Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Optogenetic Stimulering af hørenerven

Published: October 8, 2014 doi: 10.3791/52069
Automatic Translation
1,2,5, 1,3, 3, 1, 1, 3, 1,2,4
1InnerEarLab, Department of Otolaryngology, University Medical Center Goettingen, 2Bernstein Focus for Neurotechnology, University of Goettingen, 3Auditory Systems Physiology Group, Department of Otolaryngology, University Medical Center Goettingen, 4Center for Nanoscale Microscopy and Molecular Physiology of the Brain, University of Goettingen, 5Department of Chemical, Electronic, and Biomedical Engineering, University of Guanajuato

Summary

Cochlear implants (CIS) gør det muligt at høre ved direkte elektrisk stimulation af hørenerven. , Dårlig hyppighed og intensitet opløsning begrænser imidlertid kvaliteten af ​​at høre med kreditinstitutter. Her beskriver vi optogenetic stimulering af hørenerven i mus som en alternativ strategi for auditiv forskning og udvikling af fremtidige kreditinstitutter.

Abstract

Direkte elektrisk stimulation af spiral ganglion neuroner (SGNs) ved cochlear implantater (CIS) giver mulighed for åben taleforståelse i de fleste implanterede døve fag 1- 6. Ikke desto mindre, lyd kodning med aktuelle CIs har dårlig frekvens og intensitet opløsning på grund af en bred strøm spredes fra hver elektrode kontakt aktiverer et stort antal SGNs langs tonotopic akse cochlea 7- 9. Foreslås Optisk stimulation som et alternativ til elektrisk stimulering, der lover rumligt mere begrænset aktivering af SGNs og dermed højere frekvens opløsning af kodning. I de senere år har direkte infrarød belysning af cochlea blevet anvendt til at fremkalde reaktioner i hørenerven 10. Metoden kræver dog højere energier end elektrisk stimulation 10,11 og usikkerhed om den underliggende mekanisme 12. Her beskriver vi en metode baseret på optogenetics at stimulere SGNsmed lav intensitet blåt lys, ved hjælp af transgene mus med neuronal udtryk for channelrhodopsin 2 (CHR2) 13 eller virus-medieret ekspression af CHR2-varianten Catch 14. Vi anvendte mikro-lysemitterende dioder (μLEDs) og fiber-koblede lasere til at stimulere CHR2-udtrykkende SGNs gennem en lille kunstig åbning (cochleostomy) eller runde vindue. Vi analyseret svarene ved hovedbunden optagelser af lys-fremkaldte potentialer (optogenetic auditive hjernestamme respons: oABR) eller ved mikroelektrode optagelser fra den auditive vej og sammenlignede dem med akustisk og elektrisk stimulation.

Introduction

Ifølge World Health Organization, 360 millioner mennesker verden over lider af høretab. I døve forsøgspersoner direkte elektrisk stimulation af SGNs af kreditinstitutter muliggøre åben taleforståelse i de fleste af dem 1,2,4,5. Selvom kreditinstitutter er blevet implanteret i mere end 200.000 mennesker og derfor er den mest succesfulde neuroprosthesis, lyd kodning drevet af de nuværende cochlear implantater er begrænset. CIs er baseret på elektrisk stimulation af en række elektroder, hvor hver aktiverer en tonotopic region hørenerven således omgår den dysfunktionelle sanseorgan Corti i cochlea. Normal hørelse lyttere kan skelne mere end 2.000 frekvenser, men nutidens kreditinstitutter kun bruge op til 12-22 frekvenskanaler 4. Dette skyldes udbredt strøm fra hver stimulerende elektrode 7,9, aktivere et stort antal SGNs der repræsenterer mange forskellige lydfrekvenser 8,15. Dettebegrænsning kan forbedres ved hjælp af multipolær stimulation, men på bekostning af højere strømforbrug 16,17. Deres produktion dynamikområde for en sund intensitet er også begrænset, typisk under 6-20 dB 4,18. Af disse grunde, forbedre hyppighed og intensitet opløsning er vigtige mål for at øge CI ydeevne til at lindre talegenkendelse i støjende omgivelser, prosodi forståelse og musik perception.

En anden mulighed for at stimulere hørenerven er optisk stimulering. Lys kan være praktisk fokuseret på at målrette en lille SGN befolkning, lover bedre fysisk indespærring, stigende frekvens opløsning og også udvide dynamikområde, hvilket resulterer i en bedre intensitet opløsning. Faktisk har cochlear stimulering med infrarødt lys vist glimrende frekvens opløsning i dyremodeller 10,11,19. En ulempe ved denne form for stimulering er, at det kræver højere energi end elektrisk stimulering 12,20.

Som et alternativ til infrarød stimulering, vi ansætter optogenetics at gøre SGNs lysfølsomt. Optogenetics er en ny tilgang, der kombinerer genetiske og optiske teknikker til ikke-invasivt og specifikt eksportkontrol på celler med høj tidsmæssig præcision (anmeldelser 21- 23). Den aktuelt mest anvendte modalitet beskæftiger ekspressionen af mikrobielle channelrhodopsin 2 (CHR2) genet af Chlamydomonas reinhardtii og varianter deraf, der koder for en let-gatede kationkanal 24. CHR2 er en 7-transmembran-helix protein, som, når transduceres ind i neuroner og aktiveres af blåt lys, fungerer som ikke-selektive kationkanal, således depolariserende cellerne 24-27. CHR2 er blevet godt karakteriseret 24,28- 31 og mange varianter er blevet udviklet til at ændre action spektret, gating og permeabilitet egenskaber 32,33. Målet med vores arbejde er at etablere cochlear optogenetics til aktivering af det auditive vej. Vi bemærker, at optogenetic strategi for at stimulere hørenerven kræver genetisk manipulation af spiral ganglion til ekspressionen af ​​channelrhodopsin. Arbejde med mus og rotter tillader brugen af tilgængelige transgene dyr 13,34,35, som giver udtryk for channelrhodopsin med lidt variation langs tonotopic akse og på tværs af dyr 36. Kombination af betingede alleler 37 med passende Cre-linjer giver mulighed for celle-specifikke ekspression. Genoverførsel til spiral ganglion af andre dyr kræver brug af virus, såsom adenoassocieret virus, der er en standard tilgang optogenetics 38 og at vi viste sig at fungere godt i mus 36. Genmanipulation og ekspressionen af ​​transgener, der koder for fremmede proteiner, bear risici for bivirkninger såsom IMMUne svar og / eller spredning, kompromitteret tilstand eller endda død af genetisk manipulerede celler. Med henblik på denne demonstration vi bruger transgene mus, der udtrykker CHR2 i spiral ganglion neuroner under Thy-1 promotoren 13 til optisk stimulere den auditive vej. Vi bemærker, at andre channelrhodopsin varianter kan anvendes til samme formål som vi påvist under anvendelse af virus-medieret overførsel af varianten griberen 14 i SGNs 39.

Mens cochlear optogenetics kræver genetisk manipulation, det giver molekylær tuning til optimeret SGN stimulering og løfter forbedret frekvens og intensitet opløsning i forhold til elektrisk stimulation. Optogenetic stimulering af den auditive vej er yderst relevant for hørelse forskning. For eksempel, det lover fremskridt i undersøgelser af aktiviteten-afhængige forfinelse af tonotopy under udvikling, i analysen af ​​kravet om spektral integration i lyd localization og af omfanget af samspillet mellem frekvens-specifikke afferente fremskrivninger i det centrale auditive system.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle eksperimenter præsenteres i dette arbejde blev udført med de etiske standarder, der er defineret af den tyske lov om beskyttelse af forsøgsdyr. The University of Göttingen bestyrelse for dyrevelfærd og dyrevelfærd kontor i staten Niedersachsen godkendt forsøgene.

1. Fremstilling af μLED-stimulator

  1. For μLEDs, først forberede μLED-stimulator. Brug blå lysdioder med 200 af 200 um aktive overflade (μLED se Materialer tabel).
  2. Solder ledningerne til μLED. Derefter indkapsle μLED og forbindelser ved hjælp af epoxy lim. Lad enheden natten over for at lade epoxyen kur.
  3. Til mekanisk stabilitet og elektrisk isolering tragt ledningerne gennem en tynd glaskapillar bruge 1 mm ydre diameter borsilicat kapillærer og forsegle krydset med epoxy (figur 1D), således at kapillarrøret kan monteres på en mekanisk manipulator.
    BEMÆRK: Ther er et trade-off for at gøre kapslen tyk nok til at få en god elektrisk isolation (undgå stimulering artefakter), men tynd nok til at lade LED bevæge sig frit inde i bulla og til at finde det på cochleostomy. Det er en god ide at forberede mere end én LED.
  4. For at bekræfte god elektrisk isolering, først forberede en petriskål med 0,9% NaCl og dip 3 nøgne sluttede kobbertråde i væsken. Dette tjener til at simulere et dyr med ABR elektroder. Tilslut ledningerne til ABR-forstærker og derfra til et oscilloskop.
  5. Slut derefter førte til stimulatoren og fordybe det i opløsningen, indtil den er helt dækket. Drev LED med pulser (se trin 3.1.1) på den maksimalt tilladte strøm i længere tid end 20 minutter, og kontrollér for stimulering artefakter. Hvis de vises, kassere LED og prøve en ny.

2. Kirurgisk procedure

  1. Brug 4-10 uger gamle transgene mus, der udtrykker CHR2 under Thy1.2 promotoren (linje 9i Wang et al. 13). At manipulere dyret og udfører operationen, altid bruge rene og godt identificerede kirurgiske redskaber.
  2. Bedøve dyrene med en IP-injektion af en blanding af urethan (1,32 mg / kg), xylazin (5 mg / kg), og buprenorphin 0,1 ug / g fortyndet i 0,9% steril NaCl-opløsning og placere musen på en varmeplade for at opretholde kroppens temperatur ved 37 ° C. Med denne dosis, anæstesi typisk varer for hele forsøgsprotokol.
    1. Begyndende 10 min efter indledende anæstesi induktion kontrollere for tegn på ophidselse ved potetilbagetrækning refleks. I tilfælde af bevægelser anvende doser af urethan (0,66 mg / kg) og buprenorphin (0,05 ug / g) fortyndet i 0,9% steril NaCl-opløsning (uden xylazin) vedligeholdelse. Igen tjekke potetilbagetrækning refleks og fortsæt kun hvis refleks er fraværende.
  3. Barbere forsigtigt retroauricular område i forberedelsen af ​​snittet. Brug en retroauricularnærmer at nå bulla (luft-holdige mellemørets hulrum).
    1. Med en mikro pincet og / eller fjerne en del af nakkemusklerne, f.eks platysma, sternocleidomastoideus, og Scalenes.
    2. Find og udsætte bulla (figur 1A). Identificer bulla som Knoglepartiet med en karakteristisk sfærisk form med en ring på bulla overflade, der angiver indføringen af trommehinden (figur 1A). Lav et hul med spidsen af ​​en insulin nål lige under denne ring. Start der, fjerne knogle, der dækker bulla med en fin rongeur (gnawer) eller microforceps på en sådan måde, at Promontorium af cochlea er udsat for (figur 1B).
  4. For cochleostomy, forsigtigt barbere den benede kapsel for at åbne et lille vindue (cochleostomy: ~ 500-800 um), der tager sig at forlade intakt membranøs labyrint (Figur 1B). Udfør cochleostomy på anden cochleardreje sig, som det er langt nok fra stapedial arterie og fra spidsen. Åbning af toppunktet kunne producere sprængning af cochlea, herunder et brud på modiolus.
  5. For en runde vindues indsættelse af en optisk fiber eller μLED-implantat til scala tympani, omhyggeligt forstørre det runde vindues fordybning ved at skrabe den benede niche med spidsen af ​​en skarp skalpel (en klinge nummer 11 er en god mulighed). Brug altid en ny kniv eller skalpel. Vær meget forsigtig, da stapedial arterie løber meget tæt på det runde vindue (Figur 1B).

3. Optisk Stimulering Brug to tilgange

  1. For transcochlear stimulation, brug μLEDs eller en fiber koblet laser.
    1. Monter kapillær bærer μLED på en mekanisk manipulator og omhyggeligt placere μLED på cochleostomy. Brug oABR, fremkaldt af 3-10 msek lang stimulering fra en strømkilde (typisk 5-40 mA ved 2,7 V) ved 1-5 Hz, som et middel til at optimere positionen og ellerientation af μLED.
    2. Til laser stimulation bruge en 473 nm kontinuert bølge laser og en 250 um optisk fiber (se Materialer). Par den optiske fiber til en blå laser kilde, der ideelt set tilbyder hurtig analog styring af magt (ellers bruge en akustisk-optisk enhed eller en hurtig lukkertid for at definere den optiske stimulus). Ved hjælp af en mikromanipulator, lokalisere spidsen af ​​fiberen direkte på cochleostomy og fastgør den der med dental cement (transcochlear stimulation).
  2. For intracochlear stimulering, indsætte fiber gennem det runde vindue i scala tympani. Så brug 3-10 msek laserpulser på 10-30 mW (magt fiber output) på 1-5 Hz til fremkalde oABR. Den store amplitude oABR giver forsøgslederen at observere oABR fremkaldt af enkelte stimuli på oscilloskopet til optimering af position og orientering af emitter (μLED eller fiber) ved hjælp oABR amplitude som en udlæsning.
  3. Når god oABR er blevet opnået, fastsætte fiberen med cyanoacrylate lim eller dental cement og vente, indtil limen er solid.
    BEMÆRK: Det er normalt at observere nogle væske, der kommer ud fra øresneglen. Men for at undgå problemer med polymeriseringen af ​​cement, er det tilrådeligt at tørre op i regionen ved hjælp af fine bomuld væger.

4. Optagelser af oABR

  1. Indsæt nåleelektroder nedenunder pinna på Isse og på bagsiden nær benene og forbinde dem til forstærkeren.
  2. Forstærk den potentielle forskel mellem toppunkt og mastoid subdermale nåle. Prøve med en hastighed på 50 kHz og filter (1-10.000 Hz). Visualiser forskellen potentiale på et oscilloskop ideelt nær setup optagelse for at optimere placeringen af ​​den optiske stimulator. Brug signal gennemsnit (50-1,000x) og gemme data på en computer til offline analyse.

5. Optagelser af optisk Evoked Local feltpotentialer

  1. Placer dyret i en stereotaktisk ramme. Brug pincet centrally trække huden overliggende kraniet og udføre en median snit med en saks groft strækker sig fra mellem øjnene til det punkt, hvor nakkemusklerne tillægger kraniet.
    1. Afspejle huden sideværts. Skær periosteum på langs den sagittale sutur og fjern det sideværts ved forsigtigt at gnide den udsatte kranieknogler med en vatpind.
  2. Placer en skræddersyet metalplade på den blottede kraniet forlader ca. 1 mm mellem kaudale ende af pladen og lambda. Med en diameter på 0,7 mm bore omhyggeligt bore et hul i den parietale knogle.
  3. Skru forsigtigt i en diameter skrue 0,85 mm - at tjene som reference for potentialer, der er optaget fra den ringere colliculus (IC) - holder skruen med en pincet, så længe skruen ikke er sikkert fastgjort. Sørg for god kontakt mellem skrue og dura uden at trænge ind i hjernen. Lim skruen og metalpladen på kraniet med cyanoacrylatlim.
  4. Løsn nEck muskler forsigtigt fra kraniet. Træk nakkemusklerne caudalt for circa 1-2 mm. Identificer skæringspunktet mellem den overlegne sagittale sinus (SSS) og tværgående sinus (TS). Hvis det er nødvendigt, øge gennemsigtigheden af ​​kraniet ved befugtning knoglen med fysiologisk NaCl-opløsning.
    1. Identificer IC i mus som lyver direkte caudale til SSS og TS vejkryds. Efter identificering af placeringen af ​​IC langsomt og omhyggeligt udføre en trepanation strækker ca. 0,5 mm rostrally til 1,5 mm kaudalt til TS og groft 3 mm sideværts.
    2. Undgå enhver skade for SSS og TS, da disse ville udelukke en vellykket eksperiment. Her teste, om trepanned knogle er blevet løst ved blidt at skubbe det. Brug pincet langsomt løfte knoglen.
  5. Med en passende adapter vedhæfte en multikanal array og hovedtrin på en mikromanipulator. For at undgå at ødelægge multikanal optagelse vifte under indsættelse i IC, forsigtigt fjerne duramed en bøjet spids af en lille kanyle starter tæt på en knogle kant.
    1. Fjern dyret fra stereotaktisk ramme. Fastgør metalpladen på en bar for at forblive stereotaktisk fiksering. Placer optagelsen sonden over IC og indsætte det ved mikroskopisk kontrol, således at den øverste kanal er kun synlige på overfladen.
  6. Forstærk den potentielle forskel mellem de enkelte kanaler i optagelsen array og referencen skruen i parietal knogle, prøve med en hastighed på 32 kHz, lavpasfilter (300 Hz) og gemme på en computer til offline analyse.
  7. Alle dyr bør humant aflivet ved afslutningen af ​​den administrative procedure bedøvelsesmiddel nyttiggørelse i overensstemmelse med relevante retningslinjer dødshjælp. Egnede metoder til eutanasi kan omfatte cervikal dislokation eller CO2 inhalation.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En optimal cochleostomy er kritisk og øger sandsynligheden for et vellykket eksperiment. Dette betyder, at vinduet er regelmæssige, små, og der er ingen skade af de interne cochlear strukturer. For eksempel blødning indikerer skade af stria vascularis. Et godt eksempel er vist i figur 1B.

Brug CHR2-transgene mus, er CHR2 udtrykt i SGNs i cochlea (figur 1C). Blåt lys belysning, enten ved μLED eller laser, fremkalder store oABR, som adskiller sig fra akustisk ABR (aABR) i amplitude og bølgeform. oABR (figur 1F) har større amplituder end aABR (figur 1E), men de er sammenlignelige med elektrisk ABR (eABR, figur 1G). Dette kan tolkes som oABR og eABR reflekterende rekruttering af flere SGNs og / eller en mere synkroniseret aktivering af SGNs end for lyd-fremkaldt aABR.

nt "> at fremkalde eABR en gnaver elektrisk CI (MED-EL) blev indsat i runde vindue. Vi brugte dobbeltfasede strømpulser (80 mikrosekunder fase varighed, 20 usek interfase varighed, 500 uA, 6 Hz stimulation sats) til at stimulere og gennemsnit svar til 100 stimulus gentagelser. Stimulation med 2 glas isolerede wolframelektroder (1 inde og 1 uden for sneglen) er også mulig.

Det er vigtigt at bemærke, at oABR ikke er påviselige i vildtypedyr efter hæmning af spændingsafhængige natriumkanaler eller efter at ofre dyr 39. Disse kontrol eksperimenter gør opvarmning som en mekanisme bag optisk fremkaldte ABR'er usandsynlig.

Vi har kontrolleret formering af aktiviteten gennem auditive vej ved ekstracellulære optagelser i det centrale auditive system. For et eksempel, optogenetic stimulering af cochlea fremkaldte også neurale aktivitet i den auditive midthjernen (ringere colliculus, figur2).

Figur 1
Figur 1: kirurgisk procedure, μLED forberedelse, og oABR optagelse (A) Dissecting nakkemusklerne eksponerer bulla;. observere dens karakteristiske kugleform og ringen, hvor trommehinden indsættes i knoglen, som kan anvendes som en milepæl. Målestok 1 mm. (B) Åbning af bulla vil udsætte Promontorium. Den cochleostomy blev udført på den anden cochlear tur. Andre milepæle er angivet, blandt dem den stapedial arterie. Målestok 1 mm. (C) CHR2-YFP ekspression i SGNs. Immunolabeling for GFP (grøn) og phalloidin-AF-568 (rød). Scale bar 50 pm. (D) μLED, kabling, men endnu ikke er kanaliseret ind i kapillarrøret. Målestok 1 mm. (E), (F) og (G) repræsentativt eksempels af aABR (klik, 20 Hz, 80 dB), oABR (2 ms, 1 Hz, 4 mW / mm 2) induceret af LED-stimulering og eABR (900 uA, 20 Hz) via glas-isolerede wolframelektroder. Klik her for at se en større udgave af dette tal.

Figur 2
Figur 2:. Enkelt retssag lokale feltpotentialer optaget fra IC efter akustiske, optogenetic, og elektrisk cochlear stimulering En skematisk repræsentation af multikanal optagelse sonden er trukket på den venstre side af hvert panel. (A) Single præsentationer af rene toner med forskellige frekvenser (80 dB SPL) fører til en identificerbar gradient af aktivitet med lavere frekvenser, der fører til mere overfladisk aktivering end højere frekvenser. Denne observation anvendes til evaluate vellykkede indsættelse af multikanal optagelse array i IC. (B) Optisk stimulation (24 mW, 6 ms varighed) og (C) elektrisk stimulation (bifasisk 80 usek fase varighed, 20 usek interfase varighed, 500 uA) også ført til lokale feltpotentialer i IC ofte udviser sammenlignelige respons amplituder. (D) Kirurgisk situs herunder både IC samt en del af lillehjernen. Målestokken 5 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De beskrevne forsøg viser den optogenetic stimulering af SGNs, og kan i princippet også anvendes til at stimulere indre og / eller ydre hårceller, hvis ekspressionen af ​​opsiner. Disse eksperimenter kræver meget tålmodighed og omsorg. Som nævnt før, er de mest kritiske trin er en god cochleostomy / runde vindues indsættelse samt en passende position og orientering af lyskilden.

Der er begrænsninger med optogenetic stimulering ved brug CHR2. I vores tilfælde oABR amplitude stiger med lysintensiteten og puls varighed, men falder, når antallet af stimulation stiger 15. Reaktion ventetid afhænger også af lysintensitet, falder, når intensiteten af ​​de stimulerende stiger. Vi foreslår, at disse reaktioner er resultatet af kinetikken af ​​CHR2 og antallet af kanaler udtrykt i SGNs. Derudover kan CHR2 forårsage ekstra pigge, fiaskoer og membranpotentialet summering ved høj spikesatser 27,40. Der har været løbende bestræbelser på at overvinde disse begrænsninger 32,33. Vi har for nylig rapporteret om brug af virus-medieret ekspression af CHR2-varianten Catch 14 i SGNs, hvilket reducerede lyset krav og tillod spiking til højere stimulation 39. Senest har Boyden laboratorium berettede om Chronos, en channelrhodopsin med hurtigere kinetik og høj lysfølsomhed 41.

Vi foreslår, at optogenetic stimulering af den auditive vej kan bidrage til auditive forskning og i fremtiden, til cochlear proteser. Vi mener, at det kan forbedre talegenkendelse og opfattelse af prosodi og musik. Oversættelse af denne tilgang i klinikken kræver mange kritiske udvikling såsom optimering af channelrhodopsins, udvikling af multikanal optisk stimulering teknologi til en optisk cochlear implant samt demonstration af biosikkerhed til optisk stimulation og langsigtet genetisk manipulation af SGNs.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer, at de ikke har nogen konkurrerende finansielle interesser.

Acknowledgments

Dette arbejde blev støttet af det tyske Forbundsministeriet for Uddannelse og Forskning (Bernstein Fokus for Neurotechnology yde 01GQ0810, T. Moser, og MED-EL Tyskland); den tyske Research Foundation gennem Center for Nanoscale mikroskopi og Molekylær Fysiologi af hjernen (FZT 103 T. Moser) og gennem SFB889, til N. Strenzke og T. Moser).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Urethane Sigma Aldrich U2500-100G Anesthetic
Xylazine HCl RXV Sedative and analgesic
Buprenorphine Reckitt Benckiser Analgesic
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11251-10 It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue 
Dumont #5 - Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20 Only to be used to hold soft tissue
Fine Scissors - Sharp Fine Science Tools 14060-09 To open the skin and help with the muscle dissection
Lempert Rongeurs  Fine Science Tools 16004-16 They are very useful to easily remove the bone from the bulla
473 nm laser  Changchun New Industries MLL-III473 100 mW solid state 473 nm laser
Laser driver  Changchun New Industries DPSSL MLL 100 mW TTL operated laser driver
250 µm optical fiber Any comercial ; e.g. Thorlabs M42L05
Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. PCAOM VIS Control the amount of light coupled into the fiber from the laser
Controller for Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. 160T1-8SAR-24-0.8 Control the acousto-optic modulator
Solo2 laser power & energy meter Gentec-EO Used to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser
Blue µLED Cree C470UT200 It is necessary to build several μLED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough
TDT System  Tucker-Davis Technologies RZ6-A-P1 It can be used any system for stimulus generation  presentation and data acquisition
Single-shank, 16-channel silicon probe Neuronexus a1x16-5mm-100-177-CM16LP  These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use
Omnidrill World Precision Instruments 503598 Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation
Micro Drill Steel Burrs any commercial; e.g. Fine Science Tools 19007-07
Self tapping bone screw any commercial; e.g. Fine Science Tools 19010-10 Reference screw
Micromanipulator any commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axis Positioning of recording probe

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rubinstein, J. T. Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development. Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).
  2. Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. Cochlear implants: the view from the brain. Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).
  3. Clark, G. M. The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).
  4. Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. Cochlear implants: system design, integration, and evaluation. IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).
  5. Wilson, B. S., Dorman, M. F. Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future. Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).
  6. Moore, D. R., Shannon, R. V. Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain. Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).
  7. Shannon, R. V. Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction. Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).
  8. Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor. Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).
  9. Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents. Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).
  10. Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli. Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).
  11. Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements. Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).
  12. Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. Acoustic events and “optophonic” cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser. IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).
  13. Wang, H., et al. High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).
  14. Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh. Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).
  15. Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants. The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).
  16. Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L). The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).
  17. Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context. Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).
  18. Zeng, F. G., et al. Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance. The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).
  19. Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking. Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).
  20. Verma, R., Guex, A. A., et al. Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus. Hearing research. 310, 69-75 (2014).
  21. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  22. Hegemann, P., Nagel, G. From channelrhodopsins to optogenetics. EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).
  23. Packer, A. M., Roska, B., Häusser, M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).
  24. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  25. Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels. Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).
  26. Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).
  27. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  28. Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function. Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).
  29. Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy. The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).
  30. Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle. Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).
  31. Kato, H. E., et al. Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel. Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).
  32. Hegemann, P., Möglich, A. Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools. Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).
  33. Mattis, J., Tye, K. M., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).
  34. Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  35. Tomita, H., Sugano, E., et al. Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter. PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).
  36. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  37. Madisen, L., Mao, T., et al. A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing. Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).
  38. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  39. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  40. Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. Ultrafast optogenetic control. Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).
  41. Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).

Tags

Neuroscience hørelse cochlear implant optogenetics channelrhodopsin optisk stimulering døvhed
Optogenetic Stimulering af hørenerven
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hernandez, V. H., Gehrt, A., Jing,… More

Hernandez, V. H., Gehrt, A., Jing, Z., Hoch, G., Jeschke, M., Strenzke, N., Moser, T. Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve. J. Vis. Exp. (92), e52069, doi:10.3791/52069 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter