Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Optogenetic Stimulering av hørselsnerven

Published: October 8, 2014 doi: 10.3791/52069
Automatic Translation
1,2,5, 1,3, 3, 1, 1, 3, 1,2,4
1InnerEarLab, Department of Otolaryngology, University Medical Center Goettingen, 2Bernstein Focus for Neurotechnology, University of Goettingen, 3Auditory Systems Physiology Group, Department of Otolaryngology, University Medical Center Goettingen, 4Center for Nanoscale Microscopy and Molecular Physiology of the Brain, University of Goettingen, 5Department of Chemical, Electronic, and Biomedical Engineering, University of Guanajuato

Summary

Cochleaimplantat (CI) mulig høre ved direkte elektrisk stimulering av hørselsnerven. Men dårlig frekvens og intensitet oppløsning begrenser kvaliteten på høring med CIS. Her beskriver vi optogenetic stimulering av hørselsnerven i mus som en alternativ strategi for auditiv forskning og utvikle fremtidige CIS.

Abstract

Direkte elektrisk stimulering av spiral ganglion nevroner (SGNs) av cochleaimplantat (CIS) gjør det mulig åpen tale forståelse i de fleste implanterte døve fag 1- seks. Ikke desto mindre lyd koding med gjeldende CI'er har dårlig frekvens og intensitet oppløsning på grunn av bred strøm spredning fra hver elektrodekontakt aktivere et stort antall SGNs langs tonotopic aksen av cochlea 7- 9. Optisk stimulering er foreslått som et alternativ til elektrisk stimulering som løfter romlig mer begrenset aktivering av SGNs og dermed høyere frekvens oppløsning av koding. I de senere årene har direkte infrarød belysning av cochlea blitt brukt til å fremkalle reaksjoner i hørselsnerven 10. Likevel det krever høyere energier enn elektrisk stimulering 10,11 og det er fortsatt usikkerhet om den underliggende mekanismen 12. Her beskriver vi en metode basert på optogenetics å stimulere SGNsmed lav intensitet blått lys, ved hjelp av transgene mus med nevronale uttrykk for channelrhodopsin 2 (ChR2) 13 eller virus-mediert uttrykk for ChR2-variant Catch 14. Vi brukte micro-light emitting diodes (μLEDs) og fiber kombinert lasere for å stimulere ChR2-uttrykke SGNs gjennom en liten kunstig åpning (cochleostomy) eller det runde vinduet. Vi analysert svarene ved hodebunnen opptak av lys-fremkalt respons (optogenetic auditive hjernestammen respons: oABR) eller ved microelectrode opptak fra hørselsbanen og sammenlignet dem med akustisk og elektrisk stimulering.

Introduction

Ifølge Verdens helseorganisasjon, 360 millioner mennesker verden over lider av hørselstap. I døve fag, direkte elektrisk stimulering av SGNs fra IT aktivere åpen tale forståelse i de fleste av dem 1,2,4,5. Selv om CI'er har blitt implantert i mer enn 200.000 mennesker, derfor er det mest vellykkede neuroprosthesis, lyd koding drevet av dagens cochleaimplantat er begrenset. SUS er basert på elektrisk stimulering av et visst antall elektroder hvor hver enkelt aktiverer en tonotopic regionen i hørselsnerven og dermed omgå dysfunksjonell sensoriske organ Corti i sneglehuset. Normal hørsel lyttere kan diskriminere mer enn 2000 frekvenser, men dagens CI'er bruker bare opp til 12-22 frekvenskanaler fire. Dette er på grunn av utstrakt strømgjennomgang fra hver stimulerende elektrode 7,9, aktivere et stort antall SGNs som representerer mange forskjellige lydfrekvenser 8,15. DetteBegrensningen kan forbedres ved hjelp av multipolar stimulering, men på bekostning av høyere strømforbruk 16,17. Deres produksjon dynamisk område for lyd intensitet er også begrenset, vanligvis under 6-20 dB 4,18. For disse grunner, bedre frekvens og intensitet oppløsning er viktige mål for å øke CI ytelse for å bøte talegjenkjenning i støyende omgivelser, prosodi forståelse og musikk persepsjon.

Et annet alternativ for å stimulere hørselsnerven er optisk stimulering. Lys kan være beleilig fokusert for å målrette en liten SGN befolkning, lovende bedre romlig innesperring, økende frekvens oppløsning og også utvide dynamisk område, noe som resulterer i en bedre intensitet oppløsning. Faktisk har cochlea stimulering med infrarødt lys vist utmerket frekvensoppløsning i dyremodeller 10,11,19. En ulempe ved denne type stimulering er at den krever høyere energier enn elektrisk stimulering 12,20.

Som et alternativ til infrarød stimulering, ansetter vi optogenetics å gjengi SGNs lys sensitive. Optogenetics er en ny tilnærming som kombinerer genetiske og optiske teknikker til ikke-invasiv og spesielt kontrollere celler med høy tidsmessig presisjon (anmeldelser 21- 23). Den for tiden mest brukte modalitet anvender uttrykket av den mikrobielle channelrhodopsin 2 (ChR2) genet av Chlamydomonas reinhardtii og varianter derav, som koder for et lys-gated kation kanalen 24. ChR2 er en syv-transmembran-helix protein som, når det omformet til neuroner og aktiveres av blått lys, virker som ikke-selektivt kation-kanal, og dermed depolariserende cellene 24- 27. ChR2 har blitt godt karakterisert 24,28- 31 og mange varianter er blitt utviklet for å modifisere Action spekteret, gating og permeabilitet egenskaper 32,33. Målet med vårt arbeid er å etablere cochlea optogenetics for aktivering av hørselsbanen. Vi merker oss at den optogenetic tilnærming for å stimulere hørselsnerven krever genetisk manipulering av spiral ganglion for uttrykket av channelrhodopsin. Arbeide med mus og rotter tillater bruk av tilgjengelige transgene dyr 13,34,35, som gir uttrykk for channelrhodopsin med liten variasjon langs tonotopic akse og på tvers av 36 dyr. Kombinere betingede alleler 37 med passende Cre-linjer gir for celle-spesifikke uttrykk. Genoverføring inn i spiral ganglion av andre dyr krever bruk av virus som adenoassosiert virus som er en standard tilnærming i optogenetics 38 og at vi viste seg å fungere godt i mus 36. Genetisk manipulering og uttrykk av transgener som koder fremmede proteiner bjørn risiko for bivirkninger som immungne svar og / eller spredning, kompromittert tilstand eller død av genetisk manipulerte celler. For hensikten med denne demonstrasjonen bruker vi transgene mus som uttrykker ChR2 i spiral ganglion nevroner under Thy-en promotor 13 til optisk stimulere hørselsbanen. Vi merker oss at andre channelrhodopsin varianter kan brukes for samme formål som vi demonstrert ved hjelp av virus-mediert overføring av variant fange 14 inn SGNs 39.

Mens cochlea optogenetics krever genetisk manipulasjon, og tilbyr molekylær tuning for optimalisert SGN stimulering og løfter forbedret frekvens og intensitet oppløsning sammenlignet med elektrisk stimulering. Optogenetic stimulering av hørselsbanen er svært relevant for å høre forskning. For eksempel, lover den fremskritt i studier av aktiviteten-avhengige foredling av tonotopy under utvikling, i analysen av kravet for spektral integrering i lyd localization og av omfanget av samspillet mellom frekvensspesifikke afferente anslag i det sentrale auditive system.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle eksperimenter som presenteres i dette arbeidet ble gjennomført med de etiske standarder definert av tysk lov for beskyttelse av forsøksdyr. Universitetet i Gött styret for dyrevelferd og dyrevelferd kontor i delstaten Niedersachsen godkjent forsøkene.

1. Utarbeidelse av μLED-stimulator

  1. For μLEDs, først forberede μLED-stimulator. Bruk blå lysdioder med 200 av 200 mikrometer aktiv overflate (μLED, se Materialer tabell).
  2. Lodde ledningene til μLED. Deretter kapsle μLED og tilkoblinger ved hjelp av epoxy lim. La enheten over natten for å la epoksy herding.
  3. For mekanisk stabilitet og elektrisk isolasjon trakt ledningene gjennom en tynn glass kapillær, bruke en mm ytre diameter borosilikat kapillærer og forsegle krysset med epoxy (figur 1D) slik at kapillær kan monteres på en mekanisk manipulator.
    MERK: Ther er en trade-off for å gjøre kapselen tykk nok til å få en god elektrisk isolasjon (unngå stimulering gjenstander), men tynn nok til å la LED bevege seg fritt inne i bulla og for å finne det ut på cochleostomy. Det er god praksis å lage mer enn ett LED.
  4. For å bekrefte god elektrisk isolasjon, først utarbeide en petriskål med 0,9% NaCl og dip tre nakne endte kobbertråder i væsken. Dette tjener til å simulere et dyr med ABR elektroder. Koble ledningene til ABR-forsterker og derfra til et oscilloskop.
  5. Deretter kobler du LED til stimulator og dyppe den i løsningen før den er helt dekket. Kjør de LED med pulser (se trinn 3.1.1) på maksimalt tillatt strøm i mer enn 20 min og se etter stimulerings gjenstander. Hvis de dukker opp, kast LED og prøve en ny.

2. Kirurgisk prosedyre

  1. Bruk 4-10 uker gamle transgene mus som uttrykker ChR2 under Thy1.2 promoter (linje 9i Wang et al. 13). Å manipulere dyr og utføre operasjonen, bruk alltid rene og godt identifisert kirurgiske verktøy.
  2. Bedøve dyrene med en ip-injeksjon av en blanding av uretan (1,32 mg / kg), xylazin (5 mg / kg), og buprenorfin 0,1 ug / g fortynnet i 0,9% steril NaCl-oppløsning, og plassere mus på en varmeplate for å opprettholde kropps temperaturen ved 37 ° C. Med denne dosen, anestesi vanligvis varer for hele forsøksprotokoll.
    1. Starter 10 min etter første anestesi induksjon Se etter tegn på opphisselse ved labben tilbaketrekking refleks. I tilfelle av bevegelser, gjelder vedlikeholdsdoser av uretan (0,66 mg / kg) og buprenorfin (0,05 ug / g) fortynnet i 0,9% steril NaCl-oppløsning (uten xylazin). Igjen sjekke labben tilbaketrekking refleks og fortsett bare dersom refleksen er fraværende.
  3. Barbere retroauricular området nøye i forberedelsene av snittet. Bruk en retroauriculartilnærming for å nå bulla (luft-inneholdende mellomøret hulrom).
    1. Med en mikro tang nøye dissekere og / eller fjerne en del av nakkemusklene, for eksempel, platysma, sternocleidomastoideus, og scalenes.
    2. Finn og utsett bulla (figur 1A). Identifiser bulla som et knokkelstruktur med en karakteristisk sfærisk form med en ring på bulla overflate som indikerer innsetningen av trommehinnen (figur 1A). Lag et hull med spissen av en insulin nål like under denne ringen. Begynn der, fjerne ben som dekker bulla med en fin Rongeur (gnawer) eller microforceps på en slik måte at den promontorium av sneglehuset er eksponert (figur 1B).
  4. For cochleostomy, forsiktig barbere av den benete kapsel å åpne et lite vindu (cochleostomy: ~ 500-800 mikrometer), ta vare å forlate intakt membran labyrinten (figur 1B). Utfør cochleostomy på den andre cochleaslå som det er langt nok fra stapedial arterie og fra spissen. Åpning av apex kunne produsere ruptur av sneglehuset inkludert en fraktur av modiolus.
  5. For en runde vinduet innsetting av en optisk fiber eller μLED-implantat til scala tympani, nøye forstørre det runde vinduet nisje ved å skrape den benete nisje med spissen av en skarp skalpell (et blad nummer 11 er et godt alternativ). Bruk alltid et nytt blad eller skalpell. Vær veldig forsiktig så stapedial arterien går svært nær det runde vinduet (Figur 1B).

3. Optisk Stimulering Bruke to tilnærminger

  1. For transcochlear stimulering, bruk μLEDs eller en fiber kombinert laser.
    1. Monter kapillær bærer μLED på en mekanisk manipulator og forsiktig plassere μLED på cochleostomy. Bruk oABR, fremkalt ved 3-10 ms lange stimulering fra en strøm-kilde (typisk 5-40 mA ved 2,7 V) ved 1-5 Hz, som et middel for å optimalisere posisjonen og ellerientation av μLED.
    2. For laser stimulering, bruker en 473 nm kontinuerlig bølge laser og en 250 mikrometer optisk fiber (se Materialer). Par den optiske fiber til en blå laser kilde som ideelt sett tilbyr rask analog styring av strøm (andre bruke en Acousto-optisk enhet eller en rask lukkertid for å definere den optiske stimulus). Ved hjelp av en micromanipulator, finne tuppen av fiber direkte på cochleostomy og fikse det der ved hjelp av dental sement (transcochlear stimulering).
  2. For intracochlear stimulering, setter fiber gjennom det runde vinduet inn i scala tympani. Deretter bruker 3-10 ms laser pulser av 10-30 mW (kraft fiber output) på 1-5 Hz å lokke fram oABR. Den store amplitude oABR gjør at eksperimentator å observere oABR fremkalt av enkelt stimuli på oscilloskop for å optimalisere posisjonen og retningen på emitter (μLED eller fiber) med oABR amplitude som en lese-out.
  3. Når god oABR er nådd, fikse fiber med cyanoacrylate lim eller dental sement og vente til limet er solid.
    MERK: Det er vanlig å observere litt væske som kommer ut fra cochlea. Men for å unngå problemer med polymeriseringen av sement, er det lurt å tørke opp regionen ved hjelp av fine bomulls veker.

4. Opptak av oABR

  1. Sett nålelektroder under det ytre øret, på toppunktet og på baksiden nær bena og koble dem til forsterkeren.
  2. Forsterke forskjellen potensialet mellom toppunktet og bak ørene Subdermal nåler. Eksempel med en hastighet på 50 kHz og filter (1-10,000 Hz). Visual forskjellen potensial på et oscilloskop ideell nær opptaks oppsett for å optimalisere posisjonen av den optiske stimulator. Bruk signal gjennomsnitt (50-1,000x) og lagre dataene på en datamaskin for offline analyse.

5. Opptak av Optisk fremkalt lokale feltet Potentials

  1. Plasser dyret inn i en stereotaktisk ramme. Bruk pinsett prosentrally dra huden overliggende kraniet og utføre en median snitt med saks omtrent som strekker seg fra mellom øynene til et punkt der nakkemusklene fester seg til skallen.
    1. Reflektere huden lateralt. Kutt periosteum langs av sagittal sutur og fjerne den sideveis ved å gni forsiktig den eksponerte kraniebein med en bomullspinne.
  2. Plasser en skreddersydde metallplaten på den eksponerte skallen forlater omtrent 1 mm mellomrom mellom caudal enden av platen og lambda. Med en 0,7 mm diameter bore nøye bore et hull i issebeinet.
  3. Forsiktig skru inn en skrue diameter 0,85 mm - for å tjene som referanse for potensialer er tatt opp fra den nedre colliculus (IC) - holder skruen med pinsett så lenge skruen ikke er festet. Sørg for god kontakt mellom skruen og dura uten å trenge inn i hjernen. Lim skruen og metallplaten på skallen med cyanoacrylate lim.
  4. Løsne nEck muskler forsiktig fra skallen. Trekk nakkemusklene caudally for circa 1-2 mm. Identifiser krysset av superior sagittal sinus (SSS) og tverrgående sinus (TS). Om nødvendig, øke gjennomsiktigheten av hodeskallen ved å fukte bein med fysiologisk NaCl løsning.
    1. Identifiser IC i mus som ligger direkte caudal til SSS og TS krysset. Etter identifisering av beliggenheten til IC langsomt og forsiktig utføre en trepanasjon strekker ca. 0,5 mm rostrally til 1,5 mm caudally til TS og omtrent 3 mm lateralt.
    2. Unngå enhver skade på SSS og TS som disse ville utelukke et vellykket eksperiment. Her, teste om trepanned bein har løsnet ved sakte å skyve den. Bruk pinsett sakte løft av bein.
  5. Med en passende adapter feste en flerkanals array og heads på en micromanipulator. For å unngå å ødelegge flerkanals opptak matrisen under innsetting i IC, forsiktig fjerne duramed en bøyd spiss av en liten kanyle begynner i nærheten av et bein kant.
    1. Ta dyret fra stereotaxic rammen. Fest metallplaten på en bar å forbli stereotaksisk fiksering. Plasser opptaks sonden over IC og sette den under mikroskopisk kontroll slik at den øverste kanal er bare synlig på overflaten.
  6. Forsterke forskjellen potensial mellom de individuelle kanaler av opptaks matrise og referanse skruen i parietal bein, prøven med en hastighet på 32 kHz, lav-pass filter (300 Hz) og lagre på en datamaskin for offline-analyse.
  7. Alle dyr bør humant avlivet ved slutten av prosedyren før bedøvelse gjenvinning i henhold til gjeldende retningslinjer eutanasi. Egnede metoder for aktiv dødshjelp kan inkludere halshugging eller CO 2 innånding.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En optimal cochleostomy er kritisk og øker sannsynligheten for en vellykket eksperiment. Dette betyr at vinduet er regelmessige, små, og det er ingen skade i de indre cochlea strukturer. For eksempel indikerer blødning skade av stria vascularis. Et godt eksempel er presentert i figur 1B.

Bruke ChR2-transgene mus, er ChR2 uttrykt i SGNs innenfor sneglehuset (figur 1C). Blått lys belysning, enten ved μLED eller laser, utløser stor oABR, som skiller seg fra akustisk ABR (aABR) i amplitude og bølgeform. oABR (figur 1F) har større amplituder enn aABR (figur 1E), men de er sammenlignbare med elektrisk ABR (eABR, figur 1G). Dette kan tolkes som oABR og eABR reflekterer rekruttering av flere SGNs og / eller en mer synkronisert aktivering av SGNs enn for lyd-fremkalt aABR.

nt "> For å fremkalle eABR en gnager elektrisk CI (MED-EL) ble innført i det runde vindu. Vi brukte bifasiske strømpulser (80 usekunder fase varighet, 20 usekunder inter varighet, 500 uA, 6 Hz stimuleringsfrekvensen) for å stimulere og i gjennomsnitt svar til 100 stimulans repetisjoner. stimulering med 2 glassisolerte wolfram elektroder (en inne og en ute av cochlea) er også mulig.

Det er viktig å merke seg at oABR ikke påvises i villtype dyr, etter hemming av spenningsstyrte natriumkanaler eller etter ofre dyrene 39. Disse kontrolleksperimenter gjengi oppvarming som en mekanisme underliggende optisk utløste ABRs usannsynlig.

Vi bekreftet utbredelsen av aktiviteten gjennom hørselsbanen ved ekstracellulære opptak i det sentrale auditive system. For et eksempel, optogenetic stimulering av cochlea fremkalte også nevral aktivitet i hørselsmidthjernen (mindreverdig colliculus, Figur2).

Figur 1
Figur 1: Kirurgisk prosedyre, μLED forberedelse, og oABR opptak (A) dissekere nakkemusklene eksponerer bulla;. holde sin karakteristiske sfærisk form og ringen der trommehinnen setter inn i beinet, som kan brukes som et fjell. Målestokk 1 mm. (B) Åpning av bulla vil utsette promontorium. Den cochleostomy ble utført på andre sving cochlea. Andre landemerker er indikert, blant dem den stapedial arterien. Målestokk 1 mm. (C) ChR2-YFP uttrykk i SGNs. Immunolabeling for GFP (grønt) og phalloidin-AF-568 (rød). Scale bar 50 mikrometer. (D) μLED, kablet, men ennå ikke kanaliseres inn i kapillært. Målestokk 1 mm. (E), (F) og (G) representativt eksempels av aABR (klikk, 20 Hz, 80 dB), oABR (2 ms, 1 Hz, 4 mW / mm 2) indusert av LED stimulering og eABR (900 uA, 20 Hz) via glassisolerte wolfram elektroder. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 2
Figur 2:. Enkelt rettssaken lokale feltpotensialer tatt opp fra IC etter akustisk, optogenetic, og elektrisk cochlea stimulering En skjematisk fremstilling av flerkanals opptak sonden er trukket på venstre side av hvert panel. (A) Enkelt presentasjoner av rene toner med ulike frekvenser (80 dB SPL) føre til en identifiserbar gradient av aktivitet med lavere frekvenser fører til mer overfladisk aktivering enn høyere frekvenser. Denne observasjonen er brukt til å evaluate vellykkede innføring av multikanal-opptak matrise inn i IC. (B) Optisk stimulering (24 mW, 6 msek varighet) og (C) Elektrisk stimulering (bifasisk, 80 usekunder fase varighet, 20 usekunder inter varighet, 500 uA) førte også til lokale feltpotensialer i IC ofte stille sammenlignbare respons amplituder. (D) Kirurgisk situs inkludert både IC, så vel som en del av lillehjernen. Scale bar 5 mm. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De beskrevne eksperimenter demonstrerer optogenetic stimulering av SGNs, og kan i prinsippet også brukes til å stimulere indre og / eller ytre hårcellene, forutsatt at ekspresjon av opsins. Disse eksperimentene krever mye tålmodighet og omsorg. Som nevnt før, de mest kritiske trinn er en god cochleostomy / runde vindu innsetting så vel som en passende posisjon og orientering av lyskilden.

Det er begrensninger med optogenetic stimulering når du bruker ChR2. I vårt tilfelle oABR amplitude øker med lysintensitet og pulsvarighet men avtar når frekvensen av stimulering øker 15. Reaksjon latens er også avhengig av lysintensiteten, avtagende når intensiteten av stimulerings øker. Vi foreslår at disse svarene er et resultat av kinetikken av ChR2 og antall kanaler uttrykt i SGNs. I tillegg kan ChR2 forårsake ekstra pigger, feil og membranpotensialet summering ved høy spikepriser 27,40. Det har vært kontinuerlig innsats for å overvinne disse begrensningene 32,33. Vi har nylig rapportert bruk av virus-mediert uttrykk for ChR2-variant Catch 14 i SGNs, som reduserte lyset krav og tillot spiking til høyere forekomst av stimulering 39. Senest Boyden laboratoriet rapporterte om Chronos, en channelrhodopsin med raskere kinetikk og høy lysfølsomhet 41.

Vi foreslår at optogenetic stimulering av hørselsbanen kan bidra til auditiv forskning og, i fremtiden, til cochlea protetikk. Vi anser at det kan forbedre talegjenkjenning og oppfatning av prosodi og musikk. Oversettelse av denne tilnærmingen til klinikken krever mange kritiske utviklingen som optimalisering av channelrhodopsins, utvikling av flerkanals optisk stimulering teknologi for en optisk cochlea implantat, samt demonstrasjon av biosikkerhet for optisk Stimulasjon og langsiktig genetisk manipulering av SGNs.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne hevder at de ikke har noen konkurrerende økonomiske interesser.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av den tyske føderale departementet for utdanning og forskning (Bernstein Fokus for Nevro gi 01GQ0810, til T. Moser, og MED-EL Tyskland); den tyske Research Foundation gjennom Senter for nanoskala Mikros og molekylær fysiologi av hjernen (FZT 103, T. Moser) og gjennom SFB889, til N. Strenzke og T. Moser).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Urethane Sigma Aldrich U2500-100G Anesthetic
Xylazine HCl RXV Sedative and analgesic
Buprenorphine Reckitt Benckiser Analgesic
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11251-10 It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue 
Dumont #5 - Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20 Only to be used to hold soft tissue
Fine Scissors - Sharp Fine Science Tools 14060-09 To open the skin and help with the muscle dissection
Lempert Rongeurs  Fine Science Tools 16004-16 They are very useful to easily remove the bone from the bulla
473 nm laser  Changchun New Industries MLL-III473 100 mW solid state 473 nm laser
Laser driver  Changchun New Industries DPSSL MLL 100 mW TTL operated laser driver
250 µm optical fiber Any comercial ; e.g. Thorlabs M42L05
Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. PCAOM VIS Control the amount of light coupled into the fiber from the laser
Controller for Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. 160T1-8SAR-24-0.8 Control the acousto-optic modulator
Solo2 laser power & energy meter Gentec-EO Used to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser
Blue µLED Cree C470UT200 It is necessary to build several μLED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough
TDT System  Tucker-Davis Technologies RZ6-A-P1 It can be used any system for stimulus generation  presentation and data acquisition
Single-shank, 16-channel silicon probe Neuronexus a1x16-5mm-100-177-CM16LP  These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use
Omnidrill World Precision Instruments 503598 Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation
Micro Drill Steel Burrs any commercial; e.g. Fine Science Tools 19007-07
Self tapping bone screw any commercial; e.g. Fine Science Tools 19010-10 Reference screw
Micromanipulator any commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axis Positioning of recording probe

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rubinstein, J. T. Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development. Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).
  2. Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. Cochlear implants: the view from the brain. Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).
  3. Clark, G. M. The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).
  4. Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. Cochlear implants: system design, integration, and evaluation. IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).
  5. Wilson, B. S., Dorman, M. F. Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future. Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).
  6. Moore, D. R., Shannon, R. V. Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain. Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).
  7. Shannon, R. V. Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction. Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).
  8. Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor. Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).
  9. Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents. Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).
  10. Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli. Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).
  11. Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements. Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).
  12. Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. Acoustic events and “optophonic” cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser. IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).
  13. Wang, H., et al. High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).
  14. Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh. Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).
  15. Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants. The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).
  16. Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L). The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).
  17. Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context. Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).
  18. Zeng, F. G., et al. Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance. The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).
  19. Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking. Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).
  20. Verma, R., Guex, A. A., et al. Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus. Hearing research. 310, 69-75 (2014).
  21. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  22. Hegemann, P., Nagel, G. From channelrhodopsins to optogenetics. EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).
  23. Packer, A. M., Roska, B., Häusser, M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).
  24. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  25. Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels. Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).
  26. Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).
  27. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  28. Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function. Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).
  29. Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy. The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).
  30. Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle. Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).
  31. Kato, H. E., et al. Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel. Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).
  32. Hegemann, P., Möglich, A. Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools. Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).
  33. Mattis, J., Tye, K. M., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).
  34. Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  35. Tomita, H., Sugano, E., et al. Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter. PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).
  36. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  37. Madisen, L., Mao, T., et al. A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing. Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).
  38. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  39. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  40. Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. Ultrafast optogenetic control. Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).
  41. Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).

Tags

Nevrovitenskap hørsel cochlea-implantat optogenetics channelrhodopsin optisk stimulering døvhet
Optogenetic Stimulering av hørselsnerven
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hernandez, V. H., Gehrt, A., Jing,… More

Hernandez, V. H., Gehrt, A., Jing, Z., Hoch, G., Jeschke, M., Strenzke, N., Moser, T. Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve. J. Vis. Exp. (92), e52069, doi:10.3791/52069 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter