Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Одновременные Долгосрочные Записи на двух этапах нейронов обработки своем поведении медоносных

doi: 10.3791/51750 Published: July 21, 2014

Summary

Одновременные внеклеточных долгосрочной записи с двух разных neuropiles мозга или двух различных анатомических путей были созданы в пчел. Эти записи позволяют расследование временных аспектов нейронов обработки в различных областях мозга на одного нейрона, а также на ансамбль уровне в ведет себя животное.

Abstract

В обоих млекопитающих и насекомых нейронов информация обрабатывается в разных центрах выше и более низкого порядка мозга. Эти центры связаны через конвергентных и дивергентных анатомических соединений, включая корма вперед и обратной проводки. Кроме того, информация из того же происхождения частично отправлены через параллельных путей в разные, и иногда в тех же областях мозга. Чтобы понять эволюционные преимущества, а также вычислительные преимущества этих стратегий проводки и особенно их временных зависимостей друг на друга, необходимо иметь одновременный доступ к отдельных нейронов различных путей или neuropiles в том же препарата при высоким временным разрешением. Здесь мы сосредоточимся на пчел, демонстрируя уникальную внеклеточный долгосрочный доступ для записи мульти блок деятельность на двух последующих neuropiles 1, антенной доле (AL), первой обонятельной стадии обработки и тела гриба (МБ), высшего порядка интеграции центральной инволюцииlved в процессе обучения и формирования памяти, или двух параллельных нейронных путей 2 смежных Л. с МБ. Последний был выбран в качестве примера и будут описаны в полном объеме. В опорной видео демонстрируется строительство и постоянное введение гибких многопроводная канал электродов. Парные дифференциального усиления микро проволочный электрод каналов резко снижает шум и проверяет, что источник сигнала тесно связано с положением концом электрода. Механическая гибкость используемых проволочных электродов позволяет стабильные инвазивные долгосрочной записи в течение многих часов до дней, что является явным преимуществом по сравнению с обычными дополнительных и внутриклеточных в технике звукозаписи естественных условиях.

Introduction

Медоносные пчелы, как и большинство других насекомых во многом полагаются на обоняние. Среди прочего они используют обонятельные сигналы для ориентации, спаривания, общение с особями, и собирательством. Их хорошо разработаны обонятельная система способствует богатым репертуаром учебных поведения, связанных с цветочными запах раздражители. Такое поведение может быть легко изучены в контролируемых лабораторных условиях (см. обзор 3 - 5). Их "мини мозги" (ср. 6) с их относительно небольшого числа нейронов делает пчела хорошо подходит модельный организм для изучения обонятельной кодирование и обучения в ходе мониторинга нейронной активности.

Обонятельная система у насекомых, а также у млекопитающих показывает аналогичную организацию в значительной степени (см. обзор 7,8). В пчел около 80000 нейронов рецепторов 9, расположенные в сенсилл вдоль антенн 10,11 перевести стимул окружающей запах в Neurнальных сигнал. Аксоны от обонятельных рецепторных нейронов иннервируют антенной доле (AL), который имеет клубочковой организацию, сопоставимую с позвоночных обонятельной луковице. AL включает в себя около 164 клубочков, соединенные друг с другом около 4000 местных интернейронов (LN) (см. обзор 12). Особенно в медоносной пчелы было показано недавно, что LNs обеспечить пятнистый боковое подключение и что различные субпопуляции обладают элементарные и configural обонятельные свойства кодирования 13,14. А.Л. было показано, что подразделяется на вентральной и дорсальной геми доли, явившихся основанием медиальной и боковой антенной доле тракта (м-и л-ALT; ранее назвал м-и л-APT для медиальной-и боковой антенной доле protocerebral урочищу 15 - 17). Вот новая терминология тракта введен результате недавно проведенной работы по единой номенклатуре насекомых мозга будет использоваться 18. Оба АЛТ (л-и м-ALT) объединить либо 410 (л-ALT) или 510 (м-ALT) uniglomerular Projeие нейроны (PN), соответственно 15,16,19. ПШ обоих путей недавно было показано, что код запахов в параллельном 2 (см. обзор 17,20), и оба участки синаптически образуют расширяющееся связи с Kenyon клеток (КЦ), тело гриба (МБ) основных нейронов. Каждый Мб содержит около 172 000 крон 21 - 23. МБС, как известно, участвует в интеграции стимула, обучение, а также формирования памяти. ОВБ дендриты крон формируют цветонос (стволовых гриба), который имеет два основных вывода регионы: Vertica или альфа-лепестков, а по горизонтальной или бета-доля 22,24. Выход МБ сходится к всего около 400 внешних нейронов (EN) 24. Энс ответственность за обонятельной обработки информации в основном иннервируют вентральной части вертикальной доли 22. Недавно было показано, что ЕН записанные в этой области кодирования вознаграждение запах ассоциации 25.

Временная какpects внутри обонятельной системы насекомых, а также позвоночных стали важным и значимым аспектом в качестве потенциального принципе 26 кодирования - 29. Чтобы иметь возможность одновременно записывать несколько нейронов с разных сайтов с высоким временным разрешением, мы создали двойные многоканальный методы блок записи с помощью настраиваемых многопроводная канал электроды, введенные в различных целевых регионах в обонятельной системы пчелы. Такой подход позволяет анализировать и сравнивать временной обработки в системе обоняния пчел на уровне отдельных нейронов и популяций нейронов либо между параллельными обонятельных путей, двойной обонятельной пути 2 или между различными последующих neuropils 1. Недавно с подобным экспериментальным подходом в борьбе с саранчой обонятельной системы 30, используя другую конфигурацию электродов смогли проанализировать пространственно-временной механизм кодирования для фона-инвариантной признания запаха 31. Чтнам, установленные двойные записи позволяют собирать пространственную информацию о одновременных нейронных профилей деятельности.

По сравнению с более широком пространственном выборки, полученной из изображений кальция этот метод позволяет записывать полученные только из двух пятен. Однако преимущество по сравнению с методами визуализации кальция является высокая точность временной потенциала действия записей, которые не могут быть предоставлены либо в обычной ПЗС съемки изображения или приобретения 2-фотонов. В внеклеточные электроды, описанные здесь, постоянно имплантированы и фиксированной по отношению к мозгу и головной капсулы, избегая электрода дрейф. Это является явным преимуществом по сравнению с использованием острых внутриклеточных электродов. Еще одно преимущество по сравнению с внутриклеточных записей и изображений кальция является длительное время нейронная наблюдения от многих часов до суток. Это является важной предпосылкой для расследования нейронных коррелятов формирования обучения и памяти. Дополнительные мультиблок записи более подробно изложены в разделе обсуждения.

В этой методологической обзор изготовления процедура обычай проводов дизайн электродов будет показано, взято из 32,33 и подходит для долгосрочных нескольких единичных записей в медоносной пчелы мозга. Кроме того, пример того, как эти типы электродов постоянно имплантированы на двух различных участках записи в пределах пчел обонятельной системы для записи одновременно L-и M-ALT в течение длительных периодов времени, чтобы позволить множество протоколов стимуляции показан 2. Для проверки позиций записи в качестве примера и протокол для окрашивания и записи после визуализации записи сайтов предоставляется.

Protocol

1. Электрод Строительство (рис. 1)

  1. Производство электродной адаптер, который подходит электродный интерфейсную плату коммерческого мульти систем канальный усилитель 1,2,25.
    1. Используйте маленькую оргстекла пластины приклеены к разъему базы 18 Pin.
    2. Подключите базу с 3 коротких отрезков изолированного провода до 3 отдельных пайки наконечников навинчивают на оргстекла пластины (рис. 1 А1-А3).
    3. Вставьте паз на оргстекла пластины, в которой стеклянный капилляр легко передвигаться и удерживаться на месте с помощью винта (рис. 1 В1).
    4. Расширение стеклянный капилляр около 5 мм с помощью minutien штифт.
    5. Прикрепите микро выводы электрода вдоль minutien штифта и стеклянного капилляра, чтобы гарантировать стабилизацию и поддержку.
  2. Многоканальный производство микро провод (принят от Ryuichy Окада 32,33)
    1. Размах 3 микро провода (с полиуретановым покрытием медного провода, 15Диаметр мкм) таким образом, что они находятся рядом друг с другом (рис. 1 В2).
    2. Используйте 12 V пайки иглу распространять тонкую пленку с низкой температурой плавления зубных слепков (50 ° C) частично по проводам, чтобы склеить их вместе (конец электрода) (рис. 1 В3). Оставьте на несколько сантиметров слабины (конец электрода), а этот раздел будет использоваться в дальнейшем для подключения микро провода с адаптером электрода.
  3. Подключите многоканальный микро провод к адаптеру электрода
    1. Снимите стеклянный капилляр из держателя и приложите его с minutien штифта до кончика электрода. Принесите его в положение, параллельное микро-электрода (Рисунок 1 B3).
    2. Клей кончик электрода в minutien штифта с использованием низкой температурой зубной воск и сократить микро электрода на кончике, выступающий на 2-3 см от minutien штифта и в конце электрода (маленькие стрелки Рисунок 1 B3).
    3. Слип капиллярную слightly обратно в адаптер электрода. Используйте винт, чтобы исправить это (рис. 1 В4).
    4. Припой свободные концы трех проводов к пайке наконечников с помощью паяльник с температурой около 360 ° С, чтобы обеспечить плавление изоляции (рис. 1 В4). После пайки, убедитесь, что имеется достаточно электрический контакт (~ 300 кОм).
    5. Установите один из электродов (Мастер) к электроду интерфейсной плате headstage и исправить другие мульти электрод канала (Slave) на отдельный адаптер. Подключите каналы ведомого к ведущему электрода (рис. 1 С1). Кроме того, припаять ссылку, а также мышечные электроды к главному электрода базы (рис. 1 С2).

2. Пчела Подготовка (рис. 2)

В этих экспериментах, описанных, пчелы (Apis Mellifera), который является беспозвоночных животныхи, следовательно, не требует конкретные этические разрешений на использование, используется.

  1. Поймать пчелы комбайны (А. MELLIFERA) в улей входом в первой половине дня, как показано другими 34,35.
  2. Холод пчел на дробленый лед до иммобилизации (от 5 до 10 мин) и исправить один в стандартном держателе оргстекла или металлической трубки таким образом, чтобы голова подвергается (рис. 2). Для минимизации движения головы использовать легкоплавкого зубной воск (~ 50 ° C) и тщательно фиксировать голову к держателю вокруг основе сложных глаз и шеи.
  3. Используйте легкоплавкий воск для фиксации scapi из антенн на головной капсулы (рис. 2 Б), не касаясь жгутик. Жгутик антенны необходимо отметить вперед. Убедитесь, что пчелы могут свободно перемещаться хоботок.
  4. Бритье головы капсулу для обеспечения спокойного вид и доступ к верхней части головы.
  5. Кормите пчелу с 30%-ным раствором сахарозы до saturatiна чтобы обеспечить достаточное увлажнение мозговой ткани и хорошую жизнеспособность животных (рис. 2 C).
  6. Сделать осторожные надрезы вертикально вдоль границ сложных глаз и горизонтально над основания усиков, а также под глазками и удалить остатков кусок кутикулы (рис. 2 D).
  7. Осторожно отложите гипофарингеальных желез и удалить трахею, чтобы обеспечить четкое представление и доступ к мозгу предварительного к электроду вставку (рис. 2E, 2F).

3. Электрод Вносимые

В случае примера, показанного на рисунке 2, один электрод расположен направленный на L-ALT, другая с целью на м-ALT 2. Использование конкретных ориентиров, другие целевые регионы также возможны, например областей вывода AL и MB 1.

  1. Расположите электроды с помощью микроманипуляторами в интересующей области ( 3А). Для целевой м-Alt поместите электрод между AL и кнутри от вертикальной доли Мб. Убедитесь, что место введения будучи выше разветвления медиолатеральной ALT PN. Выступать электрод в мозг с глубиной около 180 мкм (фиг. 2Е). Для л-ALT PN записи месте электрод ниже боковой protocerebrum (ЛГ) в середине воображаемой линии между боковой стороне вертикальной доли и середине AL. Вставьте электрод с глубиной примерно 300 мкм (фиг. 2Е)
  2. Вставьте ссылку (серебряной проволоки, около 25 мкм в диаметре) в ипсилатеральную сложного глаза через небольшой разрез в кутикулы. Вставьте другой серебряной проволоки в область проекции мышцы ниже боковой глазков. ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости обучения поведение пчел можно контролировать с высоким временным точностью путем записи мышц M17, который участвует Iн ответ расширение хоботок (PER) пчелы 36, как описано в 25.
  3. Чтобы прочно закрепить электроды в мозг и головной капсулы, охватывают все пространство над мозга с двухкомпонентной кремния (рис. 2H), который предохранит мозг от высыхания. Примечание: при записи может длиться в течение нескольких часов до суток, а пчелы могут быть, например, записаны во время классической методике воздуха (рис. 2H) или стимулировали с большой панели различных запахов.

4. Приобретение и предварительной обработки данных

  1. Используйте соответствующее программное обеспечение сбора данных, который отвечает следующим требованиям: отбор проб скорость мин 25 кГц; аналог 1,25 или цифровой 2 толчок дифференциации между электродными каналов; полосовой фильтр от 300 Гц до 8000 Гц, чтобы извлечь шипованные события.
  2. Используйте доступные шип сортировка программного обеспечения для извлечения блока деятельность одного, например TEMPLели, соответствующие методы, как включены в программное обеспечение Spike2 (рис. 3).
  3. Для дальнейшего анализа использовать временные отметки извлеченных единиц вычислить единый блок в среднем ответов запах (рис. 4) или для вычисления векторов по народонаселению при разработке анализа главных компонент (PCA) (рис. 5) с использованием коммерчески доступного программного обеспечения. Для дальнейшего анализа единый блок и задержки отклика населения пожалуйста сравнить последних публикаций 1,2,25.

5. Визуализация Относительная электрода Должность (рис. 4)

  1. Dip электродов подсказки в раствор либо 5% Alexa гидразида 568 или 5% Alexa гидразида 488, который растворяют в 0,5 М растворе хлорида калия до экспериментов записи.
  2. Удалите электроды и сопроводительное кремний тщательно после опытов, промыть мозг пчелы Ringer решения, удалить железы и трахеи и вставить крошечные кристаллы tetramethylrhodamiн декстран или вставить 5%-ный раствор решена в 1,0 М ацетата калия в AL для обозначения АЗЦ anterogradely. Выполните следующие действия в темноте.
  3. Разрешить краситель, подлежащих обсуждению и транспортируется проекционных нейронов вдоль их аксонов путей (30-45 мин) (рис. 4А), до мытья мозг с пчелиным раствором Рингера три раза для другого 30-45 мин.
  4. не Холод пчелу на льду до иммобилизации и осторожно удалите мозг от головной капсулы. Зафиксируйте мозг, промыв его в растворе 0,1 М PBS, содержащий 4% формальдегида и держать его в течение ночи при 4 ° С.
  5. Подождите не менее 12 ч до мытья мозгу два раза в 0,1 М PBS (10 мин каждый).
  6. Промыть 3 раза мозга в течение 20 мин в 0,2% Triton X-100 разводили в 0,1 М PBS перед дегидратацией его в спиртовом серии восходящего (30%, 50%, 70%, 90%, 95%, 3 x 100% этанола, 20 мин каждый шаг).
  7. Вставить обезвоженную мозг в метилсалицилат на предметное стекло микроскопа и сEAL его с сопроводительным слайда.
  8. Используйте конфокальной лазерной сканирующей микроскопии и сканировать мозг как оптических срезов каждый 2-5 мкм с использованием гармонических соединение Plan Apochromat объективную (10X 0,4 Н.А. погружение). Excite ткани с использованием 568 нм для длины волны tetramethylrhodamin декстрана и длине волны 488 нм для положения электрода.
  9. Реконструировать окрашенных структуры мозга и электродов пути из изображения стеков в 3D с программным обеспечением восстановления (например,. AMIRA или Фиджи) (рис. 4).

Representative Results

"Настоящий протокол позволяет одновременных записей на двух разных стадиях обработки в отдельных пчел и дополнительно позволяет тестировать основные механизмы обучения и памяти с помощью, например,., ПЕР кондиционирования в сдержанных пчел." Это является необходимым условием для анализа временных аспектов нейронов обработки. Метод легко адаптируется для различных научных подходов разгадать нейронов сеть обонятельной системы пчелы. Например этот метод используется (I), чтобы проанализировать временную обработку PNs в двойной обонятельной пути от пчел, л-и м-ALT ПШ (рис. 5). В рисунке 5А одним из примеров л-ALT PN одновременно записанного с PN от м-ALT дается как десять пробного среднем и иллюстрирует свои силы реагирования и время задержки в отношении пяти различных концентрациях запах как цветной маркировкой тепла участка. В среднем на семь пчел с 11 л и 13 мАLT ПШ (фиг. 5В, 5С) показывает, что оба прочность ответ а также задержка ответа, до некоторой степени, отражает концентрацию одоранта. Таким образом ПШ в этом примере увеличить их прочность отклика в то время как с увеличением концентрации одоранта их задержки ответа отказался (Цифры 5В, 5С). Этот результат весьма ограничен и действует только для анализируемого одоранта, но по-прежнему соответствует последним вычислительных моделей AL 37. Концентрация запаха кодирование в AL пчелы лежит ли нелинейные расчеты или лежит в основе других свойств кодирования еще необходимо проанализировать в будущем. Кроме того, метод может быть использован (II), чтобы сравнить временные аспекты в деятельности населения на двух последующих этапах обработки, AL-и МВ-вывода (рис. 6). Анализ основных компонентов (РСА) показывает, что вычисление запах продлевается и пережить всю презентацию запах на уровне PN тогда как в ENы только запах и выключать набора были представлены в деятельности в области народонаселения (рис. 6). Таким образом население EN достигли своего максимальную активность уже в момент времени, когда активность PN все еще ​​развивается (ср. Movie 1).

Рисунок 1
.. Рисунок 1 Производство трехканальный микро-проволочных электродов А1) Окончания трех проводов припаяны к контактным разъемом IC в Должности 11, 13 и 16 А2) Четыре пайки наконечники привинчен из плексигласа пластиковой опорной плите.; minutien штифт вставлен в наконечнике стеклянного капилляра, который затем прикрепленной к пластиковой пластины. A3) пластиковая пластина приклеенной на верхней части контактного разъема IC и свободного конца каждого провода припаивается к одному из верхней пайки наконечники. <сильный> B1) Для оснащения держатель электрода с тонкой медной проволоки, капиллярная должен быть вывезены еще раз. B2) Основание держателя затем фиксируется в обычай сделал совместив устройства. Три медные микро провода выравниваются по канавке и фиксированной с помощью клейкой ленты на каждом конце B3) Параллельные микро провода склеиваются с зубных слепков и капиллярная ставится на место (длинные стрелки).; проклеенные микро провода затем прикрепляется к капилляра с зубной воск и его концы отрезаны (короткие стрелки). B4) Три свободные концы медных проводов припаяны к трем выступами верхних пайки таким образом приведение их в электрическом контакте с контактный разъем IC. C1) Два полностью собранных электроды могут быть соединены друг с другом для использования с одной headstage. C2) для этой цели штифты одного электрода (влево, ведомый) соединены через изолированных проводов к другому электроду (справа, мачтаER), который подключен к голове сцены; headstage подключен электрод может также собирать ввод из мышцы (М17) и электродом сравнения (Ref).

Рисунок 2
Рисунок 2. Подготовка и постоянное введение электрода в пчелином мозга.) Пчелиный вставляется в держатель плексигласа после иммобилизации на льду. Усики с жгутика (Флорида) и скапус (SC) указаны. Б) голова и усики крепятся зубной воск. C) Головная капсула побрился и пчела питается сахарной водой. D) Головная капсула открыта. E) После удаления железы и трахеи из верхней части мозга, различные neuropiles и основные ориентиры легко могут быть выделены. Траектории АЗЦ указаны вместе сотметка, где электроды вставляются. (МБ: тела гриба, AL: Усиков лепестка, О. Л.: Оптический доли, α: Альфа доли или вертикальная лопасть, АЛТ: Усиков лепестка тракта, E1: вставка электрод сторона для м-ALT записей, E2: вставка электрод сторона для L-ALT записи). F) Ссылка (Ref) и мышечные электроды (M17) вставляются в головной капсулы через небольшие отверстия в кутикуле или сложного глаза. G) Проволочные электроды вставлены в мозг на соответствующих сайтах. H) После крепления электродов на месте с помощью двух компонентов кремний, пчела-прежнему показывает PER и может быть обусловлено (например., используя сахарную воду).

Рисунок 3
Рисунок 3. Внеклеточной записи на двух нейронных путей и добычи одной элементарной (шипованные сортировки). A Б) Одновременные записи из L-и м-ALT ПШ (зеленый и фиолетовый следы), показывая возбуждающие ответы на обоих путей к 500 мс запаха стимуляции меда в водном растворе с концентрацией 1:100 на 33 ° C. Каждый нанесены линия представляет дифференцированные каналы как цветной этикетке от электрода пайки наконечников в А. Бар:. 50 мкВ С) После процедур шип сортировки одиночные потенциалы действия сортируются и цветом. Наложение отсортированных единиц иллюстрирует разделение сигналов. D) Спайк интервал гистограммы указывает на качество сепарации отсортированных блоков в качестве доказательства надлежащего шип сортировки. Примечание нет всплеска в рефрактерный период устройства. Е) Два взгляда (E1, E2) от3D кластеризация отсортированного блок с анализа главных компонент, который указывает расстояние от отсортированных блоков друг с другом. Круги указать в 2,5 раза Махаланобиса расстояние, которое напоминает SD в пространстве и указывает на значительную дифференциацию кластеров в главных компонент пространства F) с цветовым кодом единиц изображают потенциалы действия, видимые в увеличении трех каналов с одного записи путей. Пожалуйста, нажмите здесь чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 4
Рисунок 4. Визуализация после записи и 3D-реконструкция в положение записи. А) вид Проекция орто-ломтиками вдоль Z-оси с максимальным выравнивания интенсивности переднеи ретроградная засыпка из uniglomerular проекционных нейронов, выступающих из AL в МБ и ЛГ. Внутриклеточный трассировщик Microruby (tetramethylrhodamin декстран) был вставлен в AL после опытов записи. Витражи клубочки внутри AL собственно доказательство PN окрашивание. Б) проецирование зрения орто ломтиками вдоль Z-оси с максимальным выравнивания интенсивности от окрашивания двумя электродами с Alexa гидразида 488 указывает размещение электродов для м-ALT (E1, стрелки ) и л-ALT (Е2, стрелка). Трассирующими Alexa Гидразид 488 мигрирует к электродной окружающие ткани и окрашивает вставки сайт электрода. Примечание, видный окрашивание в AL является поверхностным артефакт. C) 3D Перестройки окрашенных клеток-мишеней (PN) и электрод вставки сайт от А, В (правая сторона) вместе со схематическим обзор пчел обонятельной системы (слева сторона) с указанием л-и м-ALT траекторий. Обратите внимание, что только uniglomerулар PN участки показаны. : Усиков нерва, А. Л.: Усиков лепестка, Льюис Хэмилтон: боковая рог, MB: тела гриба, E1, E2: сайты встраивания электродов, м-ALT: медиальная усиков доли тракта, л-ALT: боковой усиков доли тракта, с: хвостовой, т: ростральная, м: медиальная, л:. боковая Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 5
Рисунок 5. Пример запаха концентрации кодирования в двойной обонятельной пути. A) Тепловые графики иллюстрируют реакцию одного L-ALT (зеленый) и один м-ALT PN (фиолетовый) приобрел одновременно с индивидуальной пчелы в ответ на одоранта гексаналь при увеличении концентраций запаха (от 1: 10 -6 до 1:100). Каждая строка представляет собой среднее из десяти пробных стимавляет. Скорострельность показан как относительное изменение интенсивности, которая является расхода топлива по отношению к вычитается спонтанной активности. B) латентного ответ Популяция 11 л и 13 м-Alt ПШ от 7 записанных пчел. В каждом пчелы ПНС с обеих путей были записаны одновременно. Задержка ответа население показывает убывающую задержки с увеличением концентрации запаха в ПШ с обеих путей. Наступление ответ запах на антенн на 99 мсек был записан с помощью electroantennograms и вычитается из задержек реагирования PN. Обратите внимание, что при самых низких концентрациях ответы слишком слабы для задержки измерений и, следовательно, были исключены ответ С) населения. Скорострельность от тех же сетей портов, как в В. С увеличением концентрации запаха сила ответ ростом. Л-ALT показывает более сильную силу отклика. В B, C среднее и SD даны.

Рисунок 6 Рисунок 6. Сравнение активности населения на двух последующих этапах обработки вдоль обонятельного пути медоносных пчел в. Были данные, записанные в 20 животных, которые были стимулированных 1-гексанола и 2-октанон. A) Каждая строка представляет ложное цветовую маркировку средняя скорость стрельбы из одной проекции нейрон (PN), который рассчитывается по 10 запахов повторений 1-гексанола. Запах презентация начинается в момент времени 0 и длился три секунды. Б) показывает то же самое, что и в А), но для тела гриба внешних нейронов (EN). Матрица показано в позиции А) можно рассматривать в качестве вектора населения PN во запаха стимуляции 1-гексанола. Мы рассчитали такой же вектора населения во запаха стимуляции 2-октанон и используются оба вектора в главных компонент (PCA) сохраняя временную размерность. C) Первые три главные компоненты (PC1, 2 и 3) былизаговор против друг друга, чтобы проиллюстрировать отделение запах в ансамбле деятельности PN на усиков выходе лепестков. Время до запаха начала отмечен черным цветом. Активность в течение трех секунд стимуляции 1-гексанола показаны синим цветом. Деятельность во время стимуляции с 2-октанол отображается красным цветом. Кроме того, мы покажем 1,5 секунды (Post) своей деятельности после запахом множества 1-гексанола (светло-голубой) и 2-octanonen (розовый). Обратите внимание, что в ансамбле уровне PN, оба запахи, вызывающие очень четкие траектории поселиться в "неподвижной точки", которые дольше, чем весь период запах стимуляция. Только после запаха смещение траектории вернуться к базовой деятельности без запаха стимуляции. D) То же анализ был проведен в EN ансамбля уровне, представляющего активность на выходе гриб тела. По сравнению с PN деятельности запахи вызывают меньше четкую траекторию. Кроме того "фиксированная точка" не наблюдается. Первоначально запах индуцированные траектории инrmingle с базовой деятельности хотя запах по-прежнему присутствует. Только запах смещение вызвало дополнительный траекторию.

. Фильм 1 Время решен оценку запах индуцированной траектории после анализа главных компонент вектора PN-населения (слева) и населения вектора EN. (справа;. ф Рисунок 6) Верхние части включают первый из трех основных компонентов (PC1, 2 и 3) нанесены друг на друга. Нижние панели иллюстрируют оценку PC1, 2 и 3 с течением времени. Запах стимуляции отмечен серой панели. Все панели были синхронизированы. Обратите внимание, что население активность EN начинается немного раньше деятельности населения PN, это явление, которое, кажется, contraintuitive но может быть объяснено связи и свойств входящих в них слоев, который обсуждали ранее 1.

Discussion

В этой статье показано производство и использование специально созданных многоканальных микро проволочных электродов. Описанные электроды подходят для записи как единое целое и активность населения, что особенно полезно для задержки измерений и других временных свойств реагирования различных нейронов и различных neuropils в пределах одного образца (подробнее см. 1,2,25). Кроме того, мы показали, как постоянно осуществлять микро проволочных электродов, чтобы стабильные долгосрочные записи в себя пчел, которые длятся в течение нескольких часов до суток.

Внеклеточные многоквартирных записи стал благоприятным инструментом для достижения высокой временное разрешение в сочетании с пространственной информацией. В нашем случае, это либо параллельные нейронные тракты 2 или два разных neuropils 1. Несколько нейроны могут быть записаны и проанализированы на одном уровне нейронов параллельно и на высоким временным разрешением. Нескольких аппаратов записьIngs были впервые применены в млекопитающих 38, а затем и у насекомых 39 - 41. Существенный прогресс был достигнут с развитием и совершенствованием внеклеточных методов записи многоканальных 42,43. Это, например, включает в себя разработку новых электродов 44 или новых шип сортировки и кластеризации алгоритмов 45. Общие методы внеклеточных методов записи многоквартирных хорошо описываются 46 - 48. С собственной встроенной электродам, показанным в этом видео дополнительно могут быть адаптированы, добавляя больше микропроводов на электроде или микро провода могут быть скручены, чтобы получить измеримых постоянные расстояния между кончиками. Обе процедуры, однако, привести к снижению гибкости и увеличением толщины электрода.

По сравнению с зондов кремния, обычно используемых для внеклеточных записи в гораздо больших насекомых, как ястреб моли, саранчи и тараканов 40,49 - 51 описанные микро проволочные электроды имеют меньшие размеры, гибкий и легко могут справиться с потенциальными движений мозга и, таким образом, может быть надежно использован в малых социальных насекомых, таких как пчелы и муравьи, которые показывают намного более широкий поведенческий репертуар. Большинство силиконовые зонды имеют острые хвостовик как структуры режущих аксоны и нервную ткань вдоль их вставки канала, в то время как описанные микро провода круглые, гибкие и меньше и, следовательно, менее вредны для окружающей ткани, которая является явным преимуществом, если цель состоит в изучении долго срок пластичность в здоровом и ведет себя животное. Еще одно преимущество микро проволочных электродов является их низкая себестоимость и простота в использовании. Вместо того, чтобы тщательно очистки дорогой силиконовый зонд электродные проволоки свежесрезанных перед введением головного мозга и, следовательно, отсутствие проблем перегрузки. Кроме того, можно использовать более одного микро проволочного электрода в том же препарате или вставленной в различных neuropiles 1 Oг участки 2, как мы показываем здесь. Этот подход особенно благоприятен для анализа и сравнения временные аспекты, как задержки реагирования и взаимодействия при различных нервных уровней обработки.

Мы отдаем себе отчет в том, что внеклеточный записанный сигнал не отражает деятельность одной клетки сами по себе. Это всегда соединение активности напряжения вокруг наконечника электрода. Чтобы определить источник сигнала разность двух соседних микроканалов проволоки внутри одного электрода всегда компьютерной. Таким образом, источником для шип сигналов, используемых для извлечения блока деятельность одного всегда были очень близко к любой из них или другого канала электрода, в результате чего легко различимых шип сигналов. Сигналы от дальше, как мышечной активности или активности соседних neuropils, достигают оба электрода в то же время, напоминающей аналогичные формы и амплитуды и будет отброшен этой процедурой. Используя соответствующий шаблон технику Spike2,мы уверены, чтобы получить единичную активность, которая является не то же самое, но очень близко к одной нейронной активности. Тем не менее, вопрос о шип сортировки можно было бы избежать с помощью внутриклеточных методы записи.

Единичных клеток записи с либо резких электродов или патч-пипеток позволяют углубленное знание о физиологических свойств одного нейрона. Однако из-за небольшого размера нейронов насекомых и их невриты (например., Менее 1 мкм для пчел ПШ 52) только краткосрочные записи являются управляемыми. Кроме того, внутриклеточных записей может быть агрессивным и может повредить ячейки, которая, возможно, еще одна причина для временных ограничений. IN VIVO внутриклеточных записей в насекомых редко дольше одного часа. Временное окно, которое было достаточно для пионерской работы Мартина Молот 53, который записал внутриклеточные из одного идентифицированного нейрона, брюшной непарного maxilar нейрона # 1 (VUMmx1). Он мог лчернила свою деятельность непосредственно на вознаграждение пути. Юлиане Mauelshagen 54 зарегистрировано внутриклеточно активность идентифицированного тела гриба внешней нейрона, pedunculus внешняя нейрон № 1 (PE1) во время классического обусловливания. То же нейрон был в центре внимания Менцеля и Манц 55, когда они нашли LTP после электрической стимуляции Kenyon клеток. Тем не менее, Окада и его коллеги 56 может использовать внутри клетки хорошо охарактеризованы пики шаблон (двойные и тройные шипы) для идентификации PE1 во внеклеточных записи. Ведь сочетание обоих методов, внутриклеточных записей из выявленных нейронов и внеклеточных долгосрочных записей может быть мощным инструментом для дальнейших исследований.

Однако, используя острые электроды для записи нескольких ячеек (единиц) одновременно на различных уровнях обработки в течение многих часов до дней, чтобы проанализировать их временные соотношения реагирования и / или даже пластиковые изменений япрактически невозможно.

С первым визуализации кальция подходов в пчел 57,58 помощью кальция чувствительных красителей анализ пространственных структур ответов запаха были доступны 59 - 62. Тем не менее, во многих случаях кальция чувствительные красители должны быть введены в мозговой ткани через инвазивных манипуляций, которые снова ограничивают продолжительность жизни пчелы и внутренние свойства анализируемых клеток. Этот вопрос преодоления в других модельных организмов как fruitfly использованием генетически введенные датчики кальция 63,64. Однако, в общем, датчики кальция может вводить другие ограничения, поскольку они могут выступать в качестве буферов кальция, которые, вероятно, влияют на временные свойства реакций запах. Одновременные внутриклеточных записей в сочетании с изображениями кальция или вычислительных подходов может оказаться надлежащее временное разрешение изображений обрабатывает 65,66. Тем не менее, временное разрешение самого процесса формирования изображения является стремительныйг ограничено. Оптические системы сбора обычно используют ПЗС-изображений с временным разрешением 5-20 Гц 67, хотя 2-Фотон-Imaging могли бы приобрести более быстрые последовательности 68. Однако увеличение частоты дискретизации всегда идет вместе с потерей в пространственным разрешением. Кроме того кальциевые чувствительных красителей, используемых в медоносной пчелы пройти отбеливание, которая также сокращает время сбора 69.

По сравнению с другими физиологическими методами записи в насекомых наши гибкие многоканальные микро-проволочные электроды гарантируют долгий времени доступ к одной единице и нейронной активности населения в себя пчел.

Мы показали, как использовать два из этих электродов на различных этапах обработки в того же животного, что облегчает анализ временных аспектов кодирования между различными сайтов записи. В зависимости от задачи исследования и модели насекомых основного метода электрода здания продемонстрировали здесь легко расширитьсостоянии и / или могут быть адаптированы. Например, это возможно использовать более трех отдельных проводов производить многоканальные электродов. Кроме того, количество сайтов записи может быть продлен и наблюдая временные аспекты более двух путей или neuropils возможно. Мы надеемся, что этот метод будет вдохновлять многих ученых и внесет позитивный вклад в понимание сложной нейронной обработки в небольших мозгов.

Disclosures

Авторы заявляют, что они не имеют конкурирующие финансовые интересы.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Paraffin oil Fluka 76235
Odors Sigma Aldrich 
PBS pH 7.2
4% Formaldehyde ThermoScientific 28908 Methanol free
Triton X BioChemica A1388
Methylsalicylate Roth 4529.1
Tetramethylrhodamin dextran, 10,000 MW (Microruby) Invitrogen D7162 keep dark
Alexa 488 hydrazide Invitrogen A-10436 keep dark
Alexa 568 hydrazide Invitrogen A-10437 keep dark
Bee Ringer Solution see Brill et al.2
Polyurethane-coated copper wire Elektrisola 15 µm diameter & P155 insulation
Dental Wax  Densply Detrey 64103015S1 moderate melting point
Dental Wax Flexaponal  124-202-00 low melting Wax
KWIK SIl WPI 03L
18 Pin Socket Conrad Electronic 189634-62
Hot melting glue Conrad Electronic 827673
Soldering needle Conrad Electronics 830283 12 V
Soldering terminal lug  Conrad Electronic 531901
Glaselectrodes WPI 1B100F-3
Minutien Pins Fine Science Tools 26002-20 V2A 0.2 x 12 mm
Switchable headstage Tucer Davis Technologies SH16
Headstage connection module NPI INT-03M
Amplifier Module NPI PDA-2F
Data Acquisition boards National Instruments NI-6123, Ni-6143
Acquisition Software National Instruments Lab View 8.2 custom design
Spike-Sorting  CED  Spike 2 v7.11
Matlab Mathworks R2008B
Micromanipulator Leitz manual
AG-wires WPI AGT05100
Confocal laser scanning microscope Leica TCS SP2 AOBS
AMIRA Mercury Computer Systems  2/5/2000

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Strube-Bloss, M. F., Herrera-Valdez, M. a, Smith, B. H. Ensemble response in mushroom body output neurons of the honey bee outpaces spatiotemporal odor processing two synapses earlier in the antennal lobe. PLoS ONE. 7, (11), (2012).
  2. Brill, M. F., Rosenbaum, T., Reus, I., Kleineidam, C. J., Nawrot, M. P., Rössler, W. Parallel processing via a dual olfactory pathway in the honeybee. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 33, (6), 2443-2456 (2013).
  3. Menzel, R. The honeybee as a model for understanding the basis of cognition. Nature Reviews Neuroscience. 13, (11), 758-768 (2012).
  4. Sandoz, J. Behavioral and neurophysiological study of olfactory perception and learning in honeybees. Frontiers in Systems Neuroscience. 5, (2011).
  5. Giurfa, M. Cognition with few neurons: higher-order learning in insects. Trends in Neurosciences. 36, (5), 1-10 (2013).
  6. Menzel, R., Giurfa, M. Cognitive architecture of a mini-brain: the honeybee. Trends in cognitive sciences. 5, (2), 62-71 (2001).
  7. Hildebrand, J. G., Shepherd, G. M. Mechanisms of olfactory discrimination: converging evidence for common principles across phyla. Annual Review of Neuroscience. 20, 595-631 (1997).
  8. Wilson, R. I., Mainen, Z. F. Early events in olfactory processing. Annu. Rev. Neurosci. 29, 163-201 (2006).
  9. Streinzer, M., Kelber, C., Pfabigan, S., Kleineidam, C. J., Spaethe, J. Sexual dimorphism in the olfactory system of a solitary and a eusocial bee species. The Journal of comparative neurology. 521, (12), (2013).
  10. Nishino, H., Nishikawa, M., Mizunami, M., Yokohari, F. Functional and topographic segregation of glomeruli revealed by local staining of antennal sensory neurons in the honeybee Apis mellifera. The Journal of comparative neurology. 515, (2), 161-180 (2009).
  11. Schneider, D. Elektrophysiologische Untersuchungen von Chemo- und Mechanorezeptoren der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori L. Zeitschrift für Vergleichende Physiologie. 40, (1), 8-41 (1957).
  12. Menzel, R., Rybak, J. Antennal lobe of the honeybee. Handbook of brain microcircuits. 427-432 (2011).
  13. Girardin, C. C., Kreissl, S., Galizia, C. G. Inhibitory connections in the honeybee antennal lobe are spatially patchy. Journal of neurophysiology. 109, (2), 332-343 (2013).
  14. Meyer, A., Galizia, C. G. Elemental and configural olfactory coding by antennal lobe neurons of the honeybee (Apis mellifera). Journal of comparative physiology. A, Neuroethology, sensory, neural, and behavioral. 198, (2), 159-171 (2012).
  15. Abel, R., Rybak, J., Menzel, R. Structure and response patterns of olfactory interneurons in the honeybee, Apis mellifera. The Journal of comparative neurology. 437, (3), 363-383 (2001).
  16. Kirschner, S., Kleineidam, C. J., Zube, C., Rybak, J., Grünewald, B., Rössler, W. Dual olfactory pathway in the honeybee, Apis mellifera. The Journal of comparative neurology. 499, (6), 933-952 (2006).
  17. Galizia, C. G., Rössler, W. Parallel olfactory systems in insects: anatomy and function. Annual review of entomology. 55, (August), 399-420 Forthcoming.
  18. Ito, K., Shinomiya, K., et al. A coordinated nomenclature system for the insect brain. Neuron. 81, (4), 755-765 (2014).
  19. Rybak, J. The digital honey bee brain atlas. Honeybee Neurobiology and Behavior. 125-140 (2012).
  20. Rössler, W., Brill, M. F. Parallel processing in the honeybee olfactory pathway: structure, function, and evolution. Journal of comparative physiology. A, Neuroethology, sensory, neural, and behavioral. 199, (11), (2013).
  21. Mobbs, P. The brain of the honeybee Apis mellifera. I. The connections and spatial organization of the mushroom bodies. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 298, (1091), 309-354 (1982).
  22. Strausfeld, N. J. Organization of the honey bee mushroom body: representation of the calyx within the vertical and gamma lobes. The Journal of comparative neurology. 450, (1), 4-33 (2002).
  23. Witthöft, W. Absolute Anzahl und Verteilung der Zellen im Hirn der Honigbiene. Zeitschrift für Morphologie der Tiere. 61, (1), 160-184 (1967).
  24. Rybak, J., Menzel, R. Anatomy of the mushroom bodies in the honey bee brain: the neuronal connections of the alpha-lobe. The Journal of Comparative Neurology. 465, 444-465 (1993).
  25. Strube-Bloss, M. F., Nawrot, M. P., Menzel, R. Mushroom body output neurons encode odor-reward associations. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. (8), 3129-3140 (2011).
  26. Haddad, R., Lanjuin, A., Madisen, L., Zeng, H., Murthy, V. N., Uchida, N. Olfactory cortical neurons read out a relative time code in the olfactory bulb. Nature neuroscience. (May), 1-11 (2013).
  27. Martin, J. P., Beyerlein, A., et al. The neurobiology of insect olfaction: Sensory processing in a comparative context. Progress in neurobiology. 95, (3), 427-447 (2011).
  28. Nawrot, M. P. Dynamics of sensory processing in the dual olfactory pathway of the honeybee. Apidologie. 43, (3), 269-291 (2012).
  29. Farkhooi, F., Froese, A., Muller, E., Menzel, R., Nawrot, M. P. Cellular adaptation facilitates sparse and reliable coding in sensory pathways. PLoS computational biology. 9, (10), e1003251 (2013).
  30. Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. Multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (Schistocerca americana) olfactory circuits. Journal of visualized experiments JoVE. (71), (2013).
  31. Saha, D., Leong, K., Li, C., Peterson, S., Siegel, G., Raman, B. A spatiotemporal coding mechanism for background-invariant odor recognition. Nature neuroscience. 16, (12), 1-13 (2013).
  32. Mizunami, M., Okada, R., Li, Y., Strausfeld, N. J. Mushroom Bodies of the Cockroach Activity and Identities of Neurons. Journal of Comparative Neurology. 519, (July), 501-519 (1998).
  33. Okada, R., Ikeda, J., Mizunami, M. Sensory responses and movement-related activities in extrinsic neurons of the cockroach mushroom bodies. Journal of Comparative Physiology A: Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 185, (2), 115-129 (1999).
  34. Haehnel, M., Froese, A., Menzel, R. In vivo Ca2+ imaging of mushroom body neurons during olfactory learning in the honey bee. Journal of visualized experiments JoVE. (30), (2009).
  35. Felsenberg, J., Gehring, K. B., Antemann, V., Eisenhardt, D. Behavioural pharmacology in classical conditioning of the proboscis extension response in honeybees (Apis mellifera). Journal of visualized experiments JoVE. (47), (2011).
  36. Rehder, V. Quantification of the honeybee’s proboscis reflex by electromyographic recordings. Journal of Insect Physiology. 33, (7), 501-507 (1987).
  37. Serrano, E., Nowotny, T., Levi, R., Smith, B. H., Huerta, R. Gain control network conditions in early sensory coding. PLoS computational biology. 9, (7), e1003133 (2013).
  38. Hubel, D. H., Wiesel, T. N. Receptive fields and functional architecture of monkey striate cortex. The Journal of physiology. 195, (1), 215-243 (1968).
  39. Christensen, T. A., Pawlowski, V. M., Lei, H., Hildebrand, J. G. Multi-unit recordings reveal context-dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles. Nature neuroscience. 3, (9), 927-931 (2000).
  40. Byers, K. J. R. P., Sanders, E., Riffell, J. A. Identification of olfactory volatiles using gas chromatography-multi-unit recordings (GCMR) in the insect antennal lobe. Journal of visualized experiments JoVE. (72), e4381 (2013).
  41. Perez-Orive, J., Mazor, O., Turner, G. C., Cassenaer, S., Wilson, R. I., Laurent, G. Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body. Science. 297, (5580), 359-365 (2002).
  42. Stevenson, I. H., Kording, K. P. How advances in neural recording affect data analysis. Nature. 14, (2), 139-142 (2011).
  43. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature neuroscience. 7, (5), 446-451 (2004).
  44. Viventi, J., Kim, D. -H., et al. Flexible, foldable, actively multiplexed, high-density electrode array for mapping brain activity in vivo. Nature neuroscience. 14, (12), 1599-1605 (2011).
  45. Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality. Journal of neuroscience methods. 122, (1), 43-57 (2002).
  46. Lewicki, M. S. A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials. Network. 9, (4), R53-R78 (1998).
  47. Quian Quiroga, R., Panzeri, S. Extracting information from neuronal populations: information theory and decoding approaches). Nature reviews. Neuroscience. 10, (3), 173-185 (2009).
  48. Einevoll, G. T., Franke, F., Hagen, E., Pouzat, C., Harris, K. D. Towards reliable spike-train recordings from thousands of neurons with multielectrodes. Current opinion in neurobiology. 22, (1), 11-17 (2012).
  49. Riffell, J. a, Lei, H., Abrell, L., Hildebrand, J. G. Neural basis of a pollinator’s buffet: olfactory specialization and learning in Manduca sexta. Science. 164, (6), 877-892 (2013).
  50. Bender, J. a, Pollack, A. J., Ritzmann, R. E. Neural activity in the central complex of the insect brain is linked to locomotor changes. Current biology : CB. 20, (10), 921-926 (2010).
  51. Perez-Orive, J., Bazhenov, M., Laurent, G. Intrinsic and circuit properties favor coincidence detection for decoding oscillatory input. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 24, (26), 6037-6047 (2004).
  52. Rybak, J. Die strukturelle Organisation der Pilzkörper und synaptische Konnektivität protocerebraler Interneuronen im Gehrin der Honigbiene, Apis mellifera.: eine licht- und elektronenmikroskopische Studie. (1994).
  53. Hammer, M. An identified neuron mediates the unconditioned stimulus in associative olfactory learning in honeybees. Nature. 366, 59-63 (1993).
  54. Mauelshagen, J. Neural correlates of olfactory learning paradigms in an identified neuron in the honeybee brain. Journal of neurophysiology. 69, 609-625 (1993).
  55. Menzel, R., Manz, G. Neural plasticity of mushroom body-extrinsic neurons in the honeybee brain. The Journal of experimental biology. 208, (22), 4317-4332 (2005).
  56. Okada, R., Rybak, J., Manz, G., Menzel, R. Learning-related plasticity in PE1 and other mushroom body-extrinsic neurons in the honeybee brain). The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 27, (43), 11736-11747 (2007).
  57. Joerges, J., Küttner, A., Galizia, C. G., Menzel, R. Representation of odours and odour mixtures visualized in the honeybee brain. Nature. 387, 285-288 (1997).
  58. Galizia, C. G., Joerges, J., Küttner, A., Faber, T., Menzel, R. A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain. Journal of neuroscience. 76, (1), 61-69 (1997).
  59. Galizia, C. G., Sachse, S., Rappert, A., Menzel, R. The glomerular code for odor representation is species specific in the honeybee Apis mellifera. Nature. 2, (5), 473-478 (1999).
  60. Sandoz, J. -C. Odour-evoked responses to queen pheromone components and to plant odours using optical imaging in the antennal lobe of the honey bee drone Apis mellifera L. The Journal of experimental biology. 209, (18), 3587-3598 (2006).
  61. Fernandez, P. C., Locatelli, F. F., Person-Rennell, N., Deleo, G., Smith, B. H. Associative conditioning tunes transient dynamics of early olfactory processing. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 29, (33), 10191-10202 (2009).
  62. Locatelli, F. F., Fernandez, P. C., et al. Nonassociative plasticity alters competitive interactions among mixture components in early olfactory processing. European Journal of Neuroscience. 37, (1), (2013).
  63. Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium imaging of odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe. Journal of visualized experiments JoVE. (61), 1-7 (2012).
  64. Strutz, A., Völler, T., Riemensperger, T., Fiala, A., Sachse, S. Calcium imaging of neural activity in the olfactory system of Drosophila. Genetically Encoded Functional Indicators. 72, 43-70 (2012).
  65. Galizia, C. G., Kimmerle, B. Physiological and morphological characterization of honeybee olfactory neurons combining electrophysiology, calcium imaging and confocal microscopy. Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 190, (1), 21-38 (2004).
  66. Helmchen, F., Waters, J. Ca2+ imaging in the mammalian brain in vivo. European journal of pharmacology. 447, (2-3), 119-129 (2002).
  67. Stierle, J. S., Galizia, C. G., Szyszka, P. Millisecond stimulus onset-asynchrony enhances information about components in an odor mixture. Journal of Neuroscience. 33, (14), 6060-6069 (2013).
  68. Haase, A., Rigosi, E., et al. In-vivo two-photon imaging of the honey bee antennal lobe. Biomedical optics express. 2, (1), 131-138 (2010).
  69. Becker, P. L., Fay, F. S. Photobleaching of fura-2 and its effect on determination of calcium concentrations. The American journal of physiology. 253, (4 pt 1), C613-C618 (1987).
Одновременные Долгосрочные Записи на двух этапах нейронов обработки своем поведении медоносных
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Brill, M. F., Reuter, M., Rössler, W., Strube-Bloss, M. F. Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees. J. Vis. Exp. (89), e51750, doi:10.3791/51750 (2014).More

Brill, M. F., Reuter, M., Rössler, W., Strube-Bloss, M. F. Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees. J. Vis. Exp. (89), e51750, doi:10.3791/51750 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter