Summary
Tiermodelle der pädiatrischen Erkrankung früh einsetzende und aggressiven Krankheitsprogression zu erleben. Klinisch relevante Therapieabgabe, junge Maus-Modellen kann technisch schwierig sein. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-invasive Methode zur intravenösen Injektion neugeborene Mäuse innerhalb der ersten zwei Tage nach der Geburt des Lebens.
Abstract
Die intravenöse Injektion ist eine klinisch anwendbare Weise Therapeutika liefern. Für erwachsene Nager und größere Tiere, sind intravenöse Injektionen technisch möglich und Routine. Jedoch können einige Mausmodellen frühen Ausbruch der Krankheit mit einem schnellen Fortschreiten, die Verabreichung von potentiellen Therapien schwierig macht. Die zeitliche (oder Gesichts) Vene nur an das Ohr Knospe anterioren bei Mäusen und ist eindeutig für die ersten zwei Tage nach der Geburt sichtbar auf beiden Seiten des Kopfes mit einem Binokular. Während diesem Fenster können die zeitliche Vene mit einem Volumen von bis zu 50 & mgr; l injiziert werden. Die Injektion ist sicher und gut durch sowohl den Welpen und der Muttertiere vertragen. Eine typische Injektionsverfahren wird innerhalb von 1-2 min, wonach der Welpe ist mit dem Heimkäfig zurück abgeschlossen. Mit dem dritten Tag nach der Geburt die Vene ist schwierig zu visualisieren und das Einspritzverfahren wird technisch unzuverlässig. Diese Technik ist für die Lieferung von Adeno-assoziierten Virus (AAV) vect verwendetors, die wiederum fast körper breit, stabile Transgenexpression für das Leben des Tieres in Abhängigkeit von dem viralen Serotyp ausgewählt ist.
Introduction
Lieferung von Therapeutika auf das zentrale Nervensystem (ZNS) in Mausmodellen der pädiatrische Erkrankung bleibt eine Herausforderung. Mäuse, die Modell Neugeborenen Krankheitszustände sind unterdimensioniert und entwicklungs unreif, und kann daher schwer direkt in geeignete Strukturen im ZNS zu injizieren. Intravaskuläre Injektion von therapeutischen Mitteln ist eine nicht-invasive, gut verträgliche Methode, um Zellen, Drogen oder viralen Vektoren an den gesamten Körper einschließlich des CNS 1-5 und Retina 3,5-9 liefern. Zurück Publikationen beschreiben zeitliche Gesicht Veneninjektion mit einem Transilluminator 10,11, ohne Dissektionsmikroskop 11,12 oder zwei Individuen erfordern spritzen 10. Die Injektionstechnik in diesem Protokoll beschrieben ist vorteilhaft, weil eine einzelne Person kann Welpen zu injizieren, und die Lichtquelle zu sehen die zeitliche Vene den Welpen nicht zu berühren, wodurch die Notwendigkeit für chirurgische Band oder das Anbringen eines Welpen auf eine feste Oberflächewie einem Transilluminator 11. Lieferung von Adeno-assoziierten viralen Vektor Serotyp 9 (AAV9) in Mäusen erzeugt robuste Expression in Neuronen und Astrozyten im Gehirn und Rückenmark (Abbildung 1). Intravaskuläre Lieferung von viralen Vektoren in die temporalis superficialis V. facialis wurde zuverlässig in verschiedenen Studien in neugeborenen Mäusen verwendet, um die pädiatrische neuromuskuläre Erkrankung Spinale Muskelatrophie (SMA) 2,4,13,14 behandeln und letztlich erhöhte die Lebensdauer der behandelten Mäuse.
Intravaskuläre Injektion von neugeborenen Mäusen auch effektiv zielt auf das periphere Nervensystem und peripheren Organen (Abbildung 2). Nach Injektion von AAV hat Transduktion von Spinalganglien, Leber, Herz, Skelettmuskel, Lunge und Plexus myentericus des Darms beobachtet 1,3,6,7,15. Verbreitete Transduktion des ZNS und Peripherie macht dieses Verfahren ideal für Injektionskrankheiten globalen Expression erforderlichein Transgen, wie Morbus Gaucher 16 und andere lysosomale Speicherkrankheiten 17,18, Batten-Krankheit und verwandte neuronale Zeroidlipofuszinosen, 19 und Bardet-Biedl-Syndrom, einer genetischen Multisystemerkrankung mit Beginn der Symptome in der frühen Kindheit 20 auftritt. Intravaskulärer Injektion in neugeborenen Mäusen sollte auch als ein neuartiges Verfahren zur Modellierung systemweite pädiatrische Erkrankungen angesehen werden. Diese Technik hat den großen Tiermodellen 5,21 übersetzt und intravaskuläre Injektion als eine klinisch akzeptable Methode der Bereitstellung von Therapeutika ist bereits vorhanden.
Das aktuelle Protokoll beschreibt eine einfache, effiziente Methode der Bereitstellung von Mitteln, um neugeborenen Mäusen durch die temporalis superficialis Gesicht Vene spätestens postnatalen Tag 2. Injektion kann durch eine einzige abgeschlossen werden, praktiziert einzelnen und ist gut von den beiden Jungtieren und die Dämme toleriert. Pups erleben minimal Not und erholen sich schnell. Importantly werden erfolgreiche Injektion in globalen Auslieferung des verabreichten Mittels führen. Dieses Protokoll ist für die Lieferung von viralen Vektoren, pharmazeutische Mittel oder Zellen neugeborener Mäuse geeignet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle im Protokoll aufgeführten Verfahren genehmigt worden Institut für Tier Benutzung und Pflege Ausschuss (IACUC) der Ohio State University.
1. Herstellung von Workspace
- Gather nassem Eis, um die Maus Welpen zu betäuben, einen leeren Käfig, um den Damm aus dem Wurf, einem Binokular, einer Lichtquelle, die in einem Winkel zu der Injektion (Verwendung einer Lichtquelle mit einer 90 ° positioniert werden kann trennen Winkel zu der Injektionsstelle verdeckt die Vene), eine saubere Oberfläche, um das Tier für die Einspritzung, Wattestäbchen, 3/10 cc-Insulinspritze mit 3/8 "30 G-Nadel (eines pro Tier) und 1% Evans Blue-Farbstoff ( mit Phosphat gepufferter Salzlösung (PBS)) Lösung für die Ausbildung gemacht.
- Entfernen Sie die Staumauer in einen separaten Käfig, während die Manipulation der Welpen.
2. Injektionsverfahren
- Legen Sie eine einzelne Welpe direkt auf dem nassen Eis für 30-60 sec, um das Tier zu betäuben. Lassen Sie keine ter Tier auf Eis zu lange wegen einer Gefahr der Unterkühlung im Zusammenhang mit Komplikationen einschließlich Kammerflimmern, Gewebehypoxie und metabolische Azidose.
HINWEIS: Unsere Erfahrung ist, dass 30 bis 60 sec ist ausreichend, um die Welpen Bewegungen verlangsamen, um die Injektion zu ermöglichen. Wenn tiefer Narkose erforderlich ist, kann Inhalationsmittel, wie 1-2% Isofluran geeignet. - Während das Tier auf dem Eis, laden Sie die Spritze mit 30 ul Evans blauen Farbstoff.
- Wenn das Tier vollständig betäubt wird, durch den Mangel an Bewegung auf dem Eis, während noch atmete bestätigt, verschieben Sie sie unter dem Mikroskop. Für einen rechtshändigen Injektion gegen Schnauze des Tieres nach rechts. Platzieren Sie den linken Zeigefinger auf die Schnauze und dem linken Mittelfinger kaudal der Ohrhörer, so dass der Ohrhörer ist zwischen dem Zeige- und Mittelfinger (Abbildung 1).
- Untersuchen nur der vordere Ohrstöpsel für eine oberflächliche Kapillare, wenn die Haut Stell bewegt. Diese Kapillare ist nicht das Ziel, aberIdentifikation ist wichtig für zeitliche Venenerkennung. Als nächstes suchen Sie einen dunklen, schattenhaften Venen schlechter als die Kapillare, die unabhängig von Haut Position fixiert bleibt. Die zeitliche Vene erscheint schemen läuft dorsal nach ventral und mündet in die Halsschlagader (Abbildung 1).
- Geben Sie den zeitlichen Vene mit der Nadel Kegel up. Wenn richtig eingesetzt, ist es möglich, sehen die Nadelkegel mit Blut zu füllen durch die Haut. Dann den Kolben langsam drücken und Mitteilungsblanc der Vene an der Seite des Gesichts.
- Dass die Nadel in der Vene für eine zusätzliche 10-15 sec, um eine Rückströmung der Einspritzmittel zu verhindern bleibt.
3. Post-Injektion
- Nach einer korrekten Injektion sollte der Welpe blau fast sofort einzuschalten. Entfernen Sie die Nadel und benutzen sanfter Gewalt zu einem Wattestäbchen auf die Injektionsstelle, bis die Blutgerinnsel gelten.
- Überwachen Sie den Welpen für Anzeichen von Leiden. Lassen Sie den Welpen 2-3 min zu erholen und aufwärmen, recognize wenn der Welpe bei Bewusstsein ist, aufrecht und bewegt, vor der Rückkehr in den Käfig. Cup die Welpen in behandschuhten Händen des Untersuchers, angemessene Wärme in der Erholung bei Bedarf Hilfe zu leisten. Alternativ legen Sie ein Heizkissen unter dem Käfig zu erleichtern Erwärmung des eingespritzten pup. In der Regel nach einem Evans blauen Farbstoff Injektion, einschläfern Welpen. Enthalten Farbstoff nicht bei der Injektion Testmaterial.
- Platzieren Sie den Welpen wieder in den Heimkäfig und sicherstellen, der Welpe ist mit Bettwäsche und / oder nestlet beschichtet, um Wiederaufnahme durch den Damm zu sichern.
- Verwenden Sie eine neue Spritze und Wattestäbchen für jeden Welpen, um die Sterilität zu erhalten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Während einer richtigen Injektion sollte die Vene vorübergehend drehen klar oder blanchieren. Wenn Injizieren färben die gesamte pup sollte blau innerhalb von Sekunden zu drehen. Wenn eine fehlerhafte Einspritzung stattgefunden hat, gibt es oft eine konzentrierte subkutaner Bolus in den Kopf oder Nacken und Injektionsmittel kann aus der Injektionsstelle zu lecken. Unsachgemäße Injektionen können auch im Erscheinungsbild des Blutergüsse um den Hals führen. Pups, die subkutane Injektionen erhalten (dh die Injektion wurde nicht vollständig in die Vene geliefert) in der Regel erleben keine negativen Nebenwirkungen und routinemäßig auf die Behandlung ansprechen, wie die richtig injizierten Mäusen zu tun.
In Abhängigkeit von der Therapie abgegeben, kann eine erfolgreiche Injektion in weit verbreiteten Abgabe an das ZNS und peripheren Organen führen. Bei der Injektion von Selbst kostenlose Adeno-assoziierten Virus Serotyp 9 grün fluoreszierende Protein (GFP) exprimieren mit einem Huhn β-Aktin-Hybridpromotor (CB), trans (zusammen als "scAAV9 CB GFP" genannt)Genexpression in Gliazellen und Neuronen in mehreren Hirnregionen und im Rückenmark (2A-2C) gefunden. Intravaskuläre Injektion von scAAV9 CB GFP führt auch weit verbreitete Ausdruck der gesamten Peripherie, mit spürbaren Ausdruck in Herz und Lebergewebe (3A-3D).
Abbildung 1: (A) Eine behelfsmäßige Injektion Plattform von einem absorbierenden Pad ("Windel") gemacht um eine Styropor-Rack eingewickelt von 50 ml konischen Verpackung. Die Plattform ermöglicht es dem Prüfer, ihre Hand auf den Tisch neben der Plattform ruhen. Dies ermöglicht dem Prüfer, um die Injektion in einem flacheren Winkel bezüglich der Maus Welpen durchzuführen. (B) Bild, das Welpen Immobilisierung zwischen dem Zeige- und Mittelfinger. (
Abbildung 2: Zentrales Nervensystem Genexpression nach Neugeborenen intravenöse Injektion von Selbst komplementären AAV9 grün fluoreszierende Protein (GFP scAAV9 CB) zum Ausdruck postnatalen Tag 1 (P1) Maus Welpen wurden intravenös mit 1 x 10 11 Vektorgenome (VG) der Selbst injiziert. komplementäre (sc) scAAV9 CB GFP. Vier Wochen nach der Injektion wurden die Mäuse getötet und mit 4% Paraformaldehyd perfundiert. Die Gewebe wurden gesammelt, in Scheiben geschnitten und auf GFP-Expression angefärbt. GFP-Expression im Gehirn, einschließlich der anterioren Striatum (A) gesehen through die Pons und Kleinhirn (B). GFP-positive Zellen sind in der Regel Neuronen und Astrozyten. GFP-Expression ist auch in der Wirbelsäule (C) nachgewiesen. Spinalen motorischen Neuronen und dorsalen Wurzelganglienneuronen werden effizient mit Neugeborenen IV Liefer transduziert. GFP positive Gefäß und Astrozyten sind auch in der gesamten Rücken grauen Substanz gesehen. Alle Maßstabsbalken = 200 & mgr; m. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Figur 3: GFP-Expression in peripheren Organen nach intravenöser Injektion von Neugeborenen selbstkomplementäre AAV9 GFP (GFP scAAV9 CB) GFP Immunfluoreszenz in der erwachsenen Maus Herz (A) und der Leber (C) nachweisbar. (B) und der Leber (D) des nicht-injizierten Mäusen fehlt. Alle Maßstabsbalken = 100 & mgr; m.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Intravaskuläre Abgabe von Mitteln an das ZNS oder im ganzen Körper ist schwer in neonatalen Mausmodellen von Krankheiten. Das beschriebene Protokoll ist eine schnelle, relativ nicht-invasive Weise, intravenös verabreichen Lösungen in neugeborenen Mäusen mit minimalen Anforderungen an die Ausrüstung. Wenn die zeitliche Fläche Vene mit dem bloßen Auge gesehen werden kann, können Injektionen größere Genauigkeit unter Verwendung des Mikroskops und faseroptische Lichtquelle, vor allem für einen ungeübten Injektors. Intravaskuläre Injektionen bei neugeborenen Mäuse haben eine hohe Erfolgsquote 12 und AAV-Transduktion wurde Anfang Welpen beobachtet worden, auch wenn ein Teil der Injektionsmittel wird subkutan verabreicht. Die Injektion wird auch durch die Maus Welpen vertragen und Dämme an FVB / N oder C57BL / 6 Hinter tolerieren Manipulation der Welpen sehr gut. Doch in seltenen Fällen Dämme können ganze Würfe zerstören. Diese Injektionen können in Mäusen so gering wie 0,8 g bis 1,6 g erfolgreich durchgeführt werden. Alternative injection Routen für Neugeborene Mäuse wurden von uns und anderen, einschließlich retroorbitale, intrajugular und intraperitoneale 10,15,22 veröffentlicht. Wir bevorzugen die Injektionsroute hier beschrieben, da sie klinisch relevant ist, in der Lage, von einem einzelnen Versuchs ohne besondere Anforderungen an die Ausrüstung durchgeführt werden und erlaubt einen weiten Bereich von Volumina verabreicht werden.
Ein häufiges Problem bei der Durchführung von Injektionen erlebt ist schwer Betrachtung des zeitlichen Vene und damit Fehlplatzierung der Nadel. Die faseroptischen Lichtquelle sollte bei <90 ° positioniert werden und glänzend nach unten auf den Kopf, wenn sie für optimales Betrachten der Vene statt. Injektoren sollten Zeit nehmen, um die Lichtquelle anpassen, um ihren Bedürfnissen gerecht zu werden. Temporal Vene Beobachtung wird deutlich verringert, wenn Jungtiere zu groß, dadurch als älter als P2 oder größer als 2,0 g sind. Ein zweites Problem kann sein, festzustellen, ob die Nadel Kegel hat die Vene eingetragen. Die zeitliche Vena facialis ist SuperFiAmts, so muss darauf geachtet werden, dass die Eingabe unterhalb der Vene. Sicherzustellen, dass die Nadel Abschrägung parallel zu der Venenpunktion wird die Eingabe durch die Vene zu verhindern. Nadelplatzierung wird am besten durch langsame Injektion und anschließender Blanc der Vene verifiziert.
Die temporalis superficialis Vene ist auf beiden Seiten des Kopfes sichtbar. Linkshänder Einzelpersonen können feststellen, dass mit Blick auf das Tier, um den Prüfer links kann ergonomisch besser sein und sollte für jeden einzelnen Prüfer bestimmt werden. Sollte die Vene nicht sichtbar sein oder auf erste Versuche mistargeted, Targeting die Vene auf der gegenüberliegenden Seite des Kopfes ist angemessen. Wenn die Vene auf beiden Seiten des Kopfes durchstochen, kann eine Leckage durch die erste Seite beim Einspritzen in die zweite Seite auf. Je nach Arbeitsabstand des Mikroskop kann es zweckmäßig, eine kleine Plattform, auf der das Tier injiziert aufzubauen; beispielsweise ein leerer Behälter aus Styropor 50 ml konischenRöhrenverpackung (Abbildung 1). Dies ermöglicht dem Prüfer, um das Tier in der Nähe der Kante der Plattform so zu positionieren, dass die Injektion der Hand des Prüfers direkt auf dem Tisch aufliegen kann. Dies kann die Eintrittswinkel in die Vene zu verbessern und zu minimieren Licht Obstruktion.
Es gibt einige Einschränkungen hinsichtlich der Nützlichkeit des Protokolls, einschließlich der Einspritzmenge, dem Alter Fenster für Injektionen und die Unvorhersehbarkeit des Dammes Antwort. Injektionsvolumina für Welpen bis 50 & mgr; l begrenzt. Wir haben zuvor behandelten Tiere mit 100 ul, haben aber erhöhte Einspritz Mortalität beobachtet im Vergleich zu niedrigeren Volumen Injektionen, aber andere berichten erfolgreichen Umsetzung 100 ul 10,12. Ferner wurde vorgeschlagen, dass erhöhte Einspritzmengen kann die Bluthirnschranke 23 beschädigen. Oft ist die experimentelle Reagenz mit PBS gemischt, um eine konstante Einspritzvolumen 50 & mgr; l aufrechtzuerhalten. Wir wissen nicht, Studien examining die Wirkung der Injektionsvolumen auf verbreitete sich das Neugeborene Mäuse und empirische Studien durchgeführt, um Auswirkungen auf die Injektionsvolumen für neue Reagenzien bei einer gegebenen Dosis zu identifizieren. Eine zweite Einschränkung ist, dass die oberflächliche zeitlichen Vene leicht an den ersten und zweiten postnatalen Tagen sichtbar. Änderungen an der Tiergröße, Pigmentierung der Haut und Dicke zu kombinieren, um die Vene zu späteren Alter zu verschleiern, obwohl andere berichten per Vene durch postnatalen Tag 6 10,12. Alternativ haben wir Ultraschall-geführte Herzinjektionen zu viralen Vektor, um den Kreislauf in P5 und P10 Tieren 4 liefern. Schließlich ist die Akzeptanz der Maus Dämme des Verfahrens nicht vorhersehbar. Wir haben FVB / N, C57BL / 6 und B6SJL Mäusen über Maus-Modellen der Krankheit und Autismus-Spektrum-Störungen neuromuskuläre behandelt. FVB / N Mäuse sind am tolerantesten, während Stämme auf dem C57BL / 6 Hintergrund gelegentlich zerstören einzelnen Welpen oder ganze Würfe, aber dies ein seltenes Ereignis. Dies jedochsollte eine Überlegung bei der Planung für ausreichende n für ein Experiment sein. Dam Akzeptanz kann durch welche Krankheit die Mausstamm ist Modellierung beeinflusst werden. Zum Beispiel, ein Modell einer Autismus-Spektrum-Störung hatten eine viel höhere Rate von pup Ablehnung als auf der Basis der Hintergrundstamm erwartet. Förderung Welpen kann eine Überlegung sein, wenn dam Akzeptanz ist ein Anliegen. Andere Ansätze zur Ablehnung begrenzen gehören die Durchführung Injektionen in einem separaten Raum von der Staumauer, um den Zugriff zu begrenzen, um Ultraschall vocalizations Pup, und der Mutter Nase reiben und / oder die Welpen mit einem Tuch, das mit 70% Ethanol, jede Ermittler Duft maskieren. Pups sollte auch mit schmutzigen Bettzeug bis zum Annahme helfen abgerieben werden.
Dieses Protokoll wurde erfolgreich verwendet, um eine Maus-Modell der SMA zu behandeln. SMA ist eine pädiatrische neurodegenerative Erkrankung, die vor allem unteren Motoneuronen des Rückenmarks. Ohne Behandlung stirbt dieses Mausmodell um 15 Tage nach der Geburt im Durchschnitt. After intravenöse Injektionen von AAV Gentherapie in 1 Tag alten Mäusen, wurde das Überleben auf ein Jahr verlängert, was die Sicherheit und Verträglichkeit der beschriebenen Injektionsprotokoll 2,4,14. Ähnliche Ergebnisse wurden auch in der gleichen SMA-Mausmodell nach intravenöser Injektion von Antisense-Oligonukleotiden 8,9 erhalten. Zukünftige Anwendungen umfassen die Lieferung von anderen Zell- und Gentherapien sowie die Schaffung von Neugeborenen Modelle für Entwicklungsstörungen des ZNS und der Peripherie zum exogen exprimieren eine cDNA oder eine RNAi Kassette 24. Die intravenöse Injektion ist ein anerkannter klinischer Art der Lieferung; Daher kann die Verwendung dieser Technik vorteilhaft in präklinischen Studien für eine Vielzahl von Mitteln sein.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben nichts zu offenbaren.
Acknowledgments
Die Autoren möchten die NINDS, FightSMA und Familien von SMA für die finanzielle Unterstützung zu bestätigen. SEGL durch NINDS Bildungsprämie # 5T32NS077984-02 unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Thinpro insulin syringe | Terumo | SS30M3009 | 3/10 cc, 3/8" needle, 30 G, 1 per mouse |
| Evans blue dye | Sigma-Aldrich | E2129 | Dilute to 1% with 1x Phosphate Buffered Saline |
| Cotton tipped applicators | Fisher Scientific | 23-400-101 | |
| Fiber optic light source | Fisher Scientific | 12-562-36 | |
| Dissecting microscope |
References
- Foust, K. D., et al. Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes. Nature. 27, 59-65 (2009).
- Dominguez, E., et al. Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice. Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).
- Rahim, A. A., et al. Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system. FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).
- Foust, K. D., et al. Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN. Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).
- Duque, S., et al. Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons. Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).
- Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration. Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).
- Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors. Brain research. 1389, 19-26 (2011).
- Porensky, P. N., et al. A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse. Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).
- Hua, Y., et al. Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model. Nature. 478, 123-126 (2011).
- Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).
- Glascock, J. J., et al. Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice. J. vis. Exp. (56), (2011).
- Sands, M. S., Barker, J. E. Percutaneous intravenous injection in neonatal mice. Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).
- Bevan, A. K., et al. Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery. Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).
- Valori, C. F., et al. Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy. Science translational medicine. 2, (2010).
- Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons. Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).
- Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G.
- Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease. Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).
- Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer. Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).
- Wang, S.
- Forsythe, E., Beales, P. L.
- Bevan, A. K., et al. Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders. Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S.
- Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9. Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).
- Foust, K. D., et al. Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS. Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).
