Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Developmental Biology
Click here for the English version

Developmental Biology

Dérivation des cellules cardiaques progénitrices de cellules souches embryonnaires

Published: January 12, 2015 doi: 10.3791/52047
Automatic Translation
1, 2, 1
1Cardiac Surgery, University of Michigan, 2Leon H Charney Division of Cardiology, New York University School of Medicine

ERRATUM NOTICE

Introduction

La maladie cardiaque demeure la principale cause dans le monde d'aujourd'hui et les taux de mortalité sont restés pratiquement inchangés dans les deux dernières décennies (American Heart Association). Il ya un besoin critique pour le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour prévenir ou inverser insuffisance cardiaque efficace. Une stratégie prometteuse est la thérapie à base de cellules suivant le développement rapide de cellules souches en biologie 1. À cet égard, les CPC multipotentes peuvent être une excellente source de cellules pour la thérapie en raison de leur capacité à proliférer mais seulement engagé à la différenciation de la lignée cardiaque. Par conséquent, la méthode efficace et robuste pour générer et isoler CPC est d'une grande importance pour les études de thérapie cellulaire cardiaque.

Ce protocole met l'accent sur CPC embryonnaires identifiés lors de l'embryogenèse précoce et comment leur génération à partir de CES. Divers CPC ont été isolés à partir des cœurs embryonnaires et adultes, même à partir de moelle osseuse 2. Au cours du développement de l'embryon, morphoge osseuseprotéines tromagnétiques (MPG), les membres de type ailes famille du site d'intégration de MMTV (Wnt) et des signaux nodales induisent l'engagement de la Mesp1 + mésoderme multipotentes 3. Mesp1 + cellules se différencient ensuite dans les CPC, 4 embryonnaires. Ces CPC sont généralement marquées par HCN4, NK2 homeobox 5 (NKX2-5), Isl LIM homeobox 1 (Isl1), T-box 5 (Tbx5), et facteur de myocytes activateur 2C (MEF2C), forment champs cardiaques primaires et secondaires, et contribuer à les principales parties du coeur pendant cardiogenèse 5-10. Les deux NKX2-5 CPC + et Isl1 + / + MEF2C sont capables de se différencier en cardiomyocytes, des cellules musculaires lisses (SMC), et les cellules endotheliales 8.5. Ainsi ces CPC donnera lieu à vasculaire cardiaque ainsi que les tissus cardiaques et sont une source de cellules idéal pour la thérapie cardiaque à base de cellules. Par conséquent, générer CPC in vitro a été une préoccupation majeure de la recherche dans les études cardiovasculaires. Depuis CES ont une expansion illimitée capacitése représentent les cellules de la MCI au stade de blastocyste, la différenciation des CES dans la suite de la CPC embryonnaires embryogenèse naturel est considéré comme une approche logique et efficace pour obtenir CPC.

Une approche largement appliquée pour obtenir CPC de CES est d'agréger les CES dans EB 11. Pour améliorer l'efficacité de différenciation, les facteurs chimiques et de croissance définis sur la base de la connaissance du développement cardiaque ont été utilisés 12-14. Cependant, il n'y a pas de marqueurs CPC définitives, en particulier pas de marqueurs de surface cellulaire, qui sont largement acceptées dans le domaine. Pour résoudre ce problème, les CES sont conçus pour marquer Isl1 + ou MEF2C CPC + et leurs dérivés avec les journalistes fluorescents à l'aide système Cre / loxP. La recombinase Cre est frappé dans le cadre du contrôle de Isl1 / MEF2C promoteur / amplificateur. DP modification de la protéine fluorescente ou un gène YFP entraînée par un promoteur constitutif peuvent être activés par excision de l'arrêt de flox codon par la recombinase Cre(ISL1: CRE; pCAG-flox-STOP-flox-GFP ou DP / Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP) 5,6. Une fois que les CES sont différenciées en seconde CPC sur le terrain de coeur, Isl1 / MEF2C promoteur / amplificateur cre entraîné va activer les journalistes fluorescentes et les CPC peut être enrichi par FACS-purification. En bref, la méthode d'agrégation EB est utilisé pour initier la différenciation ESC. Pour améliorer l'efficacité de différenciation, les cellules différenciées sont traitées avec de l'acide ascorbique (AA) et des facteurs de croissance tels que Bmp4, activine A et le VEGF 13,15. Ce protocole permet la différenciation PCC robuste et efficace en utilisant la souris et le CES de l'homme.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Dérivation de souris embryonnaires CPC de Mouse CES

  1. Préparer fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) couche nourricière.
    1. MEF milieu chaud (10% de FBS dans du DMEM) à 37 ° C.
    2. Préparer des plaques revêtues de gélatine.
      1. Ajouter 1 ml de 0,1% de gélatine dans de l'eau dans un puits d'une plaque à 6 puits ou 5 ml dans une boîte de 10 cm.
      2. Laisser les assiettes ou de plats à 37 ° C ou la température ambiante pendant au moins 30 min. Aspirer la gélatine avant de l'utiliser.
    3. Décongeler rapidement MEF irradiée dans un bain d'eau à 37 ° C, sous agitation douce.
    4. Transférer les cellules doucement pour un tube conique de 15 ml ou 50 ml. Ajouter 5 ml de milieu MEF préchauffé. Agiter les cellules lentement et centrifuger à 200 g pendant 5 min.
    5. Reprendre les cellules dans un milieu MEF et compter les cellules viables. Utiliser les volumes suivants de milieu MEF: 2 ml de cellules par puits d'une plaque à 6 puits et 10 ml pour les cellules à partir d'un plat de 10 cm.
    6. cellules de la plaque dans des plaques à 6 puits ou dans des boîtes de 10 cm 2/1x 10 6 par plaque / plat.
    7. Incuber les plaques MEF / plats à 37 ° C, 5% de CO 2 au moins 24 heures avant de les utiliser.
      NOTE: Jeter MEF assiettes / plats âgés d'une semaine.
  2. Préparer CES de souris
    1. Culture du Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP souris CES sur MEF jusqu'à 90% de confluence. Un milieu de cellules ES Utilisation composé de 410 ml de DMEM, 75 ml de FBS, 0,1 mM de MEM NEAA, 2 mM de L-glutamine, 0,1 mM de pyruvate, 100 UI Pen / Strep, et 0,1 mM de β-mercaptoéthanol.
    2. Préparer gélatine revêtu des plaques à 6 puits comme décrit au point 1.1.2.
    3. milieu de Aspirer à partir de plaques et rincer les cellules avec du DPBS.
      1. Aspirer DPBS et ajouter 0,4 ml 0,25% de trypsine dans un puits de la plaque de 6 puits. Incuber les cellules à 37 ° C, 5% CO 2 pendant 5 min. Ajouter 1 ml de milieu ES préchauffé à cesser réaction trypsine.
    4. Récolte des cellules et des cellules de centrifugation à 200 xg et aspirer moyenne. Resuspendre les cellules dans 1 ml milieu ES cellulaire et compter les cellules. </ Li>
    5. CES en plaques sur des plaques revêtues de gélatine à une densité de 3 x 10 4 / cm 2. Incuber à 37 ° C, 5% de CO 2 pendant environ 2 jours où CES atteignent environ 90% de confluence. Changer le support de tous les jours.
    6. Lorsque CES sont 90% de confluence, répétez les étapes 1.2.2-1.2.5 pour supprimer complètement les mangeoires MEF.
  3. Induire la différenciation PCC par la formation EB
    1. Préparer un milieu de différenciation comme suit: 36 ml d'IMDM, 12 ml F12 de Ham, 2 mM de L-glutamine, 0,34 ml de BSA (7,5%), 0,25 ml N2, 0,5 ml B27, 50 pg / ml de AA, et 0,45 mM de 1-thioglycérol.
    2. milieu de Aspirer à partir de cellules et rincer avec du DPBS. Aspirer DPBS et ajouter 0,4 ml 0,25% de trypsine dans un puits de la plaque de 6 puits. Incuber à 37 ° C pendant 5 min.
    3. Ajouter 1 ml de milieu de différenciation pour cesser la réaction et la pipette de haut en bas pour disperser des agrégats de cellules en cellules individuelles.
    4. Centrifugeuse CES à 200 g pendant 5 min et rejeter le milieu.
      1. Remettre en suspension 1 x 10 6 </ Sup> CES dans 1 ml milieu de différenciation. Compter les cellules, et les cellules dans la culture à faible détachement boîte de Petri à une concentration de 1 x 10 5 cellules / ml dans un milieu de différenciation à 37 ° C pendant la première agrégation EB.
    5. Deux jours après la formation EB, EB transférer des plats à tubes de 50 ml. Spin à 200 g pendant 1 min. Éliminer le milieu et rincer avec 10 ml EB DPBS sans Ca 2+ et Mg 2+.
    6. Aspirer DPBS et ajouter 1 ml 0,25% de trypsine. Incuber à 37 ° C pendant 5 min. Ajouter 4,5 ml de milieu de différenciation pour arrêter la réaction. Pipet haut et en bas de dissocier EB en cellules individuelles.
    7. Centrifuger les cellules à 200 xg pendant 5 min. Moyennes et remettre Aspirer cellules dans 1 ml milieu de différenciation.
    8. Compter les cellules et dilué 2 x 10 6 cellules à 1 x 10 5 cellules / ml dans un milieu de différenciation. Ajouter VEGF, et Bmp4 activine A dans le milieu à une concentration finale de 5 ng / ml, 0,8 ng / ml et 5 ng / ml, respectivement. Culture les cellules en boîte de Pétri pour la deuxième formation EB à 37 ° C.
    9. 40 h après la deuxième formation EB, EB transférer à tubes de 50 ml. Rincer avec du DPBS fois, dissocier EB avec 1 ml de 0,25% de trypsine à 37 ° C pendant 5 min. Pipet haut et en bas de dissocier EB en cellules individuelles.
    10. Resuspendre les cellules dans STEMPRO-34 milieu avec 5 ng / ml de VEGF, 10 ng / ml de bFGF et FGF10 12,5 ng / ml. Plaque les cellules à 2 x 10 5 / cm 2 dans des plaques revêtues de gélatine. Culture à 37 ° C incubateur pour environ 32 h avant PCC isolement.
  4. Isoler mCPCs
    1. Aspirer à moyen et rincer avec du DPBS. Ajouter 0,5 ml de trypsine à 0,25% pour des plaques de culture à 37 ° C pendant 5 min. Ajouter 4,5 ml de milieu de différenciation pour arrêter la réaction. Pipet haut et en bas de dissocier EB en cellules individuelles. Recueillir les cellules par des cellules de centrifugation et remettre en suspension dans 2% de FBS / PBS pendant FACS-purification.
    2. Exécutez CES indifférenciées sur trieuse comme contrôle négatif. Changer tension à régler avant le scatter (FSC) et la diffusion latérale (SSC) pour sélectionner la population souhaitée. Utilisez Forward Scatter contre la diffusion latérale et avant hauteur de dispersion par rapport largeur d'exclure les débris et doublet. Dans la sous-population sélectionnée, selon la répartition des contrôles ESC, dessiner une porte de YFP positif sur histogramme pour éliminer autofluorescence cellulaire. Recueillir YFP + CPC de YFP + déclenchement.
    3. Plate CPC purifiés (cellules YFP +) dans des plaques 6 puits avec un milieu de différenciation (1.3.1). Culture 3-5 jours supplémentaires à 37 ° C pour la différenciation des CPC en cardiomyocytes et SMC.

2. Détermination du CPC embryonnaires humaines à partir CES humaines

  1. Préparer Feeders
    1. Préparer des fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) en tant que couche d'alimentation décrit ci-dessus à une densité de 2 x 10 4 / cm 2.
  2. Maintenir CES de l'homme
    1. Maintenir ISL1 humaine: CRE; pCAG-flox-STOP-flox-GFP ou DP CES régulièrement sur MEF utilisant le milieu ordinaire de CSEh (Knockout DMEM / F-12 385 ml, 100 ml SR Knockout, 2 mM de L-glutamine, 0,1 mM NEAA, 0,1 mM β-mercaptoéthanol, 10 ng / ml FGF de base). Avant de différenciation cardiaque, transférer CES de l'homme dans le chargeur condition libre pendant au moins deux passages.
  3. Préparer CES de l'homme dans chargeur condition libre
    1. Préparer plaques revêtues pour la culture CES de l'homme.
      1. Décongeler matrigel à 4 ° C pendant la nuit. Mettez un tube de 50 ml sur de la glace et ajouter 30 ml froide moyen / F12 DMEM dans le tube.
      2. Ajouter 1 ml matrigel dans le milieu froid et bien mélanger. Ajouter 1 ml froide matrigel-DMEM / 12 milieu dans un puits d'une plaque à 6 puits ou 5 ml dans un plat de 10 cm.
      3. Laisser les assiettes / plats à 4 ° C durant la nuit ou la température ambiante pendant 2 heures. Aspirer le milieu avant de l'utiliser.
    2. Diviser CES de l'homme sur les plaques: Aspirer le milieu de la plaque MEF et rincer CES de l'homme avec du DPBS. Ensuite, ajoutez 1 ml dispase (1 mg / ml) à un puits de la plaque de 6 puits. Incuber les cellules à 37 ° Cincubateur jusqu'à ce que les bords de colonies commencent à se détacher.
    3. Retirer solution dispase. Rincer avec du DPBS deux fois, puis ajouter 2,5 ml / par milieu ainsi mTeSR ou moyen MEF conditionné à la plaque.
    4. Grattez les cellules en utilisant un grattoir à cellules et soigneusement pipette de haut en bas pour briser colonies humaines ESC en petits bouquets.
    5. Transférer les touffes ESC et diluer 1: 3 dans les plaques revêtues.
    6. Ajouter 2 ml / puits moyen mTeSR ou moyen MEF climatisées et changer moyenne quotidienne.
    7. Culture CES de l'homme en milieu mTeSR ou moyen MEF-conditionné sur des plaques revêtues pendant au moins deux passages.
  4. Induire la différenciation du PCC CES de l'homme
    1. Lorsque les cellules sont ~ 90% de confluence, aspirer le milieu et rincer avec du DPBS. Puis incuber les CSEh dans 0,5 mg / ml Dispase à 37 ° C pendant 20 min.
    2. Rincer les cellules hES deux fois avec du DPBS, éliminer les cellules à partir de plaques avec un dispositif de levage de pile, puis remettre en suspension colliers de cellules dans un milieu de différenciation (DMEM / F12 contenant 18% de FBS, 0,1 mM de NEAA, 2 mML-glutamine, 0,1 mM de β-mercaptoéthanol et 50 ug / ml d'acide ascorbique).
    3. Transfert cellules dans six puits plaques ultra-faible attachement pour la formation EB.
    4. Changer milieu de différenciation lendemain.
    5. Remplacer milieu tous les 3 jours et maintenir EB dans une culture en suspension.
  5. Isoler HCPCS
    1. Recueillir EB au plus tard neuf jours de différenciation pour l'isolement PCC humaine.
    2. Aspirer moyen et rincer avec du DPBS EB deux fois. Ajouter 0,5 ml de trypsine à 0,25% à chaque puits de plaques de culture à 6 puits à 37 ° C pendant 5 min.
    3. Ajouter un volume égal de milieu de différenciation pour arrêter la réaction. Pipet haut et en bas de dissocier EB en cellules individuelles. Recueillir les cellules par centrifugation à 200 g pendant 5 min cellules et remettre en suspension dans 2% de FBS / DPBS. cellules de filtrage avec 40 um tamis cellulaire et FACS-purifié la DP + cellules CPC comme décrit dans 1.4.3.
    4. Plate triée HCPCS sur des plaques de geltin revêtu. HCPCS de culture en milieu de différenciation pour 7-9 Jours à se différencier en cellules de cardiomyocytes et le muscle lisse. 7 jours après l'étalement, la culture des cellules avec 5% Knockout SR dans du milieu DMEM / F12 différenciée.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Le protocole montre dérivation de CPC à partir de plusieurs lignées de cellules ES. CES sont agrégées pour former EB à se différencier en CPC. CES sont maintenues en routine sur mangeoires MEF (figure 1A, F) et les mangeoires sont retirés avant la différenciation. Sur agrégation des CES en EB dans un milieu de différenciation (figure 1B, g), le deuxième EB formés sont traités avec Bmp4 activine A et pour améliorer la différenciation du mésoderme dans des lignées cellulaires de souris (figure 1c). CES sont différenciées en lignée cardiaque tels qu'identifiés par la protéine fluorescente YFP / DP (figure 1D). CPC ont été purifiés par FACS (figure 1H) et ensuite mis en culture à se différencier en cardiomyocytes et des cellules musculaires lisses. La coloration de cTnT et SM-MHC a montré la capacité de différenciation en cardiomyocytes de CPC et de cellules de muscle lisse (figure 1 E, I, J). Typiquement, 80 à 90% CPC sont obtenus à partir de la souris ESC différenciation protCommissariat et 0,5-5% CPC sont obtenus à partir du protocole de différenciation ESC humaine.

Figure 1
Figure 1: Différenciation des CES dans CPC multipotentes. (AE) différenciation ESC de la souris. (A) Morphologie de la souris ESC dans les cellules nourricières. (B) La formation d'abord EB des CES de souris. (C) La formation Deuxième EB en milieu de différenciation avec des facteurs de croissance. (D) CPC expriment YFP. (E) cardiomyocytes (cTnT +) dérivé de CPC FACS-purifiés. (FJ) Différenciation des CES de l'homme. (F) Morphologie de l'ESC humaine maintenue sur des cellules nourricières. (G) EB formation de cellules souches embryonnaires humaines. (H) FACS-purifié du CPC. (IJ) CPC différenciés en cardiomyocytes TnTc (+) et les cellules musculaires lisses (SM-MHC + Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
FBS Thermo scentific SH30070.03E
Knockout SR Life technology 10828028
Knockout DMEM Life technology 10829018
DMEM Life technology 11965118
NEAA Life technology 11140050
GlutaMAX Life technology 35050061
N2 Life technology 17502048
B27 Life technology 12587010
Ham’s F12 Life technology 11765062
IMDM Life technology 12440061
Pen/Strep Life technology 15140122
Pyruvate Life technology 11360070
Dispase Life technology 17105041
Stempro-34 Life technology 10639011
DMEM/F12 Life technology 11330032
BSA  Life technology 15260037
Trypsin  Life technology 25200056
Ascobic Acid  Sigma A5960
1-Thioglycerol Sigma M1753
2-Mercaptoethanol Sigma M3148
VEGF R&D 293-VE
Bmp4 R&D 314-BP
ActivinA R&D 338-AC
bFgf R&D 233-FB
Fgf10 R&D 345-FG
mTeSR Stemcell technologies 5850
Matrigel BD Biosciences 354277

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Garbern, J. C., Lee, R. T. Cardiac stem cell therapy and the promise of heart regeneration. Cell Stem Cell. 12 (6), 689-698 (2013).
  2. Passier, R., van Laake, L. W., Mummery, C. L. Stem-cell-based therapy and lessons from the heart. Nature. 453 (7193), 322-329 (2008).
  3. Bondue, A., Blanpain, C. Mesp1: a key regulator of cardiovascular lineage commitment. Circulation Research. 107 (12), 1414-1427 (2010).
  4. Bondue, A., et al. Mesp1 acts as a master regulator of multipotent cardiovascular progenitor specification. Cell Stem Cell. 3 (1), 69-84 (2008).
  5. Bu, L., et al. Human ISL1 heart progenitors generate diverse multipotent cardiovascular cell lineages. Nature. 460 (7251), 113-117 (2009).
  6. Lei, I., Gao, X., Sham, M. H., Wang, Z. SWI/SNF protein component BAF250a regulates cardiac progenitor cell differentiation by modulating chromatin accessibility during second heart field development. The Journal of Biological Chemistry. 287 (29), 24255-24262 (2012).
  7. Lei, I., Liu, L., Sham, M. H., Wang, Z. SWI/SNF in cardiac progenitor cell differentiation. Journal of Cellular Biochemistry. 114 (11), 2437-2445 (2013).
  8. Wu, S. M., et al. Developmental origin of a bipotential myocardial and smooth muscle cell precursor in the mammalian heart. Cell. 127 (6), 1137-1150 (2006).
  9. Spater, D., et al. A HCN4+ cardiomyogenic progenitor derived from the first heart field and human pluripotent stem cells. Nature Cell Biology. 15 (9), 1098-1106 (2013).
  10. Verzi, M. P., McCulley, D. J., De Val, S., Dodou, E., Black, B. L. The right ventricle, outflow tract, and ventricular septum comprise a restricted expression domain within the secondary/anterior heart field. Developmental Biology. 287 (1), 134-145 (2005).
  11. Boheler, K. R., et al. Differentiation of pluripotent embryonic stem cells into cardiomyocytes. Circulation Research. 91 (3), 189-201 (2002).
  12. Wada, R., et al. Induction of human cardiomyocyte-like cells from fibroblasts by defined factors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12667-12672 (2013).
  13. Kattman, S. J., et al. Stage-specific optimization of activin/nodal and BMP signaling promotes cardiac differentiation of mouse and human pluripotent stem cell lines. Cell Stem Cell. 8 (2), 228-240 (2011).
  14. Takahashi, T., et al. Ascorbic acid enhances differentiation of embryonic stem cells into cardiac myocytes. Circulation. 107 (14), 1912-1916 (2003).
  15. Wamstad, J. A., et al. Dynamic and coordinated epigenetic regulation of developmental transitions in the cardiac lineage. Cell. 151 (1), 206-220 (2012).
  16. Cong, L., et al. Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems. Science. 339 (6121), 819-823 (2013).
  17. Ding, Q., et al. Enhanced efficiency of human pluripotent stem cell genome editing through replacing TALENs with CRISPRs. Cell Stem Cell. 12 (4), 393-394 (2013).
  18. Gaj, T., Gersbach, C. S. 3rd, Barbas, T. A. L. E. N. ZFN, TALEN, CRISPR/Cas-based methods for genome engineering. Trends in Biotechnology. 31 (7), 397-405 (2013).
  19. Joung, J. K., Sander, J. D. TALENs: a widely applicable technology for targeted genome editing. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 14 (1), 49-55 (2013).
  20. Yang, H., et al. One-step generation of mice carrying reporter and conditional alleles by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 154 (6), 1370-1379 (2013).
  21. Mali, P., et al. RNA-guided human genome engineering via Cas9. Science. 339 (6121), 823-826 (2013).
  22. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nature. biotechnology. 25 (9), 1015-1024 (2007).
  23. Burridge, P. W., et al. A universal system for highly efficient cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells that eliminates interline variability. PloS One. 6 (4), e18293 (2011).
  24. Kouskoff, V., Lacaud, G., Schwantz, S., Fehling, H. J., Keller, G. Sequential development of hematopoietic and cardiac mesoderm during embryonic stem cell differentiation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (37), 13170-13175 (2005).
  25. Xu, X. Q., et al. Chemically defined medium supporting cardiomyocyte differentiation of human embryonic stem cells. Differentiation: Research in Biological Diversity. 76 (9), 958-970 (2008).
  26. Lian, X., et al. Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (27), E1848-1857 (2012).
  27. Bizy, A., et al. Myosin light chain 2-based selection of human iPSC-derived early ventricular cardiac myocytes. Stem Cell Research. 11 (3), 1335-1347 (2013).

Tags

Biologie du Développement numéro 95 les cellules souches embryonnaires des corps embryoïdes cellules progénitrices cardiaques la différenciation cardiaque tri par FACS rapporteur fluorescent

Erratum

Formal Correction: Erratum: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells
Posted by JoVE Editors on 08/10/2016. Citeable Link.

A correction to the author list was made to: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells.

The following author is now listed as a co-corresponding author:

Lei Bu

Dérivation des cellules cardiaques progénitrices de cellules souches embryonnaires
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lei, I. L., Bu, L., Wang, Z.… More

Lei, I. L., Bu, L., Wang, Z. Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells. J. Vis. Exp. (95), e52047, doi:10.3791/52047 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter