Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Developmental Biology
Click here for the English version

Developmental Biology

Derivação de Cardiac células progenitoras de células estaminais embrionárias

Published: January 12, 2015 doi: 10.3791/52047
Automatic Translation
1, 2, 1
1Cardiac Surgery, University of Michigan, 2Leon H Charney Division of Cardiology, New York University School of Medicine

ERRATUM NOTICE

Introduction

A doença cardíaca continua a ser a principal causa no mundo de hoje e as taxas de mortalidade têm permanecido praticamente inalterado nas últimas duas décadas (American Heart Association). Há uma necessidade crítica para o desenvolvimento de novas estratégias terapêuticas para prevenir ou reverter a insuficiência cardíaca de forma eficaz. Uma estratégia promissora é a terapia à base de células após o rápido desenvolvimento da biologia das células estaminais 1. A este respeito, PCC multipotentes poderia ser uma fonte excelente de células para a terapia devido à sua capacidade de proliferar, mas só comprometidas para diferenciação linhagem cardíaca. Portanto, o método eficiente e robusta para gerar e isolar CPCs é de grande importância para os estudos de terapia celular cardíaca.

Este protocolo incide sobre CPCs embrionárias identificadas durante a embriogênese e como a sua geração de CES. Vários CPCs foram isolados de corações embrionárias e adultas, mesmo a partir de medulas ósseas 2. Durante o desenvolvimento embrionário, morphoge ósseaproteínas Netic (BMPs), do tipo sem asas membros da família local de integração MMTV (Wnts) e sinais nodais induzir o compromisso da Mesp1 + mesoderme multipotentes 3. Células Mesp1 + então diferenciar em CPCs 4 embrionárias. Estes CPCs são tipicamente marcado por HCN4, NK2 homeobox 5 (NKX2-5), Isl LIM homeobox 1 (Isl1), T-box 5 (Tbx5) e miócitos fator potenciador 2C (MEF2C), formam campos primários do coração e segundo, e contribuir para as principais partes do coração durante cardiogenesis 5-10. Ambos CPCs NKX2-5 + e Isl1 + / + MEF2C são capazes de se diferenciar em cardiomiócitos, células de músculo liso (SMCs), e células endoteliais 5-8. Assim, estas CPCs vai dar origem a vasculatura cardíaca, bem como tecidos cardíacos e são uma fonte ideal de células para a terapia cardíaca com base em células. Consequentemente, gerando CPCs in vitro tem sido um grande foco de pesquisa em estudos cardiovasculares. Desde CES tem expansão ilimitada capacidade de umnd representam as células da MCI em estágio de blastocisto, a diferenciação dos CES em CPCs embrionárias após a embriogênese natural é considerada uma abordagem lógica e eficaz para obter CPCs.

Uma abordagem amplamente aplicada para obter CPCs da CES é agregar CES em EBs 11. Para melhorar a eficiência da diferenciação, crescimento e factores químicos definidos com base no conhecimento de desenvolvimento cardíaco foram utilizados 12-14. No entanto, não há marcadores CPC definitivos, particularmente não há marcadores de superfície celular, que são amplamente aceitos no campo. Para abordar esta questão, os CES são projetados para marcar CPCs Isl1 + ou MEF2C + e seus derivados com repórteres fluorescentes de Cre sistema / loxP. A recombinase cre é batido para dentro sob o controlo de Isl1 / MEF2C promotor / potenciador. Modificado RFP proteína fluorescente ou gene de YFP conduzido por um promotor constitutivo pode ser activado pela excisão de paragem flox codão com a recombinase cre(ISL1: cre; pCAG-Flox-STOP Flox-GFP ou RFP / Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP) 5,6. Uma vez que os CES são diferenciadas em CPCs segundo campo coração, Isl1 / MEF2C promotor / cre conduzido irá ativar os repórteres fluorescentes e CPCs podem ser enriquecidos por FACS-purificação. Resumidamente, o método de agregação EB é usado para iniciar a diferenciação ESC. Para aumentar a eficiência de diferenciação, as células diferenciadas são tratados com ácido ascórbico (AA) e factores de crescimento, tais como Bmp4, Activina A e VEGF 13,15. Este protocolo permite robusto e eficiente diferenciação CPC usando mouse e do CES humanos.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Derivação of Mouse Embryonic CPCs de Mouse CES

  1. Prepare rato fibroblastos embrionários (MEFs) camada alimentadora.
    1. MEF meio quente (10% de FBS em DMEM) a 37 ° C.
    2. Prepare placas revestidas com gelatina.
      1. Adicionar 1 ml de 0,1% de gelatina em água dentro de um poço de placa de 6 poços ou 5 ml para uma placa de 10 cm.
      2. Deixar as placas ou pratos a 37 ° C ou temperatura ambiente durante pelo menos 30 min. Aspirar a gelatina, antes da utilização.
    3. Descongelar irradiadas MEFs rapidamente num banho de água a 37 ° C, com agitação suave.
    4. Transferência das células suavemente para um 15 ml ou 50 ml tubo cônico. Adicionar 5 ml de meio de MEF pré-aquecido. Agitar as células lentamente e centrifugar a 200 xg durante 5 min.
    5. Ressuspender as células em meio MEF e contagem de células viáveis. Use os seguintes volumes de meio MEF: 2 ml de células por cavidade de uma placa de 6 poços e 10 ml de células a partir de uma placa de 10 cm.
    6. Células da placa em placas de 6 poços ou placas de 10 cm em 1-2x 10 6 por placa / prato.
    7. Incubar as placas / MEF pratos a 37 ° C, 5% de CO 2, pelo menos, 24 horas antes da utilização.
      NOTA: Descarte MEF placas / pratos mais de uma semana.
  2. Prepare CES rato
    1. Cultura do Isl1-cre; Rosa26YFP / MEF2C-cre; Rosa26YFP rato CES em MEFs até 90% confluentes. Utilização de células ES meio constituído por 410 ml de DMEM, FBS a 75 ml, 0,1 mM MEM NEAA, 2 mM de L-glutamina, piruvato 0,1 mM, 100 U de Pen / Strep, e 0,1 mM de β-mercaptoetanol.
    2. Prepare revestidos com gelatina placas de 6 poços, como descrito em 1.1.2.
    3. Aspirar o meio das placas e lavar as células com DPBS.
      1. Aspirar DPBS e adicionar 0,4 ml de Tripsina a 0,25% para um poço de placa de 6 poços. Incubar as células a 37 ° C, 5% de CO 2 durante 5 min. Adicionar 1 ml de meio ES pré-aquecido a reacção cessar tripsina.
    4. Células colheita e centrifugar células a 200 xg e aspirado médio. Ressuspender as células em 1 ml de meio ES celular e contar as células. </ Li>
    5. CES placa em placas revestidas com gelatina com uma densidade de 3 x 10 4 / cm 2. Incubar a 37 ° C, 5% de CO 2 durante cerca de 2 dias quando os CES atingir cerca de 90% confluente. Mudar a forma cotidiana.
    6. Quando CES são 90% confluentes, repita os passos 1.2.2-1.2.5 para remover completamente os alimentadores MEF.
  3. Induzir CPC diferenciação por formação de EB
    1. Prepare meio de diferenciação como se segue: 36 ml de IMDM, 12 ml de Ham F12, 2 mM de L-glutamina, 0,34 ml de BSA (7,5%), 0,25 mL de N2, 0,5 mL B27, 50 ug / ml de AA, e 0,45 mM de 1-tioglicerol.
    2. Aspirar médio a partir de células e enxágüe com DPBS. Aspirar DPBS e adicionar 0,4 ml de Tripsina a 0,25% para um poço de placa de 6 poços. Incubar a 37 ° C durante 5 min.
    3. Adicionar 1 ml de meio de diferenciação para que cesse a reacção e pipeta-se para baixo e para dispersar os agregados de células em células individuais.
    4. Centrífuga CES a 200 g durante 5 min e descartar o meio.
      1. Ressuspender 1 x 10 6 </ Sup> CES em 1 ml de meio de diferenciação. Contar as células, e as células de cultura em placa de Petri de descolamento baixo, numa concentração de 1 x 10 5 células / ml em meio de diferenciação a 37 ° C para a primeira agregação EB.
    5. Dois dias após a formação da EB, transferir CEs a partir de pratos de tubos de 50 ml. Gire a 200 xg por 1 min. Remova o meio e enxaguar EBs com 10 ml DPBS sem Ca 2+ e Mg 2+.
    6. Aspirar DPBS e adicionar 1 ml de 0,25% de tripsina. Incubar a 37 ° C durante 5 min. Adicionar 4,5 ml de meio de diferenciação para parar a reacção. Pipet cima e para baixo para dissociar EBs em células individuais.
    7. Centrifuga-se as células a 200 xg durante 5 min. Aspirar células médio e ressuspender em 1 ml de meio de diferenciação.
    8. Contar as células, e dilui-se 2 x 10 6 células para 1 x 10 5 células / ml em meio de diferenciação. Adicionar VEGF, Bmp4 e a activina A para o meio a uma concentração final de 5 ng / ml, 0,8 ng / ml e 5 ng / ml, respectivamente. Culture as células em uma placa de Petri para a segunda formação EB a 37 ° C.
    9. 40 horas após a segunda formação EB, transferir EBS para tubos de 50 ml. Lavar uma vez com DPBS, dissociar EBs com 1 ml de tripsina a 0,25% a 37 ° C durante 5 min. Pipet cima e para baixo para dissociar EBs em células individuais.
    10. Ressuspender as células em meio STEMPRO-34 com 5 ng / ml de VEGF, 10 ng / ml de bFGF e 12,5 ng FGF10 / ml. Placa as células a 2 x 10 5 / cm 2 em placas revestidas com gelatina. Cultura em 37 ° C incubadora por cerca de 32 horas antes CPC isolamento.
  4. Isolar mCPCs
    1. Aspirar médio e enxágüe com DPBS. Adicionar 0,5 ml de 0,25% de tripsina a placas de cultura a 37 ° C durante 5 min. Adicionar 4,5 ml de meio de diferenciação para parar a reacção. Pipet cima e para baixo para dissociar EBs em células individuais. Coletar as células por células de centrifugação e ressuspender em 2% FBS / PBS para FACS-purificação.
    2. Execute CES indiferenciadas em classificador como controle negativo. Mudança de tensão para ajustar o scat frenteter (FSC) e dispersão lateral (SSC) para selecionar população desejada. Use a frente dispersar contra dispersão lateral e altura de dispersão frontal versus largura de excluir detritos e gibão. No sub-população selecionada, de acordo com a distribuição dos controles do CES, desenhe um portão de YFP positivo no histograma para eliminar autofluorescência celular. Recolha YFP + CPCs de YFP + gating.
    3. Placa os CPCs purificados (células YFP +) em placas de 6 poços com meio de diferenciação (1.3.1). Cultura adicionais 3-5 dias a 37 ° C para a diferenciação de CPCs em cardiomiócitos e PMEs.

2. Determinação dos embrionárias humanas CPCs da CES Humanos

  1. Prepare Feeders
    1. Prepare rato fibroblastos embrionários (MEFs) camada alimentadora, como descrito acima, a uma densidade de 2 x 10 4 / cm 2.
  2. Manter CES humanos
    1. Manter ISL1 humano: cre; pCAG-Flox-STOP-Flox-GFP ou RFP CES rotineiramente em MEF utilizando meio de células estaminais embrionárias humanas regular (Knockout DMEM / F-12 de 385 ml, 100 ml Knockout SR, 2 mM de L-glutamina, NEAA 0,1 mM, 0,1 mM β-mercaptoetanol, 10 ng / ml de FGF básico). Antes de diferenciação cardíaca, transferir CES humanos em estado livre alimentador por pelo menos 2 passagens.
  3. Prepare CES humanos na condição livre alimentador
    1. Prepare placas revestidas para CTEs humanas cultura.
      1. Descongelar matrigel a 4 ° C durante a noite. Coloque um tubo de 50 ml em gelo e adicionar 30 ml de meio DMEM / F12 frio para dentro do tubo.
      2. Adicionar 1 ml de matrigel no meio frio e misturar bem. Adicionar 1 ml de matrigel frio-DMEM / 12 em forma de um poço de placa de 6 poços ou 5 ml para uma placa de 10 cm.
      3. Deixar as placas / pratos a 4 ° C durante a noite ou a temperatura ambiente durante 2 horas. Aspirar o meio antes da utilização.
    2. Dividir CES humanos nas placas: Aspirar media de placa MEF e enxaguar CES humanos com DPBS. Em seguida, adicionar 1 ml de dispase (1 mg / ml) para um poço de placa de 6 poços. Incubar as células em 37 ° Cincubadora até que as bordas de colónias começar a separar.
    3. Remova a solução dispase. Enxágüe com DPBS duas vezes, em seguida, adicionar 2,5 ml / per médio bem mTeSR ou médio MEF-condicionado para a chapa.
    4. Raspe as células usando um raspador de células e cuidadosamente pipeta cima e para baixo para quebrar colônias ESC humanos em pequenos aglomerados.
    5. Transfira os aglomerados ESC e diluir 1: 3 em placas revestidas.
    6. Adicione 2 ml / médio bem mTeSR ou médio MEF-condicionado e mudar médio diário.
    7. CES humanos em cultura, ou em meio mTeSR MEF-condicionado em placas revestidas durante pelo menos 2 passagens.
  4. Induzir CPC diferenciação do CES humanos
    1. Quando as células são ~ 90% confluentes, aspirar a médio e enxágüe com DPBS. Em seguida, incubar as hESCs em 0,5 mg / ml em Dispase 37 ° C durante 20 min.
    2. Lavar o hESCs com DPBS duas vezes, remover as células a partir das placas com um tirante de células, em seguida, voltar a suspender as braçadeiras de células em meio de diferenciação (DMEM / F12 contendo 18% de FBS, NEAA 0,1 mM, 2 mML-glutamina, 0,1 mM de β-mercaptoetanol e 50 ug / ml de ácido ascórbico).
    3. Transferência de células em placas de 6 poços ultra-baixas de fixação para a formação de EB.
    4. Alterar meio de diferenciação dia seguinte.
    5. Substituir meio a cada 3 dias e manter CEs em cultura em suspensão.
  5. Isolar HCPCS
    1. Recolha EBs mais tardar dia 9 de diferenciação para o isolamento CPC humano.
    2. Aspirar médio e enxaguar EBs com DPBS duas vezes. Adicionar 0,5 ml de 0,25% de tripsina a cada poço de placas de cultura de 6 poços a 37 ° C durante 5 min.
    3. Adicionar um volume igual de meio de diferenciação para parar a reacção. Pipet cima e para baixo para dissociar EBs em células individuais. Recolher as células por centrifugação a 200 xg durante 5 min e ressuspender as células em 2% de FBS / DPBS. Células do filtro com 40 um filtro de células e FACS-purificado a RFP + células CPC, conforme descrito no 1.4.3.
    4. Placa HCPCS classificados em placas revestidas com geltin. HCPCS cultura em meio de diferenciação para 7-9 Dias para se diferenciarem em células de músculo liso e de cardiomiócitos. 7 dias após o plaqueamento, cultura células com 5% Knockout SR em meio DMEM / F12 diferenciada.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

O protocolo mostra derivação de CPCs de várias linhas de células ES. CES são agregados para formar EBs de se diferenciar em CPCs. CES são rotineiramente mantidas em alimentadores MEF (Figura 1A, F) e os alimentadores são removidos antes de diferenciação. Após a agregação dos CES em CEs em meio de diferenciação (Figura 1B, G), o segundo EBs formados são tratadas com Activina A Bmp4 e para melhorar a diferenciação mesoderme em linhas celulares de ratinho (Figura 1C). CES são diferenciadas em linhagem cardíaca como identificado pela proteína fluorescente YFP / RFP (Figura 1D). CPCs foram purificados por FACS (Figura 1H) e a cultura prosseguiu a diferenciar-se em cardiomiócitos e células do músculo liso. A coloração de cTnT e SM-MHC mostrou a capacidade de diferenciação dos CPCs em cardiomiócitos e células musculares lisas (Figura 1 E, I, J). Tipicamente, 80-90% CPCs são obtidos a partir do ratinho CES diferenciação protOCOL e 0,5-5% CPCs são obtidos a partir do protocolo de diferenciação CES humano.

Figura 1
Figura 1: Diferenciação dos CES em CPCs multipotentes. (AE) diferenciação rato ESC. (A) Morfologia do rato ESC em células alimentadoras. (B) formação Primeira EB dos CES do mouse. (C) formação Second EB em meio de diferenciação com fatores de crescimento. (D) CPCs estão expressando YFP. (E) Cardiomyocytes (cTnT +) derivada de CPCs FACS-purificados. (FJ) Diferenciação dos CES humanos. (F) Morfologia do ESC humano mantido em células alimentadoras. formação (G) EB de células embrionárias humanas. (H) FACS purificada de CPCs. (IJ) CPCs diferenciadas em cardiomiócitos (cTnT +) e células musculares lisas (SM-MHC + Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
FBS Thermo scentific SH30070.03E
Knockout SR Life technology 10828028
Knockout DMEM Life technology 10829018
DMEM Life technology 11965118
NEAA Life technology 11140050
GlutaMAX Life technology 35050061
N2 Life technology 17502048
B27 Life technology 12587010
Ham’s F12 Life technology 11765062
IMDM Life technology 12440061
Pen/Strep Life technology 15140122
Pyruvate Life technology 11360070
Dispase Life technology 17105041
Stempro-34 Life technology 10639011
DMEM/F12 Life technology 11330032
BSA  Life technology 15260037
Trypsin  Life technology 25200056
Ascobic Acid  Sigma A5960
1-Thioglycerol Sigma M1753
2-Mercaptoethanol Sigma M3148
VEGF R&D 293-VE
Bmp4 R&D 314-BP
ActivinA R&D 338-AC
bFgf R&D 233-FB
Fgf10 R&D 345-FG
mTeSR Stemcell technologies 5850
Matrigel BD Biosciences 354277

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Garbern, J. C., Lee, R. T. Cardiac stem cell therapy and the promise of heart regeneration. Cell Stem Cell. 12 (6), 689-698 (2013).
  2. Passier, R., van Laake, L. W., Mummery, C. L. Stem-cell-based therapy and lessons from the heart. Nature. 453 (7193), 322-329 (2008).
  3. Bondue, A., Blanpain, C. Mesp1: a key regulator of cardiovascular lineage commitment. Circulation Research. 107 (12), 1414-1427 (2010).
  4. Bondue, A., et al. Mesp1 acts as a master regulator of multipotent cardiovascular progenitor specification. Cell Stem Cell. 3 (1), 69-84 (2008).
  5. Bu, L., et al. Human ISL1 heart progenitors generate diverse multipotent cardiovascular cell lineages. Nature. 460 (7251), 113-117 (2009).
  6. Lei, I., Gao, X., Sham, M. H., Wang, Z. SWI/SNF protein component BAF250a regulates cardiac progenitor cell differentiation by modulating chromatin accessibility during second heart field development. The Journal of Biological Chemistry. 287 (29), 24255-24262 (2012).
  7. Lei, I., Liu, L., Sham, M. H., Wang, Z. SWI/SNF in cardiac progenitor cell differentiation. Journal of Cellular Biochemistry. 114 (11), 2437-2445 (2013).
  8. Wu, S. M., et al. Developmental origin of a bipotential myocardial and smooth muscle cell precursor in the mammalian heart. Cell. 127 (6), 1137-1150 (2006).
  9. Spater, D., et al. A HCN4+ cardiomyogenic progenitor derived from the first heart field and human pluripotent stem cells. Nature Cell Biology. 15 (9), 1098-1106 (2013).
  10. Verzi, M. P., McCulley, D. J., De Val, S., Dodou, E., Black, B. L. The right ventricle, outflow tract, and ventricular septum comprise a restricted expression domain within the secondary/anterior heart field. Developmental Biology. 287 (1), 134-145 (2005).
  11. Boheler, K. R., et al. Differentiation of pluripotent embryonic stem cells into cardiomyocytes. Circulation Research. 91 (3), 189-201 (2002).
  12. Wada, R., et al. Induction of human cardiomyocyte-like cells from fibroblasts by defined factors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12667-12672 (2013).
  13. Kattman, S. J., et al. Stage-specific optimization of activin/nodal and BMP signaling promotes cardiac differentiation of mouse and human pluripotent stem cell lines. Cell Stem Cell. 8 (2), 228-240 (2011).
  14. Takahashi, T., et al. Ascorbic acid enhances differentiation of embryonic stem cells into cardiac myocytes. Circulation. 107 (14), 1912-1916 (2003).
  15. Wamstad, J. A., et al. Dynamic and coordinated epigenetic regulation of developmental transitions in the cardiac lineage. Cell. 151 (1), 206-220 (2012).
  16. Cong, L., et al. Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems. Science. 339 (6121), 819-823 (2013).
  17. Ding, Q., et al. Enhanced efficiency of human pluripotent stem cell genome editing through replacing TALENs with CRISPRs. Cell Stem Cell. 12 (4), 393-394 (2013).
  18. Gaj, T., Gersbach, C. S. 3rd, Barbas, T. A. L. E. N. ZFN, TALEN, CRISPR/Cas-based methods for genome engineering. Trends in Biotechnology. 31 (7), 397-405 (2013).
  19. Joung, J. K., Sander, J. D. TALENs: a widely applicable technology for targeted genome editing. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 14 (1), 49-55 (2013).
  20. Yang, H., et al. One-step generation of mice carrying reporter and conditional alleles by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 154 (6), 1370-1379 (2013).
  21. Mali, P., et al. RNA-guided human genome engineering via Cas9. Science. 339 (6121), 823-826 (2013).
  22. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nature. biotechnology. 25 (9), 1015-1024 (2007).
  23. Burridge, P. W., et al. A universal system for highly efficient cardiac differentiation of human induced pluripotent stem cells that eliminates interline variability. PloS One. 6 (4), e18293 (2011).
  24. Kouskoff, V., Lacaud, G., Schwantz, S., Fehling, H. J., Keller, G. Sequential development of hematopoietic and cardiac mesoderm during embryonic stem cell differentiation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (37), 13170-13175 (2005).
  25. Xu, X. Q., et al. Chemically defined medium supporting cardiomyocyte differentiation of human embryonic stem cells. Differentiation: Research in Biological Diversity. 76 (9), 958-970 (2008).
  26. Lian, X., et al. Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (27), E1848-1857 (2012).
  27. Bizy, A., et al. Myosin light chain 2-based selection of human iPSC-derived early ventricular cardiac myocytes. Stem Cell Research. 11 (3), 1335-1347 (2013).

Tags

Biologia do Desenvolvimento Edição 95 as células-tronco embrionárias corpos embrióides as células progenitoras cardíacas diferenciação cardíaca FACS-triagem repórter fluorescente

Erratum

Formal Correction: Erratum: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells
Posted by JoVE Editors on 08/10/2016. Citeable Link.

A correction to the author list was made to: Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells.

The following author is now listed as a co-corresponding author:

Lei Bu

Derivação de Cardiac células progenitoras de células estaminais embrionárias
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lei, I. L., Bu, L., Wang, Z.… More

Lei, I. L., Bu, L., Wang, Z. Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells. J. Vis. Exp. (95), e52047, doi:10.3791/52047 (2015).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter