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Medicine

Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos

doi: 10.3791/51955 Published: October 4, 2014

Summary

Este filme demonstra como adquirir hemodinâmica sistêmica e hepática em ratos. Todo o monitoramento inclui a aquisição de parâmetros vitais, pressão arterial sistêmica, pressão venosa central, a taxa de fluxo da artéria hepática comum, e pressão da veia porta, bem como a taxa de fluxo portal em camundongos.

Abstract

O uso de modelos de ratos na pesquisa experimental é de enorme importância para o estudo da fisiologia hepática e distúrbios fisiopatológicos. No entanto, devido ao pequeno tamanho do rato, detalhes técnicos do processo de monitorização intra-operatória adequada para o mouse raramente foram descritas. Anteriormente nós relatamos um procedimento de controlo para obter parâmetros hemodinâmicos para ratos. Agora, nós adaptamos o procedimento para adquirir os parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepática em ratos, uma espécie dez vezes menor do que os ratos. Este filme demonstra a instrumentação dos animais, bem como o processo de aquisição de dados necessária para avaliar a hemodinâmica sistémica e hepática em ratos. Os parâmetros vitais, incluindo a temperatura corporal, freqüência respiratória e freqüência cardíaca foram registradas durante todo o procedimento. Parâmetros hemodinâmicos sistêmicos consistem de pressão da artéria carótida (PAC) e da pressão venosa central (PVC). Parâmetros de perfusão hepática incluem v portalein pressão (PVP), a taxa de fluxo portal, bem como a taxa de fluxo da artéria hepática comum (tabela 1). Instrumentação e aquisição de dados para registrar os valores normais foi concluída no prazo de 1,5 h. Parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas permaneceram dentro da normalidade durante este procedimento.

Este procedimento é desafiador, mas viável. Nós já aplicou este procedimento para avaliar a hemodinâmica hepática em ratos normais, bem como durante a 70% hepatectomia parcial e no lobo hepático aperto experimentos. A média de PVP após a ressecção (n = 20), foi de 11,41 ± 2,94 cmH 2 O que foi significativamente maior (P <0,05) do que antes da ressecção (6,87 ± 2,39 cmH 2 O). Os resultados do lobo hepático aperto experimento indicou que este procedimento de fiscalização é sensível e adequado para detectar pequenas mudanças na pressão portal e taxa de fluxo portal. Em conclusão, este procedimento é confiável nas mãos de um micro-cirurgião experiente, mas deve ser limitado a experiments onde os ratos são absolutamente necessárias.

Introduction

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O objetivo geral deste vídeo foi demonstrar um procedimento de monitoramento em tempo real para a aquisição de parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas. A justificativa para o desenvolvimento deste processo é a sua grande valor para intervenções experimentais em camundongos que exigem a obtenção de parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepáticas. O procedimento pode ser aplicado a animais naive e, durante ou após um determinado intervenção cirúrgica experimental hepato-biliares, tais como a hepatectomia parcial, a ligadura da veia porta e o transplante de fígado.

Aquisição de dados hemodinâmicos hepática em roedores requer o procedimento invasivo proposto. Perfusão hepática não podem ser obtidas de forma não invasiva. No entanto, existem alternativas para a aquisição da pressão arterial sistêmica. Técnicas de monitoramento, tais como a técnica de cauda manguito 8 foram utilizados para a aquisição da pressão arterial em ratos e camundongos. A técnica da palmada na cauda pode ser aplicado em conscianimais OUs. Ao medir a pressão arterial, o animal precisa ser colocado e fixado em uma posição desconfortável específico. No manual do aparelho tail-cuff, o fabricante afirma que os ratos podem ficar nervosos, o que pode diminuir a circulação na cauda. Sob esta circunstância, a pressão arterial periférica adquirida na cauda pode ser muito menor do que a pressão arterial central.

O processo de acompanhamento completo foi realizado com um monitor de múltiplos canais integrado com uma série de sensores para aquisição de dados. A pressão sanguínea foi obtida por inserção de um cateter dentro do respectivo recipiente após a dissecação cuidadosa microcirúrgico e exposição ao microscópio. A taxa de fluxo foi medido colocando uma sonda de fluxo em torno de cada recipiente transónico.

Já registramos um procedimento de controlo intra-operatória semelhante em ratos, resultando em uma ampla série de dados hemodinâmicos fisiológicos comparáveis ​​Single dados relatados de outros grupos 7. Por isso consideramos este procedimento para representar uma boa base para adaptá-lo para o mouse, uma espécie de 10 vezes menor do que o rato. A diferença fundamental para o processo de rato é o uso de cateteres de Millar para adquirir os dados da pressão arterial, em vez de um sistema de cateter à base de fluido. Dados de fluxo também foram adquiridos com sondas de fluxo transônico, apenas muito menores do que para os vasos de ratos correspondentes.

Devido ao pequeno tamanho do animal, a instrumentação dos ratos é tecnicamente desafiador, mas viável. Uma vez que a instrumentação é completada, a aquisição de dados e análise de dados de vida primária é simples, uma vez que um ficheiro de configuração predefinida pode ser utilizado. O ficheiro de configuração tem de ser definida, uma vez no início de uma série de experiências e pode ser armazenada e utilizada para todas as experiências subsequentes.

Até agora foi aplicado este procedimento para avaliar os efeitos hemodinâmicos hepáticas em experimentos agudos. Medimos CAP e PVP antes e imediatamente após hepatectomia parcial de 70% (PH) e de aperto / experiências de fixação de. Nós presa do ligamento hepato-duodenal do lobo direito que representa 20% da massa de fígado, seguido por breve (5min) de aperto da mediana e lobo lateral esquerdo que representa 90% do total da massa do fígado. De-aperto começou com a abertura da pinça do lobo direito seguido de libertar a mediana e lobo lateral esquerdo. Pinçamento máxima foi inferior a 10 min.

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Protocol

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Habitação e todos os procedimentos realizados estavam de acordo com o Animal Welfare alemão Legislação.

1 Sensores de Calibração (siga as instruções do fabricante para calibração dos sensores)

1.1) calibração Millar cateter. Pré-embeber a ponta do cateter em água estéril ou solução salina, durante 30 minutos, antes do equilíbrio (zero) e de calibração.

  1. Ligue o sensor Millar ao canal de amplificador millar1 ponte e insira a ponta do sensor Millar na coluna de água.
  2. Defina o valor da coluna de água a 0 cmH 2 O. Na janela do software de análise de dados, escolha ponte amplificar e zerá-lo. O valor da linha de base 0 cm H 2 O pode ser configurado.
  3. Defina o valor da coluna de água a 20 cmH 2 O. Executar análise de dados janela Progress Software, e parar. Escolha "unidades" na janela da ponte de ampliar, definir a linha de base de 0 a 20 cmH 2 O em conformidade. Ajuste a "unidade" para cmH <sub> 2 O.
  4. Calibre o millar2 para medir CAP da mesma forma (conjunto de duas linhas de base 90 e 110 cmH 2 O).

1.2) calibração da sonda de fluxo de sangue

  1. Coloque a sonda em água deionizada. Ligue a sonda com sistema sonda de fluxo transônico.
  2. Na janela do software de análise de dados, escolha Input amplificar a zero a sonda de fluxo. Ajuste as unidades.
  3. Pressione o botão para "canal de teste" para coletar o sinal: se o sinal tem de 3-4 bares, isso significa que o sinal é bom. No caso de um bom sinal é adquirido, o processo pode ser continuado.
  4. Pressione o botão para "zero canal" eo canal de escala para ver se o valor foi calibrado ou não.
  5. Pressione o botão para "canal de medida" para a medição mais tarde.

2 Prepare o mouse para o procedimento cirúrgico

  1. Posicione o mouse em uma câmara de indução e anestesiar o mouse com 2% de isoflurano e0,3 ml / min de oxigênio. A operação pode ser realizada se a retirada reflexo toe-pitada de o rato está ausente.
  2. Raspar a pele das regiões cirúrgicos, que incluem o pescoço esquerdo e abdômen.
  3. Posicione o mouse sobre a mesa de operação e corrigi-lo usando fitas. Use vet pomada nos olhos para evitar o ressecamento durante o período de operação.
  4. Coloque uma almofada de gaze sob o pescoço para a exposição ideal do campo de operação do pescoço.
  5. Desinfetar o campo de operação e coloque gazes esterilizadas para cobrir o mouse apenas deixando o campo cirúrgico aberto.

3. Parâmetros Vitais Medição

  1. Insira as agulhas de ECG por via subcutânea nas patas de rato.
  2. Colocar o sensor respiratório sob a parte traseira do rato.
  3. Coloque a sonda de temperatura no reto do mouse.
  4. Temperatura Record, ECG e freqüência respiratória do mouse no software de análise de dados.

4. Neck Operação para SMonitoramento Cardiovascular ystemic

4.1) dissecção navio

  1. Identificar a linha média do pescoço, ponto médio da clavícula, o ângulo da mandíbula.
  2. Fazer uma incisão longitudinal, dois centímetros a partir do ângulo de mandíbula para o ponto do meio da clavícula, que é 0,5 centímetros para o lado esquerdo da linha média.
  3. Dissecar a glândula submandibular, vire-o e cubra-a com gaze embebida de solução salina.
  4. Identifique a veia jugular, dissecá-lo e colocar três 6-0 fio de seda sob a veia para a ligação mais tarde e fixação.
  5. Identificar o músculo esternocleidomastóideo, separá-lo do ventre superior do omo-hióideo e ventre posterior do músculo digástrico, e puxe-o com um afastador para facilitar a exposição da artéria carótida.
  6. Dissecar a artéria carótida e colocar três 6-0 suturas de seda por baixo da artéria para ligação e fixação posterior.

4.2) a medição do fluxo sanguíneo da artéria carótida

  1. Coloque o transsoniquesondar em torno da artéria carótida, mantê-lo estável, e otimizar o contato usando gel de ultra-som ou soro fisiológico.
  2. Grave velocidade do fluxo sanguíneo da artéria carótida, como indicado na tela pequena do dispositivo transsonique usando software de análise de dados
  3. Remover a sonda depois de completar a medição

4.3) a medição da pressão da artéria carótida (PAC)

  1. Ligadura a extremidade distai da artéria carótida e fixar a sua extremidade proximal.
  2. Coloque 2 suturas de fixação em torno da artéria carótida. Use 10-0 prolene para sutura estadia.
  3. Fazer uma pequena incisão na parede anterior do recipiente.
  4. Insira o cateter Millar e corrigi-lo com suturas pré-colocados.
  5. Anote o CAP em software de análise de dados.

4.4) a medição do fluxo de sangue da veia jugular

  1. Levante a veia jugular e colocar a sonda de fluxo transônico para medir a taxa de fluxo.
  2. Grave a vazão em software de análise de dados.

4.5) medida da pressão venosa central (PVC)

  1. Prender a extremidade proximal da veia jugular e ligar a extremidade distal.
  2. Cortar uma pequena incisão utilizando microtesouras na parede anterior do recipiente.
  3. Insira o cateter cheio de líquido e corrigi-lo com as linhas de sutura pré-colocados.
  4. Registre a CVP em software de análise de dados.

5. Operação Abdominal para Aquisição de hepáticas Hemodinâmica

5.1) Identificação do navio

  1. Faça uma incisão transversal no abdômen.
  2. Eventerate os intestinos para o lado esquerdo e cobrir com gaze molhada.
  3. Identificar a veia cava inferior, veia portal, a artéria hepática comum e a artéria hepática adequada.
  4. Abandonar algumas salina quente no abdômen e na superfície dos intestinos cada 5 min durante o processo de acompanhamento conjunto.

5.2) Quantificação do fluxo portal

  1. Dissecar a veia porta.
  2. Coloque 6-0 seda sob a veia portal para facilitar a retirada da embarcação na colocação da sonda de fluxo.
  3. Coloque a sonda de fluxo em torno transónico na veia porta e medir a taxa de fluxo de sangue.
  4. Gravar a taxa de fluxo de sangue da veia porta.

5.3) A medição do fluxo da artéria hepática comum

  1. Dissecção da artéria hepática comum com cautela.
  2. Inserir uma sutura de seda 6-0 à volta do vaso para facilitar o levantamento do recipiente.
  3. Coloque a sonda de fluxo em torno da artéria.
  4. Meça o seu fluxo sanguíneo e obter os dados.

5.4) A medição da pressão da veia porta (PVP)

  1. Escolha um ramo da veia mesentérica com poucos ramos laterais, que drena diretamente na veia portal.
  2. Ligadura a extremidade distal da veia mesentérica seleccionado. Certifique-se de que a ligação está perto do tubo intestinal. Ligadura seus pequenos ramos
  3. Coloque 2 fixing suturas usando 6-0 prolene ao redor da veia. O ponto-chave deste procedimento é evitar tocar a artéria mesentérica quando a ligadura da veia.
  4. Prender a extremidade proximal da veia portal.
  5. Coloque 2 suturas estadia utilizando 10-0 prolene. Alguns sangramento vai ocorrer uma vez que o fio de sutura permanência deve penetrar a parede vascular da veia mesentérica fina.
  6. Fazer uma pequena incisão na veia utilizando um microtesoura obliquamente a um ângulo de 45 graus.
  7. Insira o cateter Millar através da veia mesentérica na veia porta e corrigi-lo
  8. Registre a pressão da veia porta. No final do procedimento, o sacrifício dos ratinhos por sangria sob anestesia.

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Representative Results

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Os parâmetros vitais dos ratos, como freqüência respiratória e freqüência cardíaca são, obviamente, muito maior do que em ratos. A média da pressão arterial sistêmica e da pressão da veia jugular são semelhantes aos valores de ratos e até mesmo semelhantes aos dados humanos.

Dados hemodinâmicos hepáticos são obviamente diferentes. Obtivemos os valores normais das 8 camundongos. Fluxo portal em ratos normais variou entre 1,6-2,3 ml / min. O fluxo na artéria hepática comum variou entre 0,10 e 0,35 ml / min. Pressão da veia porta em animais normais estava na ampla gama de 4,4-11,2 cm H 2 O, com um valor médio de 8,09 ± 2,47 cm H 2 O (Tabela 1). Esta ampla gama pode conduzir a diferenças pequenas, mas não significativas quando se compara o valor médio dos pequenos grupos de animais normais.

Uma vez que observamos consideráveis ​​diferenças inter-individuais, especialmente na pressão portal, testámos se pequenas diferenças intra-individual pode ser detectado com esta tecnologianique. Avaliamos esse procedimento em duas situações experimentais diferentes: hepatectomia parcial e fígado lobo fixação / de-aperto. Portal de pressão antes e imediatamente após hepatectomia parcial de 70% (n = 20) no mesmo animal (Figura 1) aumentou em 2 vezes a partir de 6,87 ± 2,39 e 11,41 ± 2,94 cm H 2 O (P = <0,001). Estes resultados foram em um intervalo semelhante ao observado em outras espécies de 5,12 e também em humanos 7.

Pressão da veia porta e pressão normais portal antes da ressecção foram adquiridos a partir de dois grupos diferentes (um grupo de normal parâmetros de monitoramento, e outro de 70% do grupo PH). Devido à ampla gama de pressão portal em ratos normais (4-11 cm H 2 O), os valores médios de pequenos grupos de animais podem ser ligeiramente diferentes, como observado em nosso experimento (8,09 ± 2,47 cmH2O contra 6,87 ± 2,39 cmH 2 O). No entanto, ao analisar os dados, descobrimos que não havia statisdiferença estatisticamente significativa entre os dois grupos (P = 0,237).

A fixação / de aperto de experimento foi concebido para demonstrar que o procedimento é sensível o suficiente para pegar as alterações ainda menores na pressão portal. A fixação do lobo direito que representa 20% da massa de fígado resultou num aumento de cerca de 17%. Além disso aperto da mediana e lobo lateral esquerdo causou um aumento de, pelo menos, 2-3 pregas em comparação com a pressão a partir do portal. Pressão portal gradualmente retornado à pressão inicial, quando a abertura da pinça o lóbulo direito, resultando na fixação de 70% do fígado. A pressão retornou para o nível de partida, quando a remoção da braçadeira a partir da veia porta esquerda fornecendo a mediana e lobo lateral esquerdo (Figura 2 e Tabela 2). O mapa do grupo de operação simulada permaneceu estável dentro de 1h após a abertura do abdômen. A MAP das ratos do grupo de controlo, obtido no ponto de tempo comparávelcomo no experimento de aperto, não apresentou diferença significativa em comparação com o MAP do grupo experimental. Os resultados de ambas as experiências revelou que mesmo pequenas alterações intra-individual de menos do que 20% pode ser detectada com este procedimento.

Complicações típicas como hemorragia grave e os congestionamentos podem ocorrer durante o procedimento. Uma vez que a perda grave de sangue iria causar diminuição significativa da PAM, bem como PVP, os resultados de ratinhos com esta complicação deve ser eliminado. Para evitar congestão venosa e trombose ao realizar fígado lobo aperto experiência, sugerimos a injeção de uma pequena dose de heparina (500 U / kg) intra-operatório antes de aperto. Artéria hepática comum podem sofrer um espasmo transitório embarcação em cima de manipulação, como a elevação do navio e colocação da sonda. Isto pode causar uma breve isquemia transiente do fígado. Em geral, o espasmo pode resolver-se espontaneamente em poucos minutos. Um espasmo vascular curto na CHA não é colocar um grave problemapara a vida do animal, mas pode interferir com os resultados experimentais, ao focalizar hepática lesão de isquemia e reperfusão.

Em conclusão, este procedimento é desafiadora, mas factível. É preciso um pouco de treinamento até mesmo para experientes micro-cirurgiões. Devido à comparação variabilidade inter-individual elevada de dados de pressão obtidos em diferentes animais antes e depois de uma intervenção não pode levar a resultados conclusivos. Portanto, recomendamos este procedimento para estudar regulação de curto prazo da hemodinâmica hepáticas em experimentos agudos através da aquisição de dados antes e após a intervenção dentro do mesmo animal.

Parâmetros Os próprios dados obtidos Parâmetros relataram
Os parâmetros vitais A freqüência cardíaca (n = 8) 418 ± 55 BPM 389 (353-566) 1 BPM
162 ± 11 BPM 254 ± 28 BPM 2
Temperatura (n = 8) 33,56 ± 0,54 ° C 36,1-36,6 ° C 11
A pressão arterial sistémica (CAP) (n = 8) 130,54 ± 20,47 cmH 2 O
(= 96,02 ± 15,06 mmHg)
94 ± 15 mmHg 9
A pressão venosa central (PVC) (n = 2) 8,90 ± 3,25 cmH2O 5,9 ± 2,0 cm H 2 O 11
Hemodinâmica hepática Fluxo da veia porta (n = 6) 2,03 ± 0,24 ml / min 3,0 (2,5-3,1) ml / min 1
3,3 ml / min 1
Fluxo da artéria hepática comum (n = 6) 0,20 ± 0,09 ml / min Não fou nd
PVP (n = 8) 8,09 ± 2,47 cmH 2 O (= 5,95 ± 1.82mmHg) 5,3 ± 1,4 centímetros salina 3
8,7 ± 2,1 mmHg 4
4mmHg 6

Tabela 1 parâmetros hemodinâmicos sistêmicos e hepática normal de ratos adquiridos utilizando este processo de acompanhamento da PAC:. Pressão da artéria carótida; MAP: pressão arterial média; CVP: pressão venosa central; PVP: pressão da veia porta.

Figura 1
Figura 1. PVP antes e depois de 70% de PH. Pressão da veia porta antes e depois de 70% hepatectomia parcial (n = 20) foram de 6,87 ± 2,39 e 11,41 ± 2,94 cm H 2 O."target =" www.jove.com/files/ftp_upload/51955/51955fig1highres.jpg _blank "> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Parâmetros (cmH2O) Após laparotomia Depois de prender 20% do fígado (RL) Depois de prender 90% do fígado (RL + ML + LLL) Depois de prender 70% do fígado (ML + LLL) No final (libertação de todos os grampos)
PVP - Fixação grupo exp (n = 10) 9,59 ± 4,00 10,45 ± 3,89 25,78 ± 8,99 16,91 ± 9,86 11,14 ± 4,48
Média CAP - grupo de aperto exp (n = 10) 121,50 ± 18,67 95,89 ± 32,76 74,41 ± 35,35 93,88 ± 42,96 89,44 ± 44,20
Média CAP - Sham (n = 3) 123,33 ± 12,42 121,0 ± 5,57 124,00 ± 8.66 127,33 ± 7,23 123,00 ± 8,89

. Tabela 2 resposta hemodinâmica após pinçamento e despinçamento de diferentes lobos do fígado (n = 10) RL: lobo direito, ML: lobo médio (incluindo o lobo médio direito e lobo médio esquerdo), LLL: esquerda lóbulo lateral.

Figura 2
Figura 2 resposta hemodinâmica após pinçamento e despinçamento de diferentes lobos do fígado (animal ID: CHI-108) A.. PVP logo após a inserção do cateter Millar foi de 8,8 cmH 2 O. PVP depois de aperto 20% lobo hepático foi de 10,8 cmH 2 OBPVP subiu para 17,5 cmH2O após fixação de 90% do lóbulo hepático. C. PVP diminuiu para 10,3 cmH2O quando a abertura da pinça do lobo direito. D.PVP voltou para 8,7 cmH 2 Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

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Monitoramento da hemodinâmica hepática é uma importante ferramenta de hepatologia e cirurgia hepatobiliar. Aquisição de dados hemodinâmicos hepáticas ajuda a caracterizar o efeito de procedimentos hepatobiliares sobre o sistema circulatório. Aquisição de dados hemodinâmicos hepáticas também são necessárias para estudar o efeito de drogas que afetam a pressão portal e do fluxo portal, por exemplo, conforme a necessidade de estudos que avaliem drogas vasoativas.

Apesar do pequeno tamanho, os parâmetros vitais, sistêmicas e hemodinâmica hepática pode ser monitorada em camundongos. Os passos críticos dentro do protocolo foram como se segue: Em primeiro lugar, é importante colocar o animal sobre uma almofada de aquecimento durante todo o processo para evitar a hipotermia, que pode conduzir à disfunção circulatória. Em segundo lugar, é fundamental ter muito cuidado ao dissecar os vasos de um rato, uma vez que a parede do vaso de rato é muito frágil e fino. Parece melhor para corrigir a parede do vaso, agarrando algum tecido adiposo em the a superfície em vez de agarrar-se a parede do vaso. Em terceiro lugar, é vital para evitar a ligação acidental da artéria mesentérica para não prejudicar o suprimento arterial ao colocar as suturas de fixação ao redor da veia mesentérica.

No entanto, a técnica de tutoria invasivo tem algumas limitações. O primeiro é a sua capacidade de invasão por si só. Esta técnica de monitoramento é um método invasivo, que requer uma intervenção cirúrgica. Portanto, o próprio procedimento de controle pode causar efeitos colaterais para os animais. Assim, apenas utilizado para adquirir este procedimento os parâmetros hemodinâmicos em animais normais e em experiências agudas, mas não em experiências de sobrevivência. Em um próximo passo, queremos avaliar esta técnica em experiências de sobrevivência. A segunda limitação deste processo é que ele requer experiência microcirúrgico substancial. A monitorização hemodinâmica em ratos só devem ser realizados por microsurgeons especificamente treinados. O par mais difícilt deste processo de controlo é a inserção do cateter de Millar na veia mesentérica, uma vez que esta veia é extremamente frágil. Em nossas mãos, cerca de 10 acções de formação foram necessários para uma microsurgeon experiente antes de dominar tecnicamente este procedimento. A experiência foi definida de ter realizado com sucesso mais de 50 anastomose vascular (artéria carótida, veia jugular) em ratos ou camundongos. A terceira limitação é que a pressão portal obtidos com este método pode ser abaixo da gama fisiológica de um animal normal. Ligadura da veia mesentérica e inserção do cateter pode reduzir o volume total de sangue drenando na veia porta por cerca de 10%. No entanto, esta faixa fisiológica não podem ser adquiridos através de dispositivos atualmente disponíveis. Da mesma forma, o efeito de anestesia em si em PVP não pode ser excluído 13. No entanto, uma vez que todos os animais são submetidos à mesma intervenção, o potencial de erro seria um erro sistemático. Portanto, dinterpretação ata deve ser feito com cautela com foco em mudanças relativas dentro de um animal e não necessariamente em diferenças absolutas entre os animais.

No entanto, existem pequenas alternativas para a monitorização hemodinâmica invasiva em roedores. Monitorização não invasiva é limitada para a aquisição da pressão arterial sistémica. Portal de pressão ou de fluxo portal não pode ser determinado de forma não invasiva, em ratinhos. Monitoramento telemétrico é também limitada à aquisição da pressão arterial sistémica. Não foram encontrados relatórios sobre a aquisição de telemetria de outros parâmetros hemodinâmicos.

Este processo de acompanhamento intra-operatória completa é necessária para compreender os processos fisiológicos hepáticas, como a regulação da perfusão hepática, a regeneração hepática e cirurgia hepatobiliar abrangente. A capacidade para monitorizar e recolher dados de animais de laboratório intraoperatoriamente em tempo real representa, portanto, um avanço significativo no estudo de fígado dimasi e hipertensão portal.

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Disclosures

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Acknowledgments

Esta pesquisa foi apoiada pelo Ministério Federal Alemão de Educação e Pesquisa (BMBF) financiado "Rede Fígado Virtual". Eu gostaria de agradecer a Frank Schubert e Rene Gumpert do centro de mídia do Hospital Universitário de Jena por sua ajuda na produção do vídeo e criar a animação e Isabel Jank para a gravação do áudio.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PowerLab 16/30  ADInstruments PL3516
Quad Bridge Amp ADInstruments FE224 Bridge amplifier 
Animal Bio Amp ADInstruments FE136
Needle Electrodes for FE136 (3 pk) ADInstruments MLA1213
Perivascular Flowmeter Module Transonic TS420
Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB Transonic MA0.5PSB/MA1PSB
SPR-1000 Mouse Pressure Catheter Millar instruments 841-0001
fluid filled catheter  Terumo SR+DU2619PX 26G, 0.64×19mm
micro scissors F·S·L No. 14058-09
micro serrefine F·S·L No.18055-05
Micro clamps applicator F·S·L No. 18057-14
Straight micro forceps F·S·L No. 00632-11
Curved micro forceps F·S·L No. 00649-11
needle-holder F·S·L No. 12061-01
6-0 silk ethicon
6-0 prolene ethicon
7-0 prolene ethicon
10-0 prolene ethicon
Tail cut-off device  Kent Scientific www.kentscientific.com
LabChart7 ADInstruments data  analysis software 

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Monitoramento da sistêmicas e hepática Hemodinâmica em Ratos
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Xie, C., Wei, W., Zhang, T., Dirsch, O., Dahmen, U. Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice. J. Vis. Exp. (92), e51955, doi:10.3791/51955 (2014).More

Xie, C., Wei, W., Zhang, T., Dirsch, O., Dahmen, U. Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice. J. Vis. Exp. (92), e51955, doi:10.3791/51955 (2014).

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