Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Optogenetic Stimulering av hörselnerven

Published: October 8, 2014 doi: 10.3791/52069
Automatic Translation
1,2,5, 1,3, 3, 1, 1, 3, 1,2,4
1InnerEarLab, Department of Otolaryngology, University Medical Center Goettingen, 2Bernstein Focus for Neurotechnology, University of Goettingen, 3Auditory Systems Physiology Group, Department of Otolaryngology, University Medical Center Goettingen, 4Center for Nanoscale Microscopy and Molecular Physiology of the Brain, University of Goettingen, 5Department of Chemical, Electronic, and Biomedical Engineering, University of Guanajuato

Summary

Cochleaimplantat (CI) göra det möjligt att höra genom direkt elektrisk stimulering av hörselnerven. Men dålig frekvens och intensitet upplösningen begränsar kvaliteten på hörsel med KI. Här beskriver vi optogenetic stimulering av hörselnerven hos möss som en alternativ strategi för hörselforskning och utveckla framtida KI.

Abstract

Direkt elektrisk stimulering av spiralganglieneuron (SGNs) efter cochleaimplantat (CIS) möjliggör öppen talförståelse i majoriteten av implanterade döva individer 1- 6. Icke desto mindre ljudkodningen med aktuella KI har dålig frekvens och intensitet upplösning på grund av bred ström sprids från varje elektrod kontakt aktiverar ett stort antal SGNs längs tonotopic axel koklea 7- 9. Optisk stimulering föreslås som ett alternativ till elektrisk stimulering som rumsligt lovar mer begränsad aktivering av SGNs och därmed högre upplösning kodningsfrekvens. Under de senaste åren har direkt infraröd belysning av snäckan använts för att framkalla reaktioner i hörselnerven 10. Trots det kräver högre energier än elektrisk stimulering 10,11 och osäkerhet kvarstår om den underliggande mekanismen 12. Här beskriver vi en metod baserad på optogenetik att stimulera SGNsmed låg intensitet blått ljus, med användning av transgena möss med neuronal expression av channelrhodopsin 2 (ChR2) 13 eller virus-medierad uttryckning av ChR2-varianten catch 14. Vi använde mikro Ijusemitterande dioder (μLEDs) och fiber-kopplade lasrar för att stimulera ChR2-uttryck SGNs genom en liten artificiell öppning (cochleostomy) eller det runda fönstret. Vi analyserade svaren från hårbotten inspelningar av ljus framkallade potentialer (optogenetic hörselhjärnstammen svar: oABR) eller genom mikroelektrod inspelningar från hörselvägen och jämfört dem med akustisk och elektrisk stimulering.

Introduction

Enligt Världshälsoorganisationen, 360 miljoner människor i världen lider av hörselnedsättning. I döva individer, direkt elektrisk stimulering av SGNs från KI möjliggör öppen taluppfattning i de flesta av dem 1,2,4,5. Även om KI har implanteras i mer än 200.000 människor och därmed är den mest framgångsrika neuroprosthesis begränsas ljudkodning drivs av de nuvarande cochleaimplantat. KI bygger på elektrisk stimulering av ett visst antal elektroder, där var och en aktiverar en tonotopic region i hörselnerven så sätt kringgå dysfunktionella sensoriska organ Corti i snäckan. Normal hörsel lyssnare kan skilja mer än 2000 frekvenser, men dagens KI använder endast upp till 12-22 frekvenskanaler 4. Detta beror på utbredd strömflöde från varje stimulerande elektrod 7,9, aktiverar ett stort antal SGNs som representerar många olika ljudfrekvenser 8,15. Dettabegränsning kan förbättras med användning multipolär stimulering men på bekostnad av högre förbrukning effekt 16,17. Deras utgång dynamiskt område för ljudintensitet är också begränsad, normalt under 6-20 dB 4,18. Av dessa skäl, förbättra frekvens och intensitet upplösning är viktiga mål för att öka CI prestanda för att förbättra taligenkänning i bullriga miljöer, prosodi förståelse och musik perception.

Ett annat alternativ för att stimulera hörselnerven är optisk stimulering. Ljus kan lämpligen inriktas för att rikta en liten SGN befolkning, lovar bättre fysisk inneslutning, allt oftare upplösning och även bredda dynamiskt omfång, vilket resulterar i en bättre intensitet upplösning. I själva verket har cochlea stimulering med infrarött ljus visat utmärkt frekvensupplösning i djurmodeller 10,11,19. En nackdel med denna typ av stimulering är att den kräver högre energier än elektrisk stimulering 12,20.

Som ett alternativ till infraröd stimulans, vi anställer optogenetik att göra SGNs ljuskänslig. Optogenetik är en ny metod som kombinerar genetiska och optiska tekniker för att icke-invasivt och specifikt styra celler med hög tidsprecision (recensioner 21- 23). Den för närvarande mest använda modalitet sysselsätter uttrycket av mikrobiell channelrhodopsin 2 (ChR2) genen av Chlamydomonas reinhardtii och varianter därav, som kodar för en ljus-gated katjon kanal 24. ChR2 är en 7-transmembran-helix protein som när omvandlade till neuroner och aktiveras av blått ljus, fungerar som icke-selektiva katjonkanal därmed depolariserande cellerna 24-27. ChR2 har väl karakteriserade 24,28- 31 och många varianter har utvecklats för att modifiera action spektrum, grind och permeabilitetsegenskaper 32,33. Målet med vårt arbete är att upprätta cochlea optogenetik för aktivering av hörselvägen. Vi noterar att optogenetic tillvägagångssätt för att stimulera hörselnerven kräver genetisk manipulation av spiralganglion för uttrycket av channelrhodopsin. Att arbeta med möss och råttor tillåter användning av tillgängliga transgena djur 13,34,35, som ger uttryck av channelrhodopsin med liten variabilitet längs tonotopic axel och tvärs djur 36. Kombinera villkor alleler 37 med lämpliga Cre-linjer ger cellspecifikt uttryck. Genöverföring in i spiralganglion av andra djur kräver användning av virus såsom adeno-associerat virus, som är en standardmetod i optogenetik 38 och att vi visade sig fungera väl i möss 36. Genetisk manipulation och uttryck av transgener som kodar för främmande proteiner björn risk för biverkningar såsom IMMUne svaren och / eller spridning, äventyras tillstånd eller till och med dödsfall av genetiskt manipulerade celler. Vid tillämpning av denna demonstration använder vi transgena möss som uttrycker ChR2 i spiralganglieneuron under Thy-1-promotorn 13 för att optiskt stimulerar hörselvägen. Vi noterar att andra channelrhodopsin varianter kan användas för samma ändamål som vi visat genom att använda virusförmedlad överföring av varianten catch 14 in SGNs 39.

Medan cochlea optogenetik kräver genetisk manipulation, erbjuder molekylärchip till optimerad SGN stimulans och löften bättre frekvens och intensitet upplösning jämfört med elektrisk stimulering. Optogenetic stimulering av hörselvägen är mycket relevant för hörselforskning. Till exempel, det lovar framsteg i studier av den aktivitetsberoende förfining av tonotopy under utveckling, i analysen av kravet på spektral integration på ljud localizatjon och omfattningen av växelverkan mellan frekvensspecifika afferenta prognoser i det centrala hörselsystemet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alla experiment som presenteras i detta arbete genomfördes med de etiska normer som fastställts av den tyska lagen om skydd av försöksdjur. Universitetet i Gött styrelse för djurskydd och djurs välbefinnande kontoret i delstaten Niedersachsen godkänt experimenten.

1 Beredning av μLED-stimulator

  1. För μLEDs, först förbereda μLED-stimulator. Använd blå lysdioder med 200 av 200 pm aktiv yta (μLED, se Material tabell).
  2. Löd kablar till μLED. Därefter, kapsla in μLED och anslutningar med hjälp epoxy lim. Låt enheten över natten för att låta epoxin bota.
  3. För mekanisk stabilitet och elektrisk isolering tratt trådarna genom en tunn glaskapillär, använd 1 mm ytterdiameter borosilikat kapillärer och täta korsningen med epoxi (figur 1D) så att kapillär kan monteras på en mekanisk manipulator.
    OBS: Thär är en avvägning att göra kapseln tillräckligt tjock för att få en bra elektrisk isolering (undviker stimulerings artefakter), men tunt nog att låta lysdioden röra sig fritt inne i bulla och för att lokalisera den på cochleostomy. Det är en god idé att förbereda mer än en lysdiod.
  4. För att bekräfta god elektrisk isolering, först förbereda en petriskål med 0,9% NaCl och dip 3 nakna slutade koppartrådar i vätskan. Detta tjänar till att simulera ett djur med ABR elektroder. Anslut ledningarna till ABR-förstärkaren och därifrån till ett oscilloskop.
  5. Anslut sedan lysdioden till stimulatorn och doppa den i lösningen tills den är helt täckt. Kör LED med pulser (se steg 3.1.1) på maximalt tillåtna ström under längre tid än 20 minuter och kontrollera om stimuleringsartefakter. Om de visas, kassera LED och prova en ny.

2 Kirurgisk procedur

  1. Använd 4-10 veckor gamla transgena möss som uttrycker ChR2 under Thy1.2 promotorn (linje 9i Wang et al. 13). För att manipulera djur och utföra operationen, använd alltid rena och väl identifierade kirurgiska verktyg.
  2. Bedöva djur med en ip-injektion av en blandning av uretan (1,32 mg / kg), xylazin (5 mg / kg) och buprenorfin 0,1 ug / g späddes ut i 0,9% steril NaCl-lösning och placera musen på en värmeplatta för att upprätthålla kropps temperatur vid 37 ° C. Med denna dos, anestesi vanligtvis varar hela försöksprotokoll.
    1. Med början 10 minuter efter första anestesi induktion kontroll efter tecken på upphetsning av tassen tillbakadragande reflex. Vid rörelser, tillämpa underhållsdoser av uretan (0,66 mg / kg) och buprenorfin (0,05 ug / g) späddes i 0,9% steril NaCl-lösning (utan Xylazine). Återigen kolla tassen tillbakadragande reflex och fortsätta endast om reflexen är frånvarande.
  3. Raka försiktigt retroauricular området som förberedelse av snittet. Använd en retroauricularMetoden för att uppnå bulla (luft-innehållande mellanörats hålrum).
    1. Med en mikro pincett försiktigt dissekera och / eller ta bort en del av nackmusklerna, t.ex. platysma, sternocleidomastoideus och scalenes.
    2. Hitta och exponera bulla (Figur 1A). Identifiera bulla som en benig struktur med en karakteristisk sfärisk form med en ring på bulla yta som indikerar införing av trumhinnan (Figur 1A). Gör ett hål med spetsen på en insulin nål strax under denna ring. Starta det, ta bort benet som täcker bulla med en fin rongeur (gnagare) eller microforceps på ett sådant sätt att den Promontorium av snäckan är exponerad (Figur 1B).
  4. För cochleostomy försiktigt raka av den beniga kapseln för att öppna ett litet fönster (cochleostomy: ~ 500-800 nm), var noga med att lämna intakt membran labyrint (Figur 1B). Utför cochleostomy på andra cochleavända som det är tillräckligt långt från stapedial artären och från spetsen. Öppning av spets kunde producera bristning i snäckan med en fraktur på modiolus.
  5. För ett runt fönster insättning av en optisk fiber eller μLED-implantat till scala tympani, försiktigt förstora det runda fönstret nisch genom att skrapa den beniga nisch med spetsen på en vass skalpell (ett blad nummer 11 är ett bra alternativ). Använd alltid en ny klinga eller skalpell. Var mycket försiktig eftersom stapedial artären går mycket nära det runda fönstret (Figur 1B).

3 Optisk Stimulering Använda två inriktningar

  1. För transcochlear stimulering, använd μLEDs eller en fiber kopplad laser.
    1. Montera kapillär bär μLED på en mekanisk manipulator och försiktigt placera μLED på cochleostomy. Använd oABR, framkallades av 3-10 ms långa stimulans från en strömkälla (vanligtvis 5-40 mA vid 2,7 V) på 1-5 Hz, som ett sätt att optimera positionen och ellerientation av μLED.
    2. För laser stimulering, använd en 473 nm kontinuerlig våg laser och en 250 nm optisk fiber (se Material). Par den optiska fibern till en blå laserkälla som helst erbjuder snabb analog styrning av makt (annars använd en akustisk-optisk enhet eller en snabb slutartid för att definiera den optiska stimulus). Med hjälp av en mikromanipulator, lokalisera spetsen på fibern direkt på cochleostomy och fixa det där med hjälp av tandcement (transcochlear stimulering).
  2. För intracochlear stimulering, sätt i fibern genom det runda fönstret i scala tympani. Använd sedan 3-10 msek laserpulser på 10-30 mW (makt fiberutgång) på 1-5 Hz att framkalla oABR. Den stora amplitud oABR gör försöksledaren att observera oABR framkallad av enskilda stimuli på oscilloskopet för att optimera positionen och orienteringen av sändaren (μLED eller fiber) med oABR amplitud som en avläsning.
  3. När god oABR har uppnåtts, fixera fibern med cyanoacrylate lim eller dentalcement och vänta tills limmet är fast.
    OBS: Det är normalt att observera en del vätska som kommer ut ur snäckan. Men för att undvika problem med polymerisation av cement, är det lämpligt att torka upp området med hjälp av fin bomull vekar.

4. Inspelningar av oABR

  1. Sätt nålelektroder nedanför ytterörat, på vertex och på baksidan nära benen och anslut dem till förstärkaren.
  2. Förstärk skillnaden potentialen mellan vertex och mastoideus subdermala nålar. Prov med en hastighet av 50 kHz och filter (1-10.000 Hz). Visualisera skillnaden potential på ett oscilloskop idealt nära inspelnings setup för att optimera positionen för den optiska stimulatorn. Använd signalmedelvärdes (50-1,000x) och lagra data på en dator för offline analys.

5. Inspelningar av optiskt Evoked Local Fält Potentials

  1. Placera djuret i en stereotaktisk ram. Använd pincett centrally dra huden ligger över kraniet och utför en median snitt med en sax ungefär sträcker sig från mellan ögonen till den punkt där nackmusklerna fäster vid skallen.
    1. Reflektera huden sidled. Skär benhinnan på längden längs sagittal suturen och ta bort den i sidled genom att försiktigt gnugga den exponerade skallbenet med en bomullspinne.
  2. Placera en skräddarsydd metallplatta på den exponerade skallen lämnar ca 1 mm utrymme mellan den kaudala änden av plattan och lambda. Med en 0,7 mm diameter borra försiktigt borra ett hål i parietala benet.
  3. Skruva försiktigt i en skruv 0,85 mm diameter - att tjäna som referens för potentialer som spelats in från den underlägsna colliculus (IC) - som håller skruven med pincett så länge skruven inte sitter fast ordentligt. Säkerställa god kontakt mellan skruven och dura utan att tränga in i hjärnan. Klistra skruven och metallplattan på skallen med cyanoakrylatlim.
  4. Lossa neck muskler försiktigt från skallen. Dra nackmusklerna kaudalt för ca 1-2 mm. Identifiera korsningen mellan överlägsen sagittal sinus (SSS) och den tvärgående sinus (TS). Om det behövs, öka insynen i skallen genom att fukta benet med fysiologisk NaCl-lösning.
    1. Identifiera IC i möss som ligger direkt kaudalt SSS och TS korsning. Efter identifiering av den plats på IC långsamt och noggrant utföra en trepanation sträcker ca. 0,5 mm rostrally till 1,5 mm kaudalt till TS och ungefär 3 mm i sidled.
    2. Undvik skada på SSS och TS eftersom dessa skulle hindra ett lyckat experiment. Här, testa om trepanned benet har blivit löst genom att mjukt trycka den. Använd pincett lyfter sakta utanför ben.
  5. Med en lämplig adapter bifoga en flerkanalig array och huvudsteg på en mikromanipulator. För att undvika att förstöra flerkanalsinspelning array under införande i IC, försiktigt bort duramed en böjd spets på en liten injektionsnål som börjar nära en ben kant.
    1. Ta bort djuret från stereotaktisk ram. Fäst metallplattan på en bar för att förbli stereotaxisk fixering. Placera inspelnings sonden över IC och sätt den under mikroskopisk kontroll så att den översta kanalen är bara synlig på ytan.
  6. Amplify skillnaden potential mellan de enskilda kanalerna i den inspelning arrayen och referens skruven i parietala benet, provet med en hastighet av 32 kHz, lågpassfiltret (300 Hz) och lagra på en dator för offline analys.
  7. Alla djur bör humant avlivas i slutet av det förfarande som förenarkos återhämtning i enlighet med tillämpliga riktlinjer dödshjälp. Lämpliga metoder för eutanasi kan inkludera halsdislokation eller CO 2 inandning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En optimal cochleostomy är kritisk och ökar sannolikheten för ett lyckat experiment. Det betyder att fönstret är vanlig, liten, och det finns ingen skada på de inre hörsel strukturer. Exempelvis indikerar blödning skador av stria vascularis. Ett bra exempel presenteras i figur 1B.

Använda ChR2-transgena möss, är ChR2 uttryck i SGNs inom snäckan (Figur 1C). Blått ljus belysning, antingen genom μLED eller laser, framkallar stora oABR, som skiljer sig från akustiska ABR (aABR) i amplitud och vågform. oABR (Figur 1F) har större amplituder än aABR (Figur 1E) men de är jämförbara med elektriska ABR (eABR, figur 1G). Detta kan tolkas som oABR och eABR reflekterande rekrytering av fler SGNs och / eller en mer synkroniserad aktivering av SGNs än för ljud-framkallade aABR.

nt "> För att framkalla eABR en gnagare elektrisk CI (MED-EL) sattes in i det runda fönstret. Vi använde bifasisk strömpulser (80 ^ sek fas varaktighet, 20 ^ sek inter längd, 500 iA, 6 Hz stimulering ränta) att stimulera och i genomsnitt svar på 100 stimulans repetitioner. stimulering med 2 glasisolerade volframelektroder (1 inne och 1 utanför snäckan) är också möjlig.

Det är viktigt att notera att oABR inte detekteras i vild typ djur, efter hämning av spänningskänsliga natriumkanaler eller efter offra djuren 39. Dessa kontrollexperiment gör värme som en mekanism som ligger bakom optiskt framkallade ABRS osannolikt.

Vi kontrollerade förökning av verksamheten genom hörselvägen genom extracellulära inspelningar i det centrala hörselsystemet. Till exempel, optogenetic stimulering av hörselsnäckan framkallade också neural aktivitet i auditiva mitthjärnan (sämre colliculus, figur2).

Figur 1
Figur 1: Kirurgisk procedur, μLED förberedelser och oABR inspelning (A) Dissecting nackmusklerna utsätter bulla;. observera sin karakteristiska sfäriska form och ringen där trumhinnan infogar i benet, vilket kan användas som ett landmärke. Skala bar 1 mm. (B) Öppnande av bulla kommer att exponera Promontorium. Den cochleostomy utfördes på den andra cochlea tur. Andra landmärken anges, bland dem stapedial artären. Skala bar 1 mm. (C) ChR2-YFP uttryck i SGNs. Immunomärkning för GFP (grönt) och phalloidin-AF-568 (röd). Scale bar 50 | im. (D) μLED, trådbunden men ännu inte kanaliseras in i kapillären. Skala bar 1 mm. (E), (F) och (G) representativt exempels av aABR (klicka, 20 Hz, 80 dB), oABR (2 ms, 1 Hz, 4 mW / mm 2) induceras av LED stimulans och eABR (900 iA, 20 Hz) via glasisolerade volframelektroder. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figur 2
Figur 2:. Single rättegång fältpotentialer lokala inspelade från IC efter akustiska, optogenetic och elektrisk cochleaimplantat stimulering En schematisk representation av flerkanalsinspelning sonden dras på vänster sida av varje panel. (A) Enstaka presentationer av rena toner med olika frekvenser (80 dB SPL) leda till en urskiljbar lutning på aktivitet med lägre frekvenser som leder till mer ytlig aktivering än högre frekvenser. Denna observation används för att evaluate framgångsrikt införande av flerkanalsinspelning array in i IC. (B) Optisk stimulering (24 mW, 6 ms varaktighet) och (C) Elektrisk stimulering (bifasisk, 80 ^ sek fas varaktighet, 20 ^ sek inter längd, 500 iA) också lett till lokala fält potentialer i IC ofta uppvisar jämförbara svars amplituder. (D) Kirurgisk situs inbegripet både IC såväl som en del av lillhjärnan. Skala bar 5 mm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De beskrivna experimenten demonstrerar optogenetic stimulering av SGNs, och kan i princip även användas för att stimulera inre och / eller yttre hårceller, förutsatt att expression av opsins. Dessa experiment kräver mycket tålamod och omsorg. Som tidigare nämnts, de mest kritiska stegen är en bra cochleostomy / runda fönster insättning samt en lämplig position och orientering av ljuskällan.

Det finns begränsningar med optogenetic stimulering vid användning ChR2. I vårt fall oABR amplituden ökar med ljusintensitet och pulslängd, men minskar när hastigheten för stimulering ökar 15. Response latens beror även på ljusintensitet, minskar när intensiteten av stimulans ökar. Vi föreslår att dessa svar är ett resultat av kinetiken för ChR2 och antalet kanaler som uttrycks i de SGNs. Dessutom kan ChR2 orsaka extra spikar, misslyckanden och membranpotential summering vid hög spiksatser 27,40. Det har gjorts fortlöpande insatser för att övervinna dessa begränsningar 32,33. Vi har nyligen rapporterat användning av virusmedierad uttryck av ChR2-varianten Catch 14 i SGNs, vilket minskade ljuskravet och får spetsning till högre stimulering 39. Senast den Boyden laboratorium rapporterade om Chronos, en channelrhodopsin med snabbare kinetik och hög ljuskänslighet 41.

Vi föreslår att optogenetic stimulering av hörsel vägen kan bidra till hörsel forskning och, i framtiden, till cochlea protetik. Vi anser att det kan förbättra taligenkänning och uppfattning av prosodi och musik. Översättning av detta synsätt i kliniken kräver många viktiga utvecklingar såsom optimering av channelrhodopsins, utveckling av flerkana optisk stimulering teknik för optisk cochleaimplantat samt demonstration av biosäkerhet för optisk stimulation och långtids genetisk manipulering av SGNs.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna förklarar att de inte har några konkurrerande ekonomiska intressen.

Acknowledgments

Detta arbete stöddes av det tyska federala ministeriet för utbildning och forskning (Bernstein Fokus för Neuro beviljar 01GQ0810, T. Moser, och MED-EL Tyskland); den tyska Research Foundation genom Centrum för Nanoscale mikroskopi och molekylär fysiologi av hjärnan (FZT 103, T. Moser) och genom SFB889, till N. Strenzke och T. Moser).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Urethane Sigma Aldrich U2500-100G Anesthetic
Xylazine HCl RXV Sedative and analgesic
Buprenorphine Reckitt Benckiser Analgesic
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11251-10 It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue 
Dumont #5 - Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20 Only to be used to hold soft tissue
Fine Scissors - Sharp Fine Science Tools 14060-09 To open the skin and help with the muscle dissection
Lempert Rongeurs  Fine Science Tools 16004-16 They are very useful to easily remove the bone from the bulla
473 nm laser  Changchun New Industries MLL-III473 100 mW solid state 473 nm laser
Laser driver  Changchun New Industries DPSSL MLL 100 mW TTL operated laser driver
250 µm optical fiber Any comercial ; e.g. Thorlabs M42L05
Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. PCAOM VIS Control the amount of light coupled into the fiber from the laser
Controller for Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. 160T1-8SAR-24-0.8 Control the acousto-optic modulator
Solo2 laser power & energy meter Gentec-EO Used to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser
Blue µLED Cree C470UT200 It is necessary to build several μLED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough
TDT System  Tucker-Davis Technologies RZ6-A-P1 It can be used any system for stimulus generation  presentation and data acquisition
Single-shank, 16-channel silicon probe Neuronexus a1x16-5mm-100-177-CM16LP  These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use
Omnidrill World Precision Instruments 503598 Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation
Micro Drill Steel Burrs any commercial; e.g. Fine Science Tools 19007-07
Self tapping bone screw any commercial; e.g. Fine Science Tools 19010-10 Reference screw
Micromanipulator any commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axis Positioning of recording probe

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rubinstein, J. T. Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development. Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).
  2. Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. Cochlear implants: the view from the brain. Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).
  3. Clark, G. M. The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).
  4. Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. Cochlear implants: system design, integration, and evaluation. IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).
  5. Wilson, B. S., Dorman, M. F. Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future. Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).
  6. Moore, D. R., Shannon, R. V. Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain. Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).
  7. Shannon, R. V. Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction. Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).
  8. Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor. Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).
  9. Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents. Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).
  10. Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli. Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).
  11. Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements. Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).
  12. Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. Acoustic events and “optophonic” cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser. IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).
  13. Wang, H., et al. High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).
  14. Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh. Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).
  15. Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants. The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).
  16. Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L). The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).
  17. Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context. Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).
  18. Zeng, F. G., et al. Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance. The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).
  19. Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking. Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).
  20. Verma, R., Guex, A. A., et al. Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus. Hearing research. 310, 69-75 (2014).
  21. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  22. Hegemann, P., Nagel, G. From channelrhodopsins to optogenetics. EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).
  23. Packer, A. M., Roska, B., Häusser, M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).
  24. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  25. Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels. Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).
  26. Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).
  27. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  28. Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function. Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).
  29. Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy. The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).
  30. Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle. Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).
  31. Kato, H. E., et al. Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel. Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).
  32. Hegemann, P., Möglich, A. Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools. Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).
  33. Mattis, J., Tye, K. M., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).
  34. Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  35. Tomita, H., Sugano, E., et al. Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter. PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).
  36. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  37. Madisen, L., Mao, T., et al. A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing. Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).
  38. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  39. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  40. Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. Ultrafast optogenetic control. Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).
  41. Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).

Tags

Neurovetenskap hörsel cochleaimplantat optogenetik channelrhodopsin optisk stimulering dövhet
Optogenetic Stimulering av hörselnerven
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Hernandez, V. H., Gehrt, A., Jing,… More

Hernandez, V. H., Gehrt, A., Jing, Z., Hoch, G., Jeschke, M., Strenzke, N., Moser, T. Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve. J. Vis. Exp. (92), e52069, doi:10.3791/52069 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter