Summary
نماذج حيوانية من المرض لدى الأطفال يمكن أن تواجه بداية مبكرة وتطور المرض العدواني. سريريا تقديم العلاج ذات الصلة لنماذج الماوس الشباب يمكن أن يكون صعبا من الناحية الفنية. يصف هذا البروتوكول طريقة الحقن في الوريد غير الغازية عن الفئران حديثي الولادة في غضون شهرين بعد الولادة الأيام الأولى من الحياة.
Abstract
الحقن في الوريد هي الطريقة المعمول بها سريريا لتقديم العلاجات. للقوارض الكبار والحيوانات الكبيرة، والحقن الوريدية هي مجدية تقنيا والروتينية. ومع ذلك، يمكن لبعض نماذج الماوس يكون بداية مبكرة من المرض مع التقدم السريع الذي يجعل إدارة العلاجات المحتملة صعوبة. الوريد الصدغي (أو الوجه) هو مجرد الأمامي لبرعم الأذن لدى الفئران وبشكل واضح للعيان اليومين الأولين بعد الولادة على جانبي الرأس باستخدام مجهر تشريح. خلال هذا الإطار، يمكن حقنه في الوريد الصدغي مع وحدات التخزين ما يصل إلى 50 ميكرولتر. الحقن هو آمن وجيد التحمل من قبل كل من الجراء والسدود. اكتمال إجراء حقن نموذجي في غضون 1-2 دقائق، وبعد ذلك يتم إرجاع الجرو إلى قفص المنزل. في اليوم الثالث بعد الولادة الوريد من الصعب تصور ويصبح إجراء الحقن لا يمكن الاعتماد عليها من الناحية الفنية. وقد استخدمت هذه التقنية لإيصال فيروس الغدة المرتبطة (AAV) vectأملاح الإماهة الفموية، والتي بدورها يمكن أن توفر تقريبا في جميع أنحاء الجسم، ومستقر التعبير التحوير لحياة الحيوان اعتمادا على المصلي الفيروسي الذي تم اختياره.
Introduction
تقديم العلاجات للجهاز العصبي المركزي (CNS) في نماذج الفئران من أمراض الأطفال ما زال يمثل تحديا. الفئران هذا النموذج الحالات المرضية حديثي الولادة هي الأصغر وغير ناضجة تنمويا، وبالتالي يمكن أن يكون صعبا لحقن مباشرة في الهياكل المناسبة داخل الجهاز العصبي المركزي. الحقن داخل الأوعية الدموية من العوامل العلاجية هو غير الغازية أو أسلوب جيد التحمل لتوصيل الخلايا، والمخدرات، أو ناقلات فيروسية لكامل الجسم بما في ذلك الجهاز العصبي المركزي وشبكية العين 1-5 3،5-9. المنشورات السابقة تصف الزمانية الوريد حقن الوجه باستخدام نقل transilluminator 10،11، دون مجهر تشريح 11،12، أو التي تتطلب شخصين لحقن 10. تقنية الحقن الموصوفة في هذا البروتوكول هو مفيد لشخص واحد يمكن أن تضخ الجراء، ومصدر الضوء لعرض الوريد الصدغي لا لمس الجرو، مما يلغي الحاجة إلى الشريط الجراحية أو مرفق من الجرو على سطح ثابتمثل نقل transilluminator 11. تسليم الغدة المرتبطة ناقلات فيروسية المصلي 9 (AAV9) في الفئران ينتج التعبير القوي في الخلايا العصبية والخلايا النجمية في جميع أنحاء الدماغ والحبل الشوكي (الشكل 1). تسليم داخل الأوعية ناقلات فيروسية في الوريد الوجهي الصدغي السطحي قد استخدمت بشكل صحيح في مختلف الدراسات في الفئران حديثي الولادة لعلاج الخلل العصبي العضلي للأطفال ضمور العضلات الشوكي (SMA) 2،4،13،14 وزادت في نهاية المطاف حياة الفئران المعالجة.
الحقن داخل الأوعية الدموية للفئران حديثي الولادة تستهدف أيضا بشكل فعال على الجهاز العصبي المحيطي والأجهزة الطرفية (الشكل 2). بعد حقن AAV، وقد لوحظ تنبيغ العقد الجذرية الظهرية والكبد والقلب والعضلات والهيكل العظمي والرئة، والضفيرة العضلية المعوية للامعاء 1،3،6،7،15. التنبيغ واسع النطاق للجهاز العصبي المركزي ومحيط يجعل هذه الطريقة من الحقن مثالية للأمراض التي تتطلب التعبير العالميالتحوير، مثل مرض 16 وغيرها من أمراض التخزين الليزوزومية غوشر 17،18، مرض باتن وlipofuscinoses سيرويد الخلايا العصبية ذات الصلة، 19 ومتلازمة بارديه-بيدل، وهو اضطراب وراثي المتعددة للمع ظهور الأعراض التي تحدث في مرحلة الطفولة المبكرة (20). وينبغي أيضا النظر الحقن داخل الأوعية الدموية في الفئران حديثي الولادة كوسيلة رواية النمذجة أمراض الأطفال على نطاق المنظومة. وقد ترجمت هذه التقنية لنماذج حيوانية أكبر 5،21، والحقن داخل الأوعية موجود بالفعل كوسيلة مقبولة سريريا لتقديم العلاجات.
يصف البروتوكول الحالي وسيلة بسيطة وفعالة لتقديم وكلاء لالفئران حديثي الولادة عن طريق الوريد الصدغي السطحي وجه في موعد أقصاه يوم بعد الولادة 2. حقن يمكن أن يتم الانتهاء من واحدة، يمارس الفرد وجيد التحمل من قبل كل من الجراء والسدود. الجراء تجربة الحد الأدنى من الشدة والتعافي بسرعة. الاهميهTLY، وحقن الناجح يؤدي إلى تسليم العالمي للعامل تدار. هذا البروتوكول هو المناسب لتسليم ناقلات فيروسية، وكلاء الصيدلانية أو خلايا الفئران حديثي الولادة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
وقد تمت الموافقة على جميع الإجراءات الواردة في بروتوكول معهد للاستخدام الحيواني والعناية جنة (IACUC) من جامعة ولاية أوهايو.
1. إعداد مساحة العمل
- جمع الجليد الرطب لتخدير الجراء الماوس، قفص فارغ للفصل بين السد من القمامة، ومجهر تشريح، مصدر الضوء الذي يمكن وضعه في زاوية لحقن (استخدام مصدر الضوء في 90 ° زاوية لتحجب موقع الحقن في الوريد)، سطح نظيف لوضع الحيوان للحقن، ومسحات القطن، 10/03 سم مكعب حقنة الأنسولين مع 3/8 "30 G إبرة (واحد لكل حيوان) و 1٪ ايفانز الأزرق صبغ ( مصنوعة من الفوسفات مخزنة المالحة (PBS)) حل للتدريب.
- إزالة السد إلى قفص منفصل بينما التلاعب الجراء.
2. إجراء حقن
- وضع الجرو واحد مباشرة على الجليد الرطب لمدة 30-60 ثانية لتخدير الحيوان. لا تترك رانه حيوان على الجليد فترة طويلة جدا بسبب خطر حدوث مضاعفات انخفاض حرارة الجسم ذات الصلة بما في ذلك الرجفان البطيني، نقص الأكسجة الأنسجة والحماض الأيضي.
ملاحظة: تجربتنا هو أن 30-60 ثانية كافية لإبطاء الحركات الجرو للسماح للحقن. إذا كان مطلوبا التخدير أعمق، المستنشقات مثل 1-2٪ الأيزوفلورين قد يكون مناسبا. - في حين أن الحيوان هو على الجليد، تحميل المحاقن مع 30 ميكرولتر من ايفانز صبغة زرقاء.
- عندما يتم تخدير الحيوان بالكامل، والتي أكدتها قلة الحركة على الجليد في حين لا يزال يتنفس، نقله تحت المجهر. لحقن يمنى، تواجه كمامة الحيوان إلى اليمين. وضع السبابة اليسار على كمامة وترك الذيلية الاصبع الوسطى إلى الأذن برعم بحيث برعم الأذن بين السبابة والوسطى (الشكل 1).
- دراسة فقط الأمامي لبرعم الأذن لسطحية الشعرية التي تتحرك عندما يتم التلاعب الجلد. هذه الشعرية ليس هو الهدف، ولكنتحديد مهم لتحديد الوريد الصدغي. المقبل، وتحديد مكان مظلم، غامض أدنى من الوريد الشعرية التي تظل ثابتة بغض النظر عن الموقف الجلد. يظهر الوريد الصدغي غامضة، يعمل على ظهري بطني، ويغذي في الوريد الوداجي (الشكل 1).
- أدخل الوريد الصدغي مع الإبرة شطبة تصل. في حالة إدخالها بشكل صحيح، فمن الممكن لعرض شطبة إبرة ملء مع الدم من خلال الجلد. ثم تضغط على المكبس ببطء ومذكرة ابيضاض الوريد أسفل الجانب من وجهه.
- السماح الإبرة بالبقاء داخل الوريد لمدة 10-15 ثانية مضافة لمنع ارتجاعي من injectant.
3. بعد الحقن
- بعد الحقن السليم، يجب أن الجرو تتحول الأزرق على الفور تقريبا. إزالة الإبرة واستخدام القوة لطيف لتطبيق مسحة القطن إلى موقع الحقن حتى تجلط الدم.
- مراقبة الجرو لعلامات الضيق. السماح الجرو 2-3 دقائق لاستعادة وrewarm، صecognize عندما الجرو هو واعية، وتستقيم وتتحرك، قبل أن يعود إلى القفص. فنجان الجراء في أيدي القفاز المحقق لتوفير الدفء المناسب للمساعدة في التعافي إذا لزم الأمر. بدلا من ذلك، وضع وسادة التدفئة تحت القفص المنزل لتسهيل ارتفاع درجة حرارة الجرو حقن. عموما بعد حقن صبغة زرقاء ايفانز، الموت ببطء الجراء. لا تشمل صبغة عند حقن مادة الاختبار.
- وضع الجرو مرة أخرى في قفص المنزل وضمان المغلفة الجرو مع الفراش و / أو nestlet لضمان reacceptance من قبل السد.
- استخدام حقنة جديدة والقطن المسحة لكل الجرو للحفاظ على العقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
خلال حقن الصحيح، ينبغي أن تتحول الوريد للحظات واضح، أو بلانش. إذا حقن صبغ الجرو كله يجب أن يتحول الأزرق في غضون ثوان. إذا حدث حقنة غير لائق، غالبا ما يكون هناك بلعة تحت الجلد تتركز في الرأس أو الرقبة وinjectant قد يتسرب من موقع الحقن. قد ينتج عن الحقن غير لائقة أيضا في ظهور كدمات في جميع أنحاء الحلق. الجراء التي تتلقى الحقن تحت الجلد (أي لم يتم تسليم الحقن في الوريد تماما) عموما تجربة أي آثار جانبية سيئة وتستجيب عادة للعلاج كما تفعل الفئران المحقونة بشكل صحيح.
اعتمادا على العلاج تسليمها، يمكن حقن الناجح يؤدي إلى تسليم على نطاق واسع في الجهاز العصبي المركزي والأجهزة الطرفية. عند حقن الذاتي مجاني الغدة المرتبطة المصلي فيروس 9 التعبير عن بروتين الفلورية الخضراء (GFP) مع β-الأكتين الدجاج الهجين المروج (CB) (يشار إليها مجتمعة ب "scAAV9 CB GFP")، العابرةتم العثور على التعبير الجيني في الخلايا الدبقية والخلايا العصبية عبر مناطق الدماغ متعددة وداخل الحبل الشوكي (أرقام 2A-2C). الحقن داخل الأوعية الدموية من scAAV9 CB GFP النتائج أيضا في التعبير على نطاق واسع في جميع أنحاء المحيط، مع التعبير ملحوظ في القلب وأنسجة الكبد (أرقام 3A-3D).
الشكل 1: (A) منصة حقن مؤقتة مصنوعة من لوحة absorbant ("حفاضات") ملفوفة حول رف الستايروفوم من 50 مل التعبئة والتغليف مخروطي. منصة تسمح للمحقق للراحة يدهم على الطاولة المجاورة للمنصة. وهذا يسمح للمحقق لإجراء الحقن في زاوية تملق نسبة إلى الجرو الفأر. (ب) صورة تظهر الجرو تجميد بين الصدارة والأصابع الوسطى. (
الشكل 2: التعبير العصبي المركزي الجين النظام التالية الحقن في الوريد الوليد النفس AAV9 مكمل التعبير عن بروتين الفلورية الخضراء (GFP scAAV9 CB) يوم بعد الولادة تم حقن 1 (P1) الجراء الماوس عن طريق الوريد مع 1 × 10 11 الجينوم ناقلات (VG) من ذاتي. مكمل (SC) scAAV9 CB GFP. أربعة أسابيع بعد الحقن، تم التضحية الفئران ومع perfused 4٪ امتصاص العرق. تم جمع الأنسجة، والملون شرائح لGFP التعبير. وينظر GFP التعبير في جميع أنحاء الدماغ بما في ذلك المخطط الأمامي (A) ماراح بونس والمخيخ (B). خلايا GFP إيجابية وعادة ما تكون الخلايا العصبية والخلايا النجمية. تم الكشف عن GFP التعبير أيضا في الحبل الشوكي (C). وtransduced الخلايا العصبية الحركية في العمود الفقري والعقد الجذرية الظهرية الخلايا العصبية بكفاءة باستخدام الوليد تسليم IV. وينظر GFP الأوعية الدموية والخلايا النجمية إيجابي أيضا في جميع أنحاء المادة الرمادية في العمود الفقري. جميع الحانات النطاق = 200 ميكرومتر. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
الرقم 3: التعبير GFP في الأجهزة الطرفية بعد الحقن في الوريد حديثي الولادة الذات مكمل AAV9 GFP (GFP scAAV9 CB) GFP المناعي هو اكتشافها في قلب فأر بالغ (A) والكبد (C). (ب) والكبد (D) من الفئران uninjected. جميع الحانات النطاق = 100 ميكرومتر.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
تسليم داخل الأوعية الدموية وكلاء لالجهاز العصبي المركزي أو في جميع أنحاء الجسم أمر صعب في نماذج الفئران حديثي الولادة من الأمراض. بروتوكول صفها هو، طريقة سريعة نسبيا غير الغازية لإدارة حلول عن طريق الوريد في الفئران حديثي الولادة مع متطلبات الحد الأدنى من المعدات. على الرغم من مواجهة الوريد الصدغي يمكن أن ينظر إليها بالعين المجردة، قد يكون حقن مزيد من الدقة باستخدام المجهر والألياف البصرية مصدر الضوء، وخاصة لحاقن unpracticed. الحقن داخل الأوعية الدموية في الفئران حديثي الولادة لديها معدل نجاح عال 12، ولقد لوحظ AAV تنبيغ الجراء في وقت مبكر حتى لو كان يدار جزء من injectant تحت الجلد. حقن جيد التحمل من قبل الجراء الماوس، والسدود على FVB / N أو C57BL / 6 الخلفيات يتسامح التلاعب في الجراء بشكل جيد جدا. ولكن في حالات نادرة يمكن أن تدمر السدود الفضلات كلها. هذه الحقن يمكن أن يؤديها بنجاح على الفئران صغيرة مثل 0.8 غ من خلال 1.6 غرام. حقنة بديلن وقد نشرت طرق للالفئران حديثي الولادة من قبلنا وغيرها بما في ذلك الرجعية المدارية، داخل الوداجي و10،15،22 داخل الصفاق. نحن نفضل طريق الحقن الموصوفة هنا لأنها ذات الصلة سريريا، قادرة على أن يؤديها مجرب واحد مع أي متطلبات الأجهزة الخاصة ويسمح لمجموعة واسعة من وحدات التخزين على أن تدار.
وهناك مشكلة مشتركة شهدت عند تنفيذ الحقن هو صعوبة رؤية الوريد الصدغي وبالتالي في غير موضعها من الإبرة. وينبغي وضع مصدر الألياف الضوئية الخفيفة في <90 درجة ومشرقة الهبوط على رأسه عندما تنعقد للحصول على أفضل عرض من الوريد. يجب أن يستغرق وقتا طويلا عن طريق الحقن لضبط مصدر الضوء لتناسب احتياجاتهم. الملاحظة الوريد الصدغي وانخفضت بشكل ملحوظ إذا الجراء هي كبيرة جدا، كما يتميز كبار السن ثم P2 أو أكبر من 2.0 غرام. والمشكلة الثانية يمكن تحديد ما إذا كان قد دخل شطبة إبرة الوريد. الوريد الوجهي الصدغي هو superfiCIAL، لذلك يجب الحرص على تجنب الدخول تحت الوريد. وضمان أن شطبة إبرة تدخل موازية لمنع ثقب الوريد عن طريق الوريد. من الأفضل التحقق من وضع إبرة عن طريق الحقن البطيء وابيضاض لاحق من الوريد.
الوريد الصدغي السطحي مرئيا على جانبي الرأس. قد يجد الأفراد أعسر التي تواجه الحيوان إلى اليسار المحقق قد يكون من الأفضل هندسيا وينبغي أن تحدد لكل فرد محقق. يجب الوريد لا تكون مرئية أو mistargeted على محاولات أولية، وتستهدف الوريد على الجانب الآخر من الرأس المناسب. إذا تم ثقب الوريد على جانبي الرأس، قد يحدث بعض التسرب من خلال الموقع الأول خلال الحقن في الموقع الثاني. اعتمادا على المسافة العمل من المجهر، قد يكون من المناسب لبناء منصة صغيرة التي لحقن الحيوان؛ على سبيل المثال، حاوية الستايروفوم فارغة من 50 مل المخروطيةأنبوب التغليف (الشكل 1). وهذا يسمح للمحقق لوضع الحيوان بالقرب من حافة المنصة بحيث ناحية ضخ المحقق يمكن أن تبقى على الطاولة مباشرة. هذا يمكن أن يحسن من زاوية الدخول في الوريد وتقليل انسداد الخفيفة.
وهناك قيود قليلة على فائدة البروتوكول بما في ذلك حجم الحقن، نافذة لسن الحقن وعدم القدرة على التنبؤ واستجابة السد. أحجام حقن للالجراء تقتصر على 50 ميكرولتر. قمنا الحيوانات مداوي سابقا مع 100 ميكرولتر، ولكن لوحظ زيادة معدل الوفيات المرتبطة حقن مقارنة مع أقل كمية الحقن، ولكن الآخرين تقرير بتسليم 100 ميكرولتر 10،12 بنجاح. وعلاوة على ذلك، فقد قيل أن زيادة كميات حقن يمكن أن تلحق الضرر حاجز الدم في الدماغ 23. غالبا ما يتم خلط الكاشف التجريبية مع برنامج تلفزيوني للحفاظ على حجم ثابت حقن 50 ميكرولتر. نحن على علم الدراسات examiniنانوغرام تأثير حجم الحقن في انتشار في جميع أنحاء الفئران حديثي الولادة، و يجب إجراء دراسات تجريبية لتحديد الآثار المترتبة على حجم الحقن للمواد الجديدة بجرعة معينة. والقيد الثاني هو أن الوريد الصدغي السطحي مرئيا بسهولة على أيام بعد الولادة الأولى والثانية. تغييرات على حجم الحيوان، وتصبغ البشرة وسمك تتضافر لطمس الوريد في العصور اللاحقة على الرغم من تقرير الآخرين بالوصول إلى الوريد خلال 6 أيام بعد الولادة 10،12. بدلا من ذلك، استخدمنا الموجات فوق الصوتية الموجهة ضخ القلب لتسليم ناقلات فيروسية للتداول في P5 و P10 الحيوانات 4. أخيرا، قبول السدود الماوس الإجراء لا يمكن التنبؤ بها. لقد تعامل FVB / N، C57BL / 6 و الفئران B6SJL عبر نماذج الماوس من مرض طيف التوحد والاضطرابات العصبية والعضلية. الفئران FVB / N هي الأكثر تسامحا في حين سلالات على خلفية C57BL / 6 يمكن أن تدمر أحيانا الجراء الفردية أو الفضلات كاملة، ولكن هذا نادر الحدوث. ومع ذلك، هذايجب أن يكون الاعتبار عند التخطيط لن كاف للتجربة. قبول السد يمكن أن تتأثر من جراء ما مرض سلالة الفأر هو النمذجة. على سبيل المثال، كان نموذجا للاضطراب طيف التوحد وهو معدل أعلى بكثير من رفض الجرو من المتوقع استنادا إلى سلالة الخلفية. تعزيز الجراء قد يكون الاعتبار إذا قبول السد هو مصدر قلق. وتشمل أساليب أخرى للحد من رفض أداء الحقن في غرفة منفصلة من السد إلى الحد من الوصول إلى الجرو الالفاظ بالموجات فوق الصوتية، وفرك الأنف السد و / أو الجراء بقطعة قماش مبللة مع 70٪ من الإيثانول لإخفاء أي رائحة محقق. وينبغي أيضا أن يفرك الجراء مع الفراش قذرة للمساعدة في القبول.
وقد استخدم هذا البروتوكول بنجاح لعلاج نموذج الفأر من SMA. SMA وهو مرض يصيب الاعصاب للأطفال في المقام الأول أقل الخلايا العصبية الحركية في النخاع الشوكي. من دون علاج، وهذا نموذج الفأر يموت قبل 15 يوما بعد الولادة في المتوسط. AFالحقن في الوريد ثالثا من العلاج الجيني في الفئران القديمة AAV اليوم-1، تم تمديد البقاء على قيد الحياة لمدة سنة واحدة، مما يدل على السلامة والتحمل للبروتوكول الحقن وصف 2،4،14. وتم الحصول على نتائج مماثلة أيضا في نفس نموذج الفأر SMA التالية رابعا حقن العقاقير [أليغنوكليوتيد 8،9. وتشمل التطبيقات المستقبلية تسليم أخرى الخلية والجينات العلاجات، فضلا عن خلق نماذج حديثي الولادة لاضطرابات النمو للجهاز العصبي المركزي والأطراف للتعبير عن خارجيا [كدنا] أو كاسيت رني 24. الحقن في الوريد هو وسيلة السريرية المعتمدة التسليم؛ لذا، والاستفادة من هذه التقنية قد تكون مفيدة في الدراسات قبل السريرية لمجموعة متنوعة من العوامل.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
الكتاب ليس لديهم ما يكشف.
Acknowledgments
الكتاب نود أن نعترف NINDS، FightSMA، وأسر SMA للدعم المالي. ويدعم سيجل من خلال التدريب NINDS منحة # 5T32NS077984-02.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Thinpro insulin syringe | Terumo | SS30M3009 | 3/10 cc, 3/8" needle, 30 G, 1 per mouse |
| Evans blue dye | Sigma-Aldrich | E2129 | Dilute to 1% with 1x Phosphate Buffered Saline |
| Cotton tipped applicators | Fisher Scientific | 23-400-101 | |
| Fiber optic light source | Fisher Scientific | 12-562-36 | |
| Dissecting microscope |
References
- Foust, K. D., et al. Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes. Nature. 27, 59-65 (2009).
- Dominguez, E., et al. Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice. Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).
- Rahim, A. A., et al. Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system. FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).
- Foust, K. D., et al. Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN. Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).
- Duque, S., et al. Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons. Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).
- Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration. Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).
- Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors. Brain research. 1389, 19-26 (2011).
- Porensky, P. N., et al. A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse. Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).
- Hua, Y., et al. Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model. Nature. 478, 123-126 (2011).
- Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).
- Glascock, J. J., et al. Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice. J. vis. Exp. (56), (2011).
- Sands, M. S., Barker, J. E. Percutaneous intravenous injection in neonatal mice. Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).
- Bevan, A. K., et al. Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery. Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).
- Valori, C. F., et al. Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy. Science translational medicine. 2, (2010).
- Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons. Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).
- Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. Gaucher disease. Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).
- Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease. Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).
- Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer. Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).
- Wang, S. Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses. Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).
- Forsythe, E., Beales, P. L. Bardet-Biedl syndrome. European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).
- Bevan, A. K., et al. Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders. Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab animal. 40, 155-160 (2011).
- Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9. Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).
- Foust, K. D., et al. Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS. Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).
