונדסות כלי דם (TEVGs) לשימוש קליני 2. TEVGs נבנו מצינורות פוליאסטר מתכלים נזרעו עם תאי מח עצם עצמי נגזר מונונוקלארים (BM-MNCs) ומושתלים כמוליכי ורידים לניתוח לב מולדים. התוצאות הראו שיעורי patency מעולים ב1-3 שנים של מעקב, אך עם שכיחות משמעותית של היצרות
מודל החציצה העכברי IVC נאמנות סכם התהליך של neovessel היווצרות המתרחשת בבעלי חיים ובבני אדם גדולים, אבל מעל כמובן זמן קצר הרבה יותר 6-9. כאן, פרוטוקול מפורט לייצור שתל בקנה מידה קטנה באמצעות פיגומים מתכלים, קצירת BM-MNC ובידוד, זריעת BM-MNC על פיגום, והשתלת שתל במודל עכברי תוארו.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
הערה: כל נהלי בעלי החיים אושרו על ידי הוועדה בבית חולים בבעלי חיים מוסדי הטיפול ושימוש של הילדים ארצי.
1. שתל ייצור
- להפוך את פתרון ε-caprolactone וP קופולימר L-lactide (לוס אנג'לס / CL) על ידי הוספת P 100mg (לוס אנג'לס / CL) ב2 מיליליטר dioxane מתחת למכסת מנוע קטר. מניחים את הפתרון במערבולת ומערבבים ברציפות במשך 1-1.5 שעה לפזר לגמרי.
- בינתיים, להסיר גיליון של חומצת polyglycolic (PGA) הרגיש מהמקפיא ולגזור כמה סעיפי 5 מ"מ x 8. גם לחתוך את קצה פיפטה μl .1-10 בדיוק מעל המסנן.
- הכנס מחט 19 G (1.5 אורך) לקצה הדיסטלי של קצה pipet ולעטוף את PGA הרגיש סביב המחט באמצעות מלקחיים מיקרו.
- לדחוף בזהירות את הלבד לקצה הדיסטלי של קצה pipet, שבו לומן הוא ישר מהחלק הפרוקסימלי, באמצעות מחט 18 G בוטה, בעוד מחט G 19 מוכנסת לתוכו.
- פיפטהפתרון 40 P μl (CL / לוס אנג'לס) לקצה פיפטה מלמעלה. PGA להרוות הרגיש עם הפתרון. ואז לדחוף את בועות אוויר באמצעות מתקן פיפטה. חזור על תהליך זה במידת הצורך.
- שתלי מקום בצינור 50 מ"ל ולמקם אותו במקפיא -80 ° C עבור 20 דקות. ודא ראש מחטי הפנים כלפי מטה.
- העבר את הצינור לתוך lyophilizer ואבק ל24 שעות. הקפד לפתוח את המכסה של הצינור יש זרימת אוויר.
- להוציא את השתלים ולהסיר אותם מהמחטים. חותכים את שני הקצוות של השתל עוזב סעיף מ"מ ~ 5 והחזיר אותם למחטים כדי לשמור על צורתם. שמור את השתלים בייבוש.
- הנח את הפיגום תחת אור UV בO מכסה המנוע בטיחות ביולוגי / N לפני זריעת תאים.
2. קצירת תא מח העצם mononuclear ובידוד
- להרדים את העכברים עם מנת יתר של קטמין / xylazine (קטמין, 200 מ"ג / קילוגרם ו xylazine, 20 מ"ג / קילוגרם).
- עצמות הסר (עצמות ירךtibias ד) מ 3 עכברים ל10 השתלות שתל ומקום בצלחת פטרי עם 10 RPMI סמ"ק. חותכים את שני הקצוות של העצמות ומח עצם סומק באמצעות מזרק עם מחט 25 G לתוך צלחת פטרי חדשה עם 3 RPMI סמ"ק. לאסוף מח עצם ופתרון RPMI בצינור סמ"ק 15 ולשטוף את צלחת פטרי עם RPMI 2 סמ"ק נוסף כדי לאסוף את שארית BM.
- קח לדוגמא (5-10 μl) וספירת תאים באמצעות מונה תא אוטומטי או hemocytometer. רשום את התוצאה.
- שים 5 Ficoll סמ"ק בצינור 15 צנטריפוגות סמ"ק ולהוסיף מח עצם ופתרון RPMI. להוסיף את הפתרון מאוד בעדינות כדי למנוע ממנה הערבוב עם Ficoll.
- צנטריפוגה ב528 XG במשך 30 דקות עם "בלם לא" ב24 ° C.
- הסר את השכבה הוורודה העליונה. לאסוף את איור האמצע ברור שכבת 1, המהווה את שכבת MNC, ולדלל אותו עם PBS 1:1.
- צנטריפוגה פתרון MNC לדלל ב528 XG 10 דקות ב 24 ° C.
- הסר את supernatant ודיאוטה גלולה עם 5 מיליליטר PBS.
- צנטריפוגה פתרון גלולה ב528 XG 10 דקות ב 24 ° C.
- הסר את supernatant. לדלל את הכדור עם הנפח המתאים של RPMI (~ μl 200).
- קח לדוגמה μl 5-10 ולספור תאים באמצעות מונה תא אוטומטי או hemocytometer. רשום את התוצאה. חזור על התא לספור עוד פעם אחת ולחשב את המספר הסלולרי הממוצע.
- לדלל ריכוז תא ל1,000,000 cells/10 μl באמצעות RPMI.
3. זריעת תאים
- פיגום Prewet ידי הוספת 5 μl RPMI luminally למשך 5 דקות, ולאחר מכן להסיר RPMI.
- הוסף 10 תאי מח עצם μl נגזרים מונה גרעיניים בRPMI מהשלב 2.12 ללום פיגום ולחכות 10 דקות כדי לאפשר לתאים לצרף אל הגרדום.
- חותכים מחט 19 G לאורך 1 סנטימטר והכניס את המחט לתוך לומן של הפיגום כדי לשמור על צורתו של הפיגום. הנח את הדוגמא בצלחת 24 גם. </ Li>
- הוספת 1,000 μl RPMI לכל היטב דגירה O / N באינקובטור.
4. שתל השרשה
- החיטוי כל הכלים הניתוחיים לפני הניתוח: X 1 מספריים בסדר, מלקחיים מייקר 3x, מלחציים כלי דם מיקרו 2x, מלקחיים החלת מהדק 1x, בעל מחט מייקר 1x, מספריים אביב 1x, מפשק 1x.
- 6-8 שבועות נקבה בת C57BL / 6 משמשים כמקבלי שתל כלי דם רקמות מהונדסות. הסר את העכבר מהכלוב שלה ולשקול אותה, ולאחר מכן להרדים באמצעות זריקת intraperitoneal לרבע ימני התחתון של הבטן עם קוקטייל קטמין / xylazine (קטמין, 100 מ"ג / קילוגרם ו xylazine, 10 מ"ג / קילוגרם). Ketoprofen (5 מ"ג / קילוגרם, IP) משמש כמשכך כאבים טרום הרדמה.
- בדוק את הרמה של הרגעה על ידי צביטת סיפור, ולאחר מכן קליפ שיער הבטן. לשמן את העיניים עם משחת עיניים סטריליות, ומניח את העכבר בעמדת recumbence גב על כרית. לחטא את הבטן עם רפידות בטאדין ואלכוהול. שיתוףVer העכבר עם וילון סטרילי ולחשוף את אזור החתך בלבד.
- לעשות חתך פיום בטן קו האמצע מלמטה xyphoid לאזור suprapubic, ולהכניס את מפשק שמירה עצמית. עטוף את המעיים בגזה טבול מלוחה. בוטות להגדיר את אב העורקים infrarenal ווריד נבוב.
- הנח שני חבקים בכלי דם מיקרו משני צדדים הפרוקסימלית ומ דיסטלי של קאווה אב העורקים ונבוב אז בבוטות להפריד את אב העורקים מהווריד הנבוב Transect הווריד הנבוב. במידת צורך, ולקשור את הענפים של אב העורקים בבטן עם 10-0 תפרי monofilament על מחטים מחודדות.
- להשתיל שתל נחותה וריד נבוב חציצה עם קצה הפרוקסימלי ודיסטלי לסיים anastomoses באמצעות תפר 10-0 סטרילי. חתוך את השתל, בדרך כלל 1-2 מ"מ, תלוי על האנטומיה של העכבר. אבטח את השתל עם תפר אחד משני קצוות הפרוקסימלית ומ דיסטלי ולהתחיל לתפור ברציפות עם 4-5 stiches מהצד השני של השתל האחר. לאחר שסיימתי את הצד הקדמי, להפוך את מהדק ושתליםלצד השני ותפר את הצד האחורי של השתל. במהלך השתלה, שטוף את השתל עם פתרון הפרין לעתים קרובות כדי למנוע פקקת חריף.
- הסר את המהדק הפרוקסימלית ולשלוט בדימום על ידי הפעלת סוכן hemostat אקטואלי נספג סטרילי. כאשר הדימום מפסיק לחלוטין, להסיר את מהדק דיסטלי ולשלוט בדימום באותו אופן. הפוך זורם דם בטוח באמצעות השתל.
- סגור את השרירים ועור הבטן בשתי שכבות באמצעות תפר monofilament 6-0 פוליאמיד השחור עם מחט מושחל כלולה.
- הזרק 0.5 מיליליטר תת עורי מלוח ומניח את העכבר בכלוב התאוששות על כרית חימום עד שהעכבר הוא נייד באופן מלא. עם ההתאוששות, להחזיר את העכבר לכלוב חדש עם מצעי נייר. תן משככי כאבים (איבופרופן, 30 מ"ג / קילוגרם, מי שתייה) ל48 שעות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
סכמטי של השתלת TEVG מוצגת באיור 1. מח העצם היה שנקטפו מן עכבר תורם ותאים הגרעיניים מונו בודדו באמצעות צנטריפוגה צפיפות ולאחר מכן זורעים על פיגום מתכלה. פיגומי seeded הודגרו O / N ומושתל לעכבר נמען כשתל חציצה נחותה וריד נבוב.
איור 2 ממחיש את מיקרוסקופ האלקטרונים סורק של פיגום PGA-P (CL / לוס אנג'לס). הקוטר הפנימי כ 1 מ"מ ועובי הקיר היה כ 0.17 מ"מ. נקבוביות סה"כ היה 78.5% ומתכוונים לגודל נקבובית היה 45.4 ± 17.6 מיקרומטר.
התמונה הגולמית של TEVG התערב לIVC של עכברי C57BL / 6 מוצגת באיור 3. מייד לאחר השתלה (א) ו 2 שבועות לאחר ההשתלה (ב '). (ג) מראה את התמונה הגולמית של IVC ילידים בהשוואה. ניתן לראות כישתל היה מלא בneotissue, עם זאת, זה עדיין שמר את הצורה של השתל המקורי. התוצאה הקודמת שלנו הראתה שסך השפלה שתל לוקחת עד 12 שבועות 10.
תמונת דופלר אולטרסאונד B-mode וצבע של 2 שבועות הושתלו TEVG איורים 4A-B להראות patency מהשתלים המושתלים. תמונת IVC האם נוספה להשוואה (איור 4, C). זריעת תאים השתפרו patency של השתל באופן משמעותי, patencies ב2 שבועות לשתלי unseeded וזורעים 65% ו91%, בהתאמה (p <0.05, המבחן המדויק של פישר).
איור 5 מראה את החדירה לתא ותצהיר מטריצה תאית בTEVG לאחר 2 שבועות של השתלה. שתלי explanted מוכתמים בצביעת H & E הראו היווצרות neotissue לאורך השתל והשאריות של חומר פיגום (). אידישע הארץ וכתם Trichrome של מסון הראו בתצהיר של אלסטין ב שכבת timal (B) וקולגן בשכבה המדיאלי (C). רירית תא האנדותל נצפתה לאורך כל שכבת intimal (ד ') ותאי שריר חלק ומחוברות היו נוכחים לאורך כל TEVG, במיוחד מתחת לEC רירית (ה'), כפי שמוצגים על ידי CD31 ומכתים αSMA, בהתאמה. עד השבוע לאחר ההשתלה השני, חדירת מקרופאג הייתה ברורה, כפי שעולה עם מכתים F4/80 (F).
. תאים גרעיניים מונו מח עצם איור 1. סכמטי של השתלת TEVG נבצרו מעכבר תורם, זורעים על פיגום מתכלה, ולאחר מכן הושתלו שתל כחציצת IVC לעכבר נמען.
דק page = "תמיד"> 
תמונות מיקרוסקופ אלקטרונים איור 2. סריקה של פיגום. הקוטר החיצוני הממוצע היה 1.45 מ"מ, קוטר luminal היה 1.1 מ"מ, והאורך היה 3 מ"מ.
איור 3. מושתל TEVG לאחר 2 שבועות וIVC ילידים. א) מייד לאחר השתלה, ב 2) שבועות לאחר השתלה, ו-C) IVC האם לשם השוואה.
fig4.jpg "/>
איור 4. תמונות אולטראסאונד 2 שבועות וIVC ילידים. א) תמונת דופלר צבע B-Mode ו-B) של TEVG לאחר 2 שבועות. C) הילידים IVC להשוואה.
איור 5. נציג תמונות של 2 השבועות לפרסם TEVG האופרטיבי. א) H & E (לומן פנימי), ב ') אידישע הארץ (ורוד = אלסטין), Trichrome C) של Massion (הכחול = קולגן), ד') CD31 (= תא האנדותל חום), E) αSMA (= שרירים תא חלק בצבע חום), ו-F ) F4/80 (= מקרופאג חום).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
מודל העכבר של TEVG הוא כלי רב ערך כדי ללמוד מנגנונים תאיים ומולקולריים של היווצרות neotissue והפיתוח של היצרות. BM-MNC זרע הוצג בשני תמונות היסטולוגית וSEM של תאי זרע על השתל 11. יעילות זריעת תאים הוצגה גם באמצעות assay-DNA 7. שימוש במערכת מודל זה הראה שזריעת תאים מפחיתה את השכיחות של ההתפתחות של היצרות TEVG, שהייתה במצב העיקרי לכישלון בניסוי הקליני בבני האדם שלנו 3. תאי זרע נעלמו במהירות מTEVG, טוענים כי הם מפעילים ההשפעה שלהם באמצעות מנגנון 8,12 אוטוקריני. כמו כן הוכיח כי היווצרות neovessel היא תהליך התחדשות בתיווך חיסונית, וכי neovessel נובע מingrowth של תאי כלי הדם (EC וSMC) מקיר הכלי השכן על פני שטח luminal של הפיגום. יתר על כן, חדירת מקרופאג נורמלית חיונית להיווצרות neotissue כלי דם,אך כאשר התהליך הזה הוא מוגזם זה מוביל להתפתחות של 7,8 היצרות TEVG. תוצאות אלו מראות את הרלוונטיות של מודל עכבר זה למחלה אנושית. ניתן להתאים טכניקות microsurgical ליישומים וכלי דם אחרים, כולל שתלי עורקים 13 ועורק לפיסטולה ורידים.
אנחנו פועלים מעל 1,000 השתלות שתל חציצת IVC בכל שנה ושיעור התמותה הוא פחות מ -1%. להשתלת שתל מוצלחת, יש כמה נקודות חשובות להזכיר.
ראשית, הרדמה בהזרקה היא מועדפת לפעולה זו, כי יש צורך להפוך את העכבר מסביב כמה פעמים במהלך השקה. השפעת ההרדמה נמשכת בדרך כלל כשעה וכל זמן הניתוח למנתח מיקרו מיומן הוא כ 30-45 דקות, המספקת מספיק זמן כדי להשלים את הניתוח. אם החיה מתעוררת במהלך הניתוח, 0.05-0.1 מיליליטר של קוקטייל הרדמה ניתן להזריק intramuscularly.
שנית, רוב הסניפים של אב העורקים הקטנים שצריך את הגבעול כדי למנוע עודף איבוד דם תוך הפרדת IVC ואב העורקים באזור הבטן. כמו כן יש לזכור שלא לפצוע את IVC כאשר הוא מופרד מאב העורקים.
שלישית, כאשר השתל נתפר, שני התפרים הראשונים בשני הצדדים הם הצעדים החשובים ביותר של התהליך כולו. כשהם לא הניחו בזהירות, קשה להפריד בין השכבות הקדמיות ואחוריות של IVC. אם השכבות אינן מזוהות באופן ברור, יש סיכוי גבוה יותר לתפר אותם בטעות ביחד. בעוד תפירת IVC לשתל, חשוב לא ליותר למתוח את IVC, אשר יכול לגרום לקריעה. כמו כן, ודא שלא מנותק מדי IVC להחליף באותו האורך של השתל. בדרך כלל כ 1 עד 2 מ"מ של IVC הוסר להחליף 3 עד 5 מ"מ שתל בשל מתח האורך של IVC. אם באותו האורך של IVC מוסר, זה עושה anastomosis מאתגר מאוד.
הרביעית, יש מתח משמעותי להתאמץ וריאציות ביחס להיווצרות TEVG ופיתוח היצרות. לדוגמא, עכברי C57BL / 6 unseeded (סוג בר) הראו שיעור גבוה יותר של היצרות מ SCID / עכברי bg (עכברים עם מערכת חיסון חלש) 8,12. בנוסף, מהניסיון שלנו, SCID / עכברי bg הם הרבה יותר קל לתפעול בהשוואה לעכברי C57BL / 6 בשל קיר IVC נוקשה שלה 14. שמור את זה בחשבון בעת הפעלה על זן חדש של עכברים.
ייצור השתל, קצירת BM-MNC, ותהליכי זריעת תאים הם ישר קדימה, יש רק כמה תהליכים כדי להיות מודע. ראשית, לייצור השתל, זה מאוד חשוב שלא 'חבורה' הלבד בעוד לדחוף אותו באמצעות המחט הקהה 18 G. יש לנו ניסינו שיטות שונות כדי לדחוף את הלבד עד לקצה הדיסטלי של הטיפים pipet. דוחף את השתל עם מחט קהה הראה את התוצאה הטובה ביותר, על ידי רחוק. הפנימיקוטר של המחט הקהה הוא מעט גדול יותר מהקוטר החיצוני של המחט שהלבד הוא כרוך סביב. לכן, את המחט קטנה יותר יכולה בנוחות להחליק לתוך המחט קהה גדולה יותר ומורגשת לאחר מכן ניתן יהיה דחף למטה עם כמויות שווה של כוח בכל רחבי ההיקף של הלבד, המונע אגידה של הלבד. אנו הבחנו בעבר כי שתלי מקובצים הראו patency הנמוך ב 2 שבועות. כמו כן, זה הוא קריטי כדי להסיר את כל הבועות בגלל בועות יגרמו חורים על פני השטח הפיגום והדם ידלפו דרך החור לאחר השתלה. שנית, כאשר העצמות מופרדות לקציר BM-MNC, הקפד לנקות את העצם ככל האפשר ולכן הם אינם כוללים שריר או שיער יותר מדי. במידת צורך, מומלץ להשתמש במסננת רקמה לפני תהליך צנטריפוגה הצפיפות.
מודל זה של TEVG עבד גם על זרימת דם ורידית, שהיא מערכת זרימה בלחץ גבוהה ונמוך. עם זאת, במחזור דם,מערכת זרימה גבוהה ולחץ גבוהים, אנו נצפו שיעור גבוה של קרע עם שתלי PGA בשל מאפיין השפלה מהירה שלה. מה שאומר שהשתל מאבד את הכוח המבני שלה לפני neotissue מרוויח מספיק כוח להתנגד ללחץ הדם. יש לנו להשתמש חומצת polylactic (PLA) שתל בעבר, אבל הראו שכיחות גבוהה של היווצרות מפרצת. גם זה לוקח יותר מ 2 שנים כדי להתכלות לחלוטין PLA in vivo, וזה יותר מתוחלת החיים של עכברים. ליישום עתידי בטכניקות ייצור שתל זרימת דם, למשל, שתל electrospun נמצא כעת בשלבי פיתוח.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
יש המחברים אין לחשוף.
Acknowledgments
עבודה זו נתמכה, בין שאר, על ידי מענק מ-NIH (RO1 HL098228) לCKB.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polyglycolic acid (PGA) felt | Biomedical Structures | Custome ordered | |
| Pipet tip, 0.1-10 μl | Fisher Sientific | 02-707-456 | |
| Lyophilizer | Labconco | 7070020 | |
| RPMI medium 1604 | Gibco | 11875-093 | |
| Petri dish | BD | 353003 | |
| 24-well plate | Corning | 3526 | |
| 15 cc tube | BD | 352096 | |
| Ficoll | Sigma | 10831-100ml | Also called 'Histopaque' |
| DPBS | Gibco | 14190-144 | |
| Littauer bone cutter 4.5" Straight | Roboz | RS-8480 | For BM harvesting |
| Forceps 4.5" | Roboz | RS-8120 | For BM harvesting |
| Scissors 4.5" | Roboz | RS-5912 | For BM harvesting |
| Microscope | Leica | M80 | |
| C57BL/6J (H-2b), Female | Jackson Laboratories | 664 | 8-12 weeks |
| Ketamine hydrochloride injection | Hospira Inc. | NDC 0409-2053 | |
| Xylazine sterile solution | Akorn Inc. | NADA# 139-236 | |
| Ketoprofen | Fort Dodge Animal Health | NDC 0856-4396-01 | |
| Ibuprofen | PrecisionDose | NDC 68094-494-59 | |
| Heparin sodium | Sagent Pharmaceticals | NDC 25021-400 | |
| Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) | Hospira Inc. | NDC 0409-0138-22 | |
| 0.9% Sodium chloride injection | Hospira Inc. | NDC 0409-4888-10 | |
| Petrolatum ophthalmic ointment | Dechra Veterinary Products | NDC 17033-211-38 | |
| Iodine prep pads | Triad Disposables, Inc. | NDC 50730-3201-1 | |
| Alcohol prep pads | McKesson Corp. | NDC 68599-5805-1 | |
| Cotton tipped applicators | Fisher Scientific | 23-400-118 | |
| Fine scissor | FST | 14028-10 | |
| Micro-adson forcep | FST | 11018-12 | |
| Clamp applying forcep | FST | 00072-14 | |
| S&T Vascular clamp | FST | 00396-01 | |
| Spring scissors | FST | 15008-08 | |
| Colibri retractors | FST | 17000-04 | |
| Dumont #5 forcep | FST | 11251-20 | |
| Dumont #7 - fine forceps | FST | 11274-20 | |
| Dumont #5/45 forceps | FST | 11251-35 | |
| Tish needle holder/forceps | Micrins | MI1540 | |
| Black polyamide monofilament suture, 10-0 | AROSurgical Instruments Corporation | TI638402 | For suturing the graft |
| Black polyamide monofilament suture, 6-0 | AROSurgical Instruments | SN-1956 | For musculature and skin closure |
| Non-woven sponges | McKesson Corp. | 94442000 | |
| Absorbable hemostat | Ethicon | 1961 | |
| 1 ml Syringe | BD | 309659 | |
| 3 ml Syringe | BD | 309657 | |
| 10 ml Syringe | BD | 309604 | |
| 18 G 1.5 in, Needle | BD | 305190 | |
| 25 G 1 in, Needle | BD | 305125 | |
| 30 G 1 in, Needle | BD | 305106 | |
| Warm water recirculator | Gaymar | TP-700 | |
| Warming pad | Gaymar | TP-22G | |
| Trimmer | Wahl | 9854-500 |
References
- Heart Association, A. merican Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update. Circulation. 125, (2012).
- Shinoka, T., et al. Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).
- Hibino, N., et al. Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).
- Shin'oka, T., et al. Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).
- Brennan, M. P., et al. Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model. Ann Surg. 248, 370-377 (2008).
- Roh, J. D., et al. Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques. Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).
- Hibino, N., et al. Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel. The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).
- Hibino, N., et al. A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts. The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).
- Naito, Y., et al. Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation. Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).
- Naito, Y., et al. Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model. Tissue Eng. Part A. 20, (2013).
- Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter. Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).
- Roh, J. D., et al. Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).
- Mirensky, T. L., et al. Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model. Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).
- Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice. Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).
