Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

Monitoring van Systemische en lever hemodynamische parameters in Muizen

doi: 10.3791/51955 Published: October 4, 2014

Summary

Deze film laat zien hoe systemische en lever hemodynamiek bij muizen te verwerven. De gehele controle omvat verkrijging van vitale parameters, systemische bloeddruk, centrale veneuze druk, gemeenschappelijk leverslagader stroomsnelheid en poortader druk en het portaal debiet in muizen.

Abstract

Het gebruik van muismodellen experimenteel onderzoek is van groot belang voor de studie van hepatische fysiologie en pathofysiologische verstoringen. Echter, vanwege de kleine omvang van de muis, technische details van de intraoperatieve controleprocedure geschikt voor de muis werden zelden beschreven. Eerder hebben we een controleprocedure op hemodynamische parameters te verkrijgen voor ratten gemeld. Nu, we passen de procedure om systemische en lever hemodynamische parameters te verwerven in muizen, een soort tien keer kleiner dan ratten. Deze film toont de instrumentatie van de dieren en de data acquisitie toegepast waarbij systemische hemodynamica en hepatische beoordelen muizen. Vitale parameters, waaronder de lichaamstemperatuur, ademhaling en hartslag werden geregistreerd gedurende de gehele procedure. Systemische hemodynamische parameters bestaan ​​uit halsslagader druk (GLB) en de centrale veneuze druk (CVP). Leverperfusie parameters omvatten portal vEin druk (PVP), goed stroomsnelheid en de stroomsnelheid van het gemeenschappelijk leverslagader (tabel 1). Instrumentatie en data-acquisitie op te nemen van de normale waarden is binnen 1,5 uur afgerond. Systemische en lever hemodynamische parameters bleven binnen de normale grenzen tijdens deze procedure.

Deze procedure is uitdagend, maar haalbaar. We hebben al deze procedure toegepast hepatische hemodynamica beoordelen normale muizen en bij 70% gedeeltelijke hepatectomie en leverkwab klemmen experimenten. Gemiddelde PVP na resectie (n = 20) was 11,41 ± 2,94 cm H 2 O die aanzienlijk hoger was (P <0,05) dan voor resectie (6,87 ± 2,39 cm H 2 O). De resultaten van de lever kwab klemmen experiment gaf aan dat deze monitoring procedure is gevoelig en geschikt voor het detecteren van kleine veranderingen in de portale druk en portal debiet. Tot slot, deze procedure is betrouwbaar in de handen van een ervaren micro-chirurg, maar moet worden beperkt tot experiments waar muizen zijn absoluut noodzakelijk.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Het algemene doel van deze video is om een ​​real-time monitoring procedure aan te tonen voor het verwerven van systemische en lever hemodynamische parameters. De reden voor de ontwikkeling van deze procedure is een grote waarde voor experimentele interventies bij muizen die vereisen dat het verkrijgen van systemische en lever hemodynamische parameters. De procedure kan worden toegepast op naïeve dieren en tijdens of na een bepaalde lever en gal experimentele chirurgische ingreep, zoals een gedeeltelijke leverresectie, poortader ligatie en levertransplantatie.

Verwerving van de lever hemodynamische data bij knaagdieren vereist de voorgestelde invasieve procedure. Leverperfusie niet worden verkregen non-invasively. Echter, er zijn alternatieven voor de overname van de systemische bloeddruk. Monitoring technieken zoals de staart manchet techniek 8 zijn gebruikt voor het verkrijgen van de bloeddruk bij ratten en muizen. De staart manchet techniek kan worden toegepast in conscilende dieren. Bij het meten van de bloeddruk, het dier moet worden geplaatst en bevestigd in een bepaald oncomfortabele positie. In de handleiding van de staart-cuff-apparaat, de fabrikant stelt dat muizen zenuwachtig kunnen worden en benadrukt die de circulatie in de staart kan afnemen. Onder deze omstandigheid kan de perifere bloeddruk verkregen in de staart veel lager dan de centrale bloeddruk.

De volledige controle procedure werd uitgevoerd met een geïntegreerde meerkanaals monitor met behulp van een reeks sensoren voor data-acquisitie. De bloeddruk werd verkregen door het inbrengen van een katheter in het betreffende vat na zorgvuldige microchirurgische dissectie en blootstelling onder de microscoop. De stroomsnelheid werd gemeten door een transsone stromingsonde rond elk verblijf.

We hebben al een soortgelijke intraoperatieve bewaking procedure beschreven voor ratten resulteert in een uitgebreide reeks van fysiologische hemodynamische data te vergelijken met SINGLe gerapporteerde gegevens van andere groepen 7. Daarom overwogen we deze procedure om een ​​goede basis vormen voor de aanpassing aan de muis, een soort 10-voudig kleiner dan de rat. Het belangrijkste verschil met de procedure rat is het gebruik van Millar katheters voor het verkrijgen bloeddruk gegevens in plaats van een vloeistof op basis kathetersysteem. Flow gegevens werden ook verkregen met transsone stroom sondes, maar veel kleinere dan voor de overeenkomstige schepen rat.

Door de kleine grootte van het dier, instrumentatie van muizen is technisch uitdagend, maar haalbaar. Zodra instrumentatie is voltooid, data acquisitie en primaire leven hierbij zijn eenvoudig, omdat een voorinstelling bestand kan worden gebruikt. De instelling bestand eenmaal worden vastgesteld bij het begin van een serie experimenten en kunnen worden opgeslagen om alle volgende experimenten.

Tot nu toe hebben we deze procedure gebruikt om de lever hemodynamische effecten in acute experimenten te evalueren. We maten CAP en PVP voor en direct na 70% gedeeltelijke hepatectomie (PH) en klemmend / klemmen-de experimenten. We geklemd de hepato-duodenale ligament van de rechter kwab die 20% van de lever massa gevolgd door korte (5 min) klemmen van de mediaan en linker laterale lob die totaal 90% van de massa lever. De-klemmen begon met het vrijgeven van de klem van de rechter kwab, gevolgd door het vrijmaken van de mediaan en linker laterale kwab. Maximale klemming moment onder 10 min.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Huisvesting en alle procedures uitgevoerd waren in overeenstemming met de Duitse wetgeving inzake dierenwelzijn.

1 Sensoren Kalibratie (Volg de instructies van de fabrikant voor Sensoren Kalibratie)

1.1) Millar katheter kalibratie. Bevochtig de tip van de katheter in steriel water of zoutoplossing gedurende 30 min voor evenwicht (nul) en kalibratie.

  1. Sluit de Millar-sensor om de millar1 kanaal van de brug versterker en steek de millar sensor tip in de waterkolom.
  2. Stel de waterkolom waarde 0 cmH 2 O. In data analyse software venster, kiest brug versterken en nul is. De basiswaarde 0 cmH 2 O kan worden ingesteld.
  3. Stel de waterkolom waarde tot 20 cmH 2 O. Run data analyse software venster vooruitgang, en te stoppen. Kies "eenheden" in het venster van de brug te versterken, zet de basislijn van 0 en 20 cmH 2 O dienovereenkomstig. Pas de "eenheid" te cmH <sub> 2 O.
  4. Kalibreren van de millar2 voor het meten van het GLB op dezelfde manier (set twee basislijn 90 en 110 cmH 2 O).

1.2) De bloedstroom sonde kalibratie

  1. Plaats de sonde in gedeïoniseerd water. Sluit de sonde met transsone luchtsnelheidssonde systeem.
  2. In data analyse software venster, kies Input versterken om de stroom sonde op nul. Stel de units.
  3. Druk op de knop om "test kanaal" om het signaal te verzamelen: als het signaal heeft 3-4 bars, betekent dit dat het signaal is goed. Indien een signaal wordt verkregen, kan de procedure worden voortgezet.
  4. Druk op de knop om "zero channel" en schaal-kanaal om te zien of de waarde is gekalibreerd of niet.
  5. Druk op de knop om "maatregel kanaal" voor later meten.

2 Bereid de muis voor de chirurgische ingreep

  1. Plaats de muis op een inductie kamer en verdoven de muis met 2% isofluraan en0,3 ml / min zuurstof. De operatie kan worden uitgevoerd als de teen-snuifje terugtrekking reflex van de muis is afwezig.
  2. Scheer de vacht van chirurgische gebieden, waarbij de linker hals en abdomen.
  3. Plaats de muis op de operatie tafel en zet deze vast met behulp van tapes. Gebruik dierenarts zalf op de ogen tot het droog was tijdens de operatie periode te voorkomen.
  4. Plaats een gaasje kussen onder de nek voor een optimale belichting van de operatie gebied van de nek.
  5. Ontsmet het gebied bediening en plaats gesteriliseerde gaasjes om de muis te dekken alleen het verlaten van het chirurgische veld geopend.

3 vitale parameters meten

  1. Plaats de ECG naalden subcutaan in de poten van de muis.
  2. Plaats de luchtwegen sensor onder de achterkant van de muis.
  3. Plaats de temperatuursensor in het rectum van de muis.
  4. Record temperatuur, ECG en ademhaling van de muis in de data-analyse software.

4 Neck Operatie voor Systemic Cardiovasculaire Monitoring

4.1) Vessel dissectie

  1. Identificeer de middenlijn van de nek, middelpunt van sleutelbeen, de hoek van de onderkaak.
  2. Wordt 2cm longitudinale incisie van de hoek van de onderkaak middelpunt van vorkbeen die 0,5 cm aan de linkerzijde van de middenlijn.
  3. Ontleden de submandibulaire klier, draai hem om en bedek het met een zoutoplossing gedrenkt gaasje.
  4. Identificeer de halsader, ontleden en leg drie 6-0 zijde hechtingen onder de ader voor later ligatie en fixatie.
  5. Identificeer de sternocleidomastoideus, scheiden van de superieure buik van omohyoid en achterste buik van kauw- spier, en trek hem met een oprolmechanisme voor eenvoudige blootstelling van de halsslagader.
  6. Ontleden de halsslagader en nog drie 6-0 zijden hechtdraden volgens de slagader later ligatie en bevestiging.

4.2) halsslagader bloedstroom meten

  1. Plaats de transsonesonde rond de halsslagader, stabiel te houden, en het contact te optimaliseren met behulp van echografie gel of zoutoplossing.
  2. Record bloedstroomsnelheid van de halsslagader zoals aangegeven op het kleine scherm van de transsone inrichting met data analysesoftware
  3. Verwijder de sonde na het voltooien van de meting

4.3) Halsslagader drukmeting (GLB)

  1. Afbinden het distale uiteinde van de halsslagader en klem het proximale uiteinde.
  2. Plaats 2 bevestigingsgaten hechtingen rond de halsslagader. Gebruik 10-0 prolene voor het verblijf hechtdraad.
  3. Voeg een kleine insnijding op de voorste wand van het vat.
  4. Plaats de millar katheter en bevestig deze met vooraf geplaatste hechtingen.
  5. Noteer het GLB in de data-analyse software.

4.4) halsader bloedstroom meten

  1. Til de halsader en plaats de transsone stroom sonde om het debiet te meten.
  2. Noteer de stroomsnelheid gegevensanalyse software.

4.5) Centraal veneuze drukmeting (CVP)

  1. Klem het proximale uiteinde van de halsader en ligeren het distale uiteinde.
  2. Snijd een kleine incisie met microscissors op de voorste wand van het vat.
  3. Plaats de met vloeistof gevulde katheter en bevestig het met de pre geplaatst hechtdraad lijnen.
  4. Noteer de CVP in de data-analyse software.

5. buikoperatie voor Overname van Gestoorde Hemodynamica

5.1) identificatie Vessel

  1. Voeg een dwarse insnijding op de buik.
  2. Eventerate de darmen naar de linkerkant en bedekken met natte gaasje.
  3. Identificeer de inferior vena cava, de poortader, gemeenschappelijke leverslagader en de juiste leverslagader.
  4. Drop een warme zoutoplossing in de buik en het oppervlak van de darmen elke 5 minuten gedurende de gehele controleprocedure.

5.2) Meting van portaal bloedstroom

  1. Ontleden de poortader.
  2. Plaats 6-0 zijde onder de poortader naar opheffing van het vaartuig, bij het plaatsen van de stroom sonde.
  3. Plaats de transsone stroom sonde rond de poortader en meet de bloed doorstroming.
  4. Noteer het bloed debiet van de poortader.

5.3) Meting van de Gemeenschappelijke leverslagader stroom

  1. Ontleden de gemeenschappelijke leverslagader voorzichtig.
  2. Plaats een 6-0 zijden hechtdraad rondom het schip tot opheffing van het vaartuig te vergemakkelijken.
  3. Plaats de stromingsonde rond de slagader.
  4. Meet de doorbloeding en de gegevens te verkrijgen.

5.4) Meting van de poortader druk (PVP)

  1. Kies een tak van de mesenteriale vene met weinig zijtakken, dat uitmondt recht in de poortader.
  2. Afbinden het distale uiteinde van de geselecteerde mesenterica. Zorg ervoor dat ligatie dicht bij de intestinale buis. Afbinden haar kleine takken
  3. Plaats 2 fixing hechtingen met 6-0 prolene rond de ader. Het belangrijkste punt van deze procedure is om te voorkomen dat het aanraken van de mesenterica wanneer ligateren de ader.
  4. Klem het proximale uiteinde van de poortader.
  5. Place 2 stay hechtingen met 10-0 prolene. Sommigen bloeden zal optreden sinds het verblijf hechtdraad de vaatwand van de boete mesenterica moet doordringen.
  6. Maak een kleine incisie in de ader met behulp van een microscissor schuin in een hoek van 45 graden.
  7. Steek de Millar katheter via de mesenteriale vene in de poortader en repareren
  8. Noteer de poortader druk. Aan het einde van de procedure, offeren de muizen door verbloeding onder verdoving.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Vital parameters van de muizen zoals ademhaling en hartslag zijn natuurlijk veel hoger dan in ratten. Gemiddelde systemische bloeddruk en halsader druk zijn vergelijkbaar met waarden rat en zelfs vergelijkbaar met de menselijke data.

Hepatische hemodynamische gegevens duidelijk verschillend. We verkregen normale waarden van 8 muizen. Portal bloedstroom in normale muizen varieerde tussen 1,6-2,3 ml / min. Stroming in de gemeenschappelijke leverslagader varieerde 0,10-0,35 ml / min. Poortader druk in normale dieren was in de brede range 4,4-11,2 cmH 2 O met een gemiddelde waarde van 8,09 ± 2,47 cmH 2 O (tabel 1). Dit brede bereik kan leiden tot kleine maar significante verschillen bij de gemiddelde waarde van kleine groepen van normale dieren vergeleken.

Aangezien wij waargenomen aanzienlijke inter-individuele verschillen vooral in het portaal onder druk, we getest of kleine intra-individuele verschillen kunnen worden gedetecteerd met deze tech-nique. We evalueerden deze procedure in twee verschillende experimentele instellingen: gedeeltelijke hepatectomy en lever kwab klemmen / de-klemmen. Portal druk voor en direct na de 70% partiële leverresectie (n = 20) in hetzelfde dier (Figuur 1) steeg met 2-voudige van 6.87 ± 2.39 en 11.41 ± 2.94 cmH 2 O (p = <0,001). Deze resultaten waren in dezelfde orde van grootte als bij andere diersoorten 5,12 en ook bij de mens 7.

Normale poortader druk en portal druk voor resectie werden overgenomen uit twee verschillende groepen (een van de normale controle parameters groep, de andere van 70% PH-groep). Vanwege het brede scala van portale druk bij normale muizen (4-11 cmH 2 O), de gemiddelde waarden van kleine groepen dieren kan enigszins afwijken, zoals waargenomen in ons experiment (8.09 ± 2.47 cmH 2 O versus 6.87 ± 2.39 cmH 2 O). Echter, bij het analyseren van de gegevens, vonden we dat er geen statistisch significant verschil tussen beide groepen (P = 0,237).

De klem /-de klemmen experiment was om aan te tonen dat de procedure is gevoelig genoeg te halen nog kleinere veranderingen in de portale druk. Het vastklemmen van de rechter kwab die 20% van de massa lever resulteerde in een toename van ongeveer 17%. Verdere klemming van de mediaan en linker laterale lob veroorzaakt een toename van ten minste 2-3 vouwen vergeleken met de start portale druk. Portal druk geleidelijk terug naar de begindruk, bij het loslaten van de klem van de rechter kwab waardoor klemming van 70% van de lever. De druk terug naar het beginniveau bij het ​​verwijderen van de klem van links poortader leveren de mediaan en linker laterale lob (figuur 2 en tabel 2). De kaart van de sham operatie groep bleef stabiel binnen 1 uur na het openen van de buik. De MAP van muizen in de controlegroep, verkregen bij de vergelijkbare tijdstipzoals in de klemmende experiment had geen significant verschil met de MAP van de experimentele groep. De resultaten van beide experimenten bleek dat zelfs kleine intra-individuele veranderingen van minder dan 20% kan worden gedetecteerd met deze procedure.

Typische complicaties zoals ernstige bloeden en congestie kan optreden tijdens de procedure. Omdat ernstig bloedverlies significante afname van MAP en PVP zou veroorzaken, moeten de resultaten van muizen met deze complicatie worden geëlimineerd. Veneuze congestie en trombose te voorkomen bij het uitvoeren van de lever kwab vastklemmen experiment, we raden het inspuiten van een kleine dosis heparine (500 U / kg) intra-operatief voor klemmen. Gemeenschappelijke leverslagader kan een voorbijgaande vaatspasmen ondergaan na de behandeling, zoals het opheffen van het schip en het plaatsen van de sonde. Dit kan een korte voorbijgaande ischemie van de lever. In het algemeen kan de spasmen spontaan binnen minuten. Een korte vasculaire spasmen in de CHA is geen ernstig probleemhet leven van het dier, maar kunnen interfereren met experimentele resultaten bij het scherpstellen op hepatische ischemie reperfusie schade.

Tot slot, deze procedure is uitdagend, maar haalbaar. Het vereist enige training zelfs voor ervaren micro-chirurgen. Vanwege de hoge inter-individuele variabiliteit vergelijking van de druk gegevens verkregen in verschillende dieren voor en na een interventie mag niet leiden tot overtuigende resultaten. Daarom raden we deze procedure om op korte termijn regulatie van hepatische hemodynamiek in acute experimenten te bestuderen door het verwerven van de gegevens vóór en na de interventie in hetzelfde dier.

Parameters Eigen gegevens verkregen Parameters gemeld
Vitale parameters Hartslag (n = 8) 418 ± 55 BPM 389 (353-566) BPM 1
162 ± 11 BPM 254 ± 28 BPM 2
Temperatuur (n = 8) 33,56 ± 0,54 ° C 36,1-36,6 ° C 11
Systemische bloeddruk (CAP) (n = 8) 130,54 ± 20.47 cmH 2 O
(= 96.02 ± 15.06 mmHg)
94 ± 15 mmHg 9
Centrale veneuze druk (CVP) (n = 2) 8.90 ± 3.25 cmH 2 O 5,9 ± 2,0 cmH 2 O 11
Leverinsufficiëntie hemodynamiek Poortader stroom (n = 6) 2,03 ± 0,24 ml / min 3,0 (2,5-3,1) ml / min 1
3.3 ml / min 1
Gemeenschappelijke leverslagader stroom (n = 6) 0,20 ± 0,09 ml / min Niet fou nd
PVP (n = 8) 8.09 ± 2.47 cmH 2 O (= 5.95 ± 1.82mmHg) 5.3 ± 1.4 cm 3 zoutoplossing
8.7 ± 2.1 mmHg 4
4 mmHg 6

Tabel 1: Normale systemische hemodynamische parameters en lever van muizen verkregen met behulp van deze monitoring procedure GLB. Halsslagader druk; MAP: de gemiddelde arteriële druk; CVP: centraal veneuze druk; PVP: poortader druk.

Figuur 1
Figuur 1. PVP voor en na 70% PH. Poortader druk voor en na 70% partiële leverresectie (n = 20) was 6.87 ± 2.39 en 11.41 ± 2.94 cmH 2 O.www.jove.com/files/ftp_upload/51955/51955fig1highres.jpg "target =" _blank "> Klik hier om een ​​grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Parameters (cm H2O) Na laparotomie Na het opspannen 20% van de lever (RL) Na het vastklemmen 90% van de lever (RL + ML + LLL) Na het vastklemmen 70% van de lever (ML + LLL) Aan het eind (de vrijlating van alle klemmen)
PVP - Spannen exp groep (n = 10) 9,59 ± 4,00 10.45 ± 3.89 25.78 ± 8.99 16.91 ± 9.86 11.14 ± 4.48
Mean CAP - Vastklemmen exp groep (n = 10) 121,50 ± 18,67 95.89 ± 32.76 74.41 ± 35.35 93,88 ± 42,96 89.44 ± 44.20
Mean CAP - Sham groep (n = 3) 123.33 ± 12.42 121,0 ± 5.57 124.00 ± 8.66 127.33 ± 7.23 123.00 ± 8.89

. Tabel 2 hemodynamische reactie na het vastklemmen en declamping van verschillende leverlobben (n = 10) RL: rechter kwab, ML: mediaan kwab (inclusief juiste mediaan kwab en linker mediaan kwab), LLL: linker laterale lob.

Figuur 2
Figuur 2 hemodynamische respons na spannen en declamping verschillende leverlobben (dier ID: CHI-108) A.. PVP direct na het inbrengen van de katheter Millar was 8,8 cmH 2 O. PVP na het vastklemmen van 20% lever kwab was 10,8 cmH 2 OBPVP steeg naar 17,5 cmH 2 O na het vastklemmen van 90% lever kwab. C. PVP daalde tot 10,3 cmH 2 O bij het ​​loslaten van de klem van de rechter kwab. D.PVP ging terug naar 8,7 cmH 2 Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Monitoring van de lever hemodynamiek is een belangrijk onderzoeksinstrument in hepatologie en hepatobiliair chirurgie. Verwerving van hepatische hemodynamische gegevens helpen het effect van hepatobiliaire procedures karakteriseren de bloedsomloop. Verwerving van de lever hemodynamische data is ook nodig om het effect van geneesmiddelen die van invloed portal druk en portal flow, bijvoorbeeld studeren, als dat nodig is in de studies ter evaluatie van vasoactieve geneesmiddelen.

Ondanks het kleine formaat, kan de vitale parameters, systemische en lever hemodynamiek worden gecontroleerd bij muizen. De kritische stappen in het protocol zijn als volgt: Ten eerste, het is belangrijk om het dier op een verwarmingskussen plaats gedurende de gehele procedure hypothermie die kunnen leiden tot circulatoire dysfunctie vermijden. Ten tweede is het van cruciaal belang zeer voorzichtig te zijn bij het ontleden van de vaartuigen van een muis, omdat de vaatwand van de muis is zeer fragiel en dun. Het lijkt het beste om de vaatwand te lossen door te grijpen sommige vetweefsel op The oppervlakte in plaats van het grijpen van de vaatwand zelf. Ten derde is het van belang om per ongeluk ligatie van mesenterica voorkomen voor niet aantasten van de arteriële toevoer bij het plaatsen van de vaststelling hechtingen rond de mesenteriale vene.

Echter, de invasieve mentoring techniek heeft een aantal beperkingen. De eerste is de invasiviteit zelf. Deze monitoring techniek is een invasieve methode, die een chirurgische ingreep vereist. Daarom is de controleprocedure zelf kan bijwerkingen voor de dieren. Daarom we gebruikten deze procedure hemodynamische parameters verwerven normale dieren en in acute experimenten maar niet in overlevingsexperimenten. In een volgende stap, willen we deze techniek overlevingsexperimenten evalueren. De tweede beperking van deze procedure is dat het aanzienlijk microchirurgische ervaring vereist. Hemodynamische bewaking bij muizen mogen alleen worden uitgevoerd door speciaal getrainde microchirurgen. De moeilijkste part deze controleprocedure is het inbrengen van de katheter Millar in de kleine mesenteriale ader, omdat ader is uiterst fragiel. In onze handen, werden ongeveer 10 opleidingen operaties die nodig zijn voor een ervaren microchirurg voorafgaand aan technisch beheersen van deze procedure. Ervaring werd gedefinieerd te hebben met succes uitgevoerd meer dan 50 vasculaire anastomose (halsslagader, halsader) bij ratten of muizen. De derde beperking is dat de portale druk verkregen met deze werkwijze kan onder het fysiologische bereik voor een normaal dier. Mesenterica ligatie en katheter inbrengen kan de totale hoeveelheid bloed die afwateren in de poortader naar verwachting met zo'n 10%. Dit kan echter fysiologisch bereik niet worden verkregen met de momenteel beschikbare inrichtingen. Evenzo kan het effect van anesthesie zich op PVP niet uitgesloten 13. Aangezien alle dieren aan dezelfde interventie foutmarge zou een systematische fout. Daarom data interpretatie dient te gebeuren met de nodige voorzichtigheid te focussen op de relatieve veranderingen binnen een dier en niet per se op de absolute verschillen tussen dieren.

Er zijn echter weinig alternatieven voor de invasieve hemodynamische bewaking in knaagdieren. Niet-invasieve monitoring is beperkt tot de overname van de systemische bloeddruk. Portal druk of portaflow kan niet-invasief worden bepaald bij muizen. Telemetrische bewaking is ook beperkt tot de verwerving van de systemische bloeddruk. Geen rapporten werden gevonden met betrekking tot de telemetrische overname van andere hemodynamische parameters.

Deze full intraoperatieve bewaking procedure is nodig om de lever fysiologische processen, zoals regulering van de lever perfusie, lever regeneratie en hepatobiliare operatie volledig te begrijpen. De mogelijkheid om op en verzamelen gegevens van proefdieren intra realtime vormt daarmee een belangrijke stap in de studie van lever diSease en portale hypertensie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen.

Acknowledgments

Dit onderzoek werd gesteund door het Duitse Federale Ministerie voor Onderwijs en Onderzoek (BMBF) gefinancierd "Virtual Lever Netwerk". Ik wil graag Frank Schubert en Rene Gumpert bedanken van het mediacenter van Jena University Hospital voor hun hulp bij het produceren van de video en het maken van de animatie en Isabel Jank voor het opnemen van de audio.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PowerLab 16/30  ADInstruments PL3516
Quad Bridge Amp ADInstruments FE224 Bridge amplifier 
Animal Bio Amp ADInstruments FE136
Needle Electrodes for FE136 (3 pk) ADInstruments MLA1213
Perivascular Flowmeter Module Transonic TS420
Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB Transonic MA0.5PSB/MA1PSB
SPR-1000 Mouse Pressure Catheter Millar instruments 841-0001
fluid filled catheter  Terumo SR+DU2619PX 26G, 0.64×19mm
micro scissors F·S·L No. 14058-09
micro serrefine F·S·L No.18055-05
Micro clamps applicator F·S·L No. 18057-14
Straight micro forceps F·S·L No. 00632-11
Curved micro forceps F·S·L No. 00649-11
needle-holder F·S·L No. 12061-01
6-0 silk ethicon
6-0 prolene ethicon
7-0 prolene ethicon
10-0 prolene ethicon
Tail cut-off device  Kent Scientific www.kentscientific.com
LabChart7 ADInstruments data  analysis software 

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Albuszies, G., et al. Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock. Crit Care Med. 33, (10), 2332-2338 (2005).
  2. Bernhard, W., et al. Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25, (6), 725-731 (2001).
  3. Cheever, A. W., Warren, K. S. Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow. 18, 405-407 (1963).
  4. Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine. Acta Trop. 89, (1), 13-16 (2003).
  5. Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. Venous resistance increases during rat anaphylactic shock. Shock. 29, (6), 733-739 (2008).
  6. Geerts, A. M., et al. Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation. Int. J. Exp. Pathol. 89, (4), 251-263 (2008).
  7. Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats. Lab Anim. 44, (3), 254-263 (2010).
  8. Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice. Hypertension. 25, (5), 1111-1115 (1995).
  9. Kuga, N., et al. Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse. J. Physiol.. 587, (Pt 4), 745-752 (2009).
  10. Muraki, T., Strain Kato, R. difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice. Psychopharmacology (Berl). 89, (1), 60-64 (1986).
  11. Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293, (1), H534-H540 (2007).
  12. Sakamoto, M., et al. Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen. Eur. J. Clin. Invest. 35, (3), 220-225 (2005).
  13. Reverter, E., et al. Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis. Liver Int. 34, (1), 16-25 (2014).
Monitoring van Systemische en lever hemodynamische parameters in Muizen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Xie, C., Wei, W., Zhang, T., Dirsch, O., Dahmen, U. Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice. J. Vis. Exp. (92), e51955, doi:10.3791/51955 (2014).More

Xie, C., Wei, W., Zhang, T., Dirsch, O., Dahmen, U. Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice. J. Vis. Exp. (92), e51955, doi:10.3791/51955 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter