Abstract
Kompressions skador i murina ryggmärgen är värdefulla djurmodeller för att studera ryggmärgsskada (SCI) och spinal regenerativ terapi. Den kalibrerade pincett modell kompressionsskada är en bekväm, låg kostnad, och mycket reproducerbar djurmodell för SCI. Vi använde ett par modifierade tång i enlighet med den metod publicerats av Plemel et al. (2008) för att i sidled komprimera ryggmärgen till ett avstånd på 0,35 mm. I den här videon kommer vi att visa en dorsal laminektomi att exponera ryggmärgen, följt av kompression av ryggmärgen med de modifierade pincett. I videon, kommer vi också att ta upp frågor som rör vård av förlamade försöksdjur. Denna skada modellen producerar möss som uppvisar försämring av känsla, samt försämrad bakdelen rörelsefunktion. Dessutom denna metod för skada producerar konsekventa avvikelser i patologi SCI, som bestäms av immunhistokemiska metoder. Efter att ha sett detta VIDeo, bör tittarna kunna fastställa nödvändiga förnödenheter och metoder för att producera SCI av olika svårighetsgrader i musen för studier om SCI och / eller behandlingar som syftar till att minska försämring efter skada.
Introduction
Djurmodeller av SCI är värdefulla verktyg för att bedöma effekten av terapeutiska paradigm som syftar till att minska skador till följd av trauma mot ryggmärgen. Av experimentell nödvändighet måste dessa modeller ger reproducerbara underskott i motoriskt och sensor beteenden, vara justerbar för att producera skador av olika svårighetsgrad, och visa att skadornas svårighetsgrad korrelerar med graden av neurologisk underskott observerats. Det finns tre huvudtyper av SCI med distinkta drag av skador: transection, kontusion och komprimering 1. I korthet är en transection skada ett skärsår på ryggmärgen, uppstår en kontusion skador från en kort, fokal kraft som appliceras på rygg ryggmärgen, och en kompressionsskada inträffar när en skadlig kraft appliceras till ryggmärgen, och kan också vara kallas en krosskada 2.
Kompletta transection skador är kliniskt sällsynt hos människor 3, medan kontusion ettd kompressionsskador är vanligare. Den kompressionsskada producerar ett resultat som liknar det som finns i human SCI orsakas av, till exempel, tumörkompression eller andra skadliga tryckkrafter, och kan utföras med användning av en enkel uppsättning av verktyg. Kontusion och kompressionsskador är liknande i att båda är en tryckkraft och båda har liknande patologiska funktioner, till exempel cytoarchitectonic desorganisation, och framkalla liknande endogena svar på skada 1,4. Den kontusion skada modellen gäller vanligtvis denna kraft till ryggens ryggmärgen med hjälp av en speciell apparat på ett sätt som liknar mänskliga fall av SCI följd av en impaktion av ryggraden 2,5,6. Däremot kan kompressionsskador genereras av en mängd olika metoder som gäller kraft dorsalt eller sidled. Metoder för en kompressionsskada inkluderar kalibrerade pincett 7, aneurysmklämmor 2, eller placera en vikt direkt på ryggmärgen 8. En fördel medaneurysmklämmor är att de kan ge olika mycket kraft 9. Metoden att lägga vikter på dorsala ytan av ryggmärgen direkt 8 kräver vikten att vara på plats i 10 min, drastiskt öka längden på kirurgi och som resulterar i inkonsekvenser pga placeringen av vikten och rörelse på grund av andning av djur. På grund av den begränsade storleken på möss, placera djur i specialiserade apparater avsedda för användning i råttor, såsom Kropparna för kontusion skador, kan vara svårt eller resultera i inkonsekventa skador 7. Emellertid möss är tillgängliga i ett brett spektrum av transgena stammar, till skillnad från större djur såsom råttor eller kaniner som är mycket användbara för SCI forskning.
Den Plemel förfarande för användning kalibrerade pincett för att komprimera ryggmärgen genererar en reproducerbar SCI med en hög grad av korrelation mellan skada svårighetsgrad och neurologisk brist 7. Denna kirurgiska SCI-modellen ärgenereras med hjälp av ett par No. 5 Dumont pincett modifierats att hållas isär på ett definierat avstånd från antingen metall epoxy eller något annat hinder för att förhindra fullständig stängning. Denna konstruerade avstånd säkerställer att tången kommer alltid nära till en viss bredd i flera operationer och genom olika användare. Fördelen med den Plemel metoden är att material för framställning av de kalibrerade pincett kan lätt köpas och monteras i laboratoriet utan behov av specialiserad utrustning. Dessa pincett tål flera omgångar av autoklave och sterilisering, och avsaknaden av ett separat, skrymmande apparatur effektiviserar operationer.
I den här videon visar vi den kirurgiska användningen av ett par kalibrerade pincett på musen ryggmärgen att generera en kompressionsskada. Vi vänder oss också unika problem som rör vården av ryggmärgsskador försöksdjur för att förbättra deras livskvalitet postoperativt och minska dödligheten.
Protocol
Alla förfaranden och animaliskt vårdmetoder bör godkännas av institutionens Institutional Animal Care och användning kommittén (IACUC).
1. Kirurgisk Förberedelse
- Montera alla nödvändiga kirurgiska verktyg och reagenser: pincett, Vana saxar, roungeurs, upprullningsdon skalpeller, saxar, suturer, hud häftklamrar, Q-tips, steril saltlösning, kirurgiska svampar och isofluran. Förbered och autoklav en komplett förpackning med kirurgiska verktyg före operation. Om du utför operationer på mer än en mus, förbereda och autoklaveras ett paket av verktyg per djur, eller autoklaveras ett paket av kirurgiska instrument och sterilisera med ett verktyg autoklav mellan operationer. Generellt kan man pack steriliserade verktyg användas på upp till 5 möss om en glaspärla verktyg terilizer används för att rengöra verktygen i-mellan operationer (efter 5 djur verktygen måste åter rengöras och steriliseras före användning). Kontrollera med din lokala IACUC administratören för Institutipå särskilda riktlinjer.
- Sterilisera det kirurgiska området med 70% isopropylalkohol våtservetter. Konfigurera kirurgiska dukar för att säkerställa ett sterilt område bibehålls under operation.
- Väg varje mus före operation. Administrera en dos av 0,05 mg / kg kroppsvikt av buprenorfin, subkutant.
- Söva djuret genom att administrera isofluran vid en dos på 4% i induktionskammare av isofluran maskin.
- När djuret bedövas, applicera salva till ögonen för att förhindra uttorkning, ställa djuret på en värmedyna vid 37 ° C, och se till att musen huvud är korrekt belägen i anestesi konen. (Notera: Använd en värmekälla som inte kommer att orsaka brännskador, alltså en cirkulerande vatten filt, varmvattenflaska, eller motsvarande..) Vid denna punkt administrera en dos av 2% isofluran till djuret.
- Raka den dorsala ytan av musen, ca 1 cm runt det avsedda snittet platsen.
- Desinficera snittet site genom tvättning med 70% isopropylalkohol våtservetter, sedan med en jodlösning (10% Povidon-jod, 1% tillgänglig jod). Upprepa 3 gånger.
2. Dorsal Laminektomi
- Innan ett snitt, se till att djuret är ordentligt sövd genom att kontrollera för reflexer använder tå eller svans nypa metod.
- Gör ett snitt längs ryggens ryggraden med skalpell och blad, och sedan kontrollera om reflexer igen. Arch ryggen för att hjälpa på rätt sätt visualisera landmärken, till exempel gränserna mellan kotorna.
- Skär genom huden. Infoga upprullningsdon att hålla huden och fascia tillbaka från ryggmärgen. Rensa vävnaden på endera sidan av ryggmärgen för att exponera muskulaturen omfattar ryggraden.
OBS: Kirurgen bör känna till anatomiska landmärken. Till exempel, den sämre vinkel scapula motsvarar T7. Den övre delen av den naturliga kurvan av musens spinal är T12 och kan användas som en referenspunkt. - Med pRoper belysning, bestämma utrymmet mellan kotorna. Hitta den bakre änden av T10 och skär muskler och fascia vinkelrätt mot intervertebral diskutrymme. Klipp precis tillräckligt för att exponera taggutskottet och bakre lamell av T10.
- Med hjälp av ett par fin spets Dumont # 5 pincett, ta bort en del av vävnaden från lamina och taggutskottet att exponera en liten flisa av ryggmärgen. Vid behov, använd vävnads pincett för att stabilisera ryggraden.
- Utför laminektomi genom att infoga en sida av ett par små Vana sax längs den dorsolaterala sidan av kotan och precis under laminan.
- Gör små, försiktiga snips att skära igenom den laterala sidan av ryggraden lamina. Se till att inget tryck anbringas till ryggmärgen.
- Upprepa på andra sidan.
- Tryck lätt för att stoppa blödning vid behov med en tops eller kirurgisk svamp, var noga med att inte sätta press på ryggmärgen.
OBS: Förbered gel skumindränkt i steril saltlösning i händelse av att blödnings behov som skall styras. - När snitten har gjorts, lyft bort den dorsala aspekten av kotan och försiktigt bort eventuella vävnads bilagor. Använd lämpliga medel för att kontrollera blödning vid behov.
3. ryggmärgskompression
- Använda roungeurs eller laminektomi pincett, se till att de laterala sidorna av ryggmärgen är fria från kotben så att de kalibrerade pincett för kompressionsskada kan placera på var sida av ryggmärgen. Armarna på tången måste kunna placeras inom epiduralrummet på närliggande sidor av ryggmärgen och spetsarna på pincetten måste kunna nå golvet av ryggradskanalen.
- Se till att synligheten av ryggmärgen är bra.
- Satsa den kalibrerade Dumont # 5 pincett ungefär i mitten av den exponerade segment av ryggmärgen. Minns att armarna på kraftenps måste placeras inom epiduralrummet på angränsande sidor och tips måste röra vid golvet av ryggradskanalen för att generera reproducerbara skador.
- Försiktigt komprimera ryggmärgen tills distanserna ansluter. Håll på plats för 15 sek.
- Släpp försiktigt tryckkraften och ta de kalibrerade pincett från ryggmärgen. Steril koksaltlösning bör användas för att återfå homeostas innan såret stängs.
4. Lindad Stängning
- Försiktigt sutur muskelskiktet över ryggmärgen, var noga med att inte störa eller tryck mot ryggmärgen.
- Använd antingen suturer eller häftklamrar att stänga huden över såret.
- Om du använder gas bedövningsmedel, börjar smalna / stänga av bedövningsmedel.
- Administrera 0.1 ml lakterad ringsignaler per 10 g kroppsvikt för att hjälpa konto för uttorkning under operationen och efter operationen när djuret är slö och återhämta sig från skadan. Lösningen ska vara Warmed till kroppstemperatur före injektion.
- Placera musen i en strö fritt bur. Buren bör vila på toppen av en värmedyna (såsom beskrivs i 1.1.5) på ett sätt som möjliggör hälften av buren området vara på plattan, medan den andra halvan är vilar på en RT-räknare, för att ge den mus klimatalternativ när det är ambulatorisk. Var noga med att se till att "återhämtningen buren" ligger i en lugn miljö. Noga övervaka djuret tills den har återfått medvetandet, då musen kan överföras till en vanlig bur med strö.
5. postoperativ vård
- Efter kirurgi, administrera en dos av 0,05 mg / kg kroppsvikt buprenorfin subkutant varannan 12 h under de tre första dagarna efter kirurgi, och sedan efter behov för att hantera symptom på smärta.
- Administrera en dos av lakterad Ringer (0,1 ml per 10 g kroppsvikt subkutant) för de första 3 - 5 dagar efter operationen. Ge denna dos om / när enimal börjar uppvisa tecken på uttorkning utanför denna första tid.
- Uttrycker manuellt blåsan av djuren med hjälp av Crede manövern två gånger dagligen. Palpera försiktigt djurets buk att lokalisera urinblåsan, och sedan tillämpa skonsam tryck nedåt tills blåsan är tom.
- Om blåsan inte töms eller urinen är blodig eller grumlig, administrera 50 mg / kg av kroppsvikt Baytril till djuret via interperitoneal injektion i 10 dagar.
- Övervaka djur för tecken på autophagy, uttorkning, och överdriven viktminskning (mer än 20% av kroppsvikten). Om ett djur upplever något av dessa symtom kontakta en veterinär omedelbart när det gäller behandlingsalternativ, eller avliva djuret på ett humant sätt efter IACUC riktlinjer.
- Med tanke på att rörligheten kan begränsas direkt efter operationen, vidta nödvändiga åtgärder för att se till att djuren har tillgång till mat och vatten. Färdigförpackade våt mat, samt ens hydrogel, kan göras tillgängliga för djur i dessa fall.
6. Utvärdera Tissue Skador som uppstår vid kompressionsskada
- Bedöva djur som beskrivs i steg 1.4 och 1.5. Kontrollera anestesidjup genom tå nypa och övervakningshornblinkreflexer. När djuret är okänslig för stimuli, gå vidare till steg 6.2.
- Utför en intrakadriell perfusion 10.
- Exponera brösthålan och för in en nål i den vänstra ventrikeln. Spola befintliga vätskor med 20 - 30 ml iskall fosfatbuffrad saltlösning (PBS) följt av 15-25 ml iskall 4% paraformaldehyd (PFA).
- Ta ryggmärgen.
- Skär huden dorsala till ryggmärgen och rensa bort överflödigt vävnad som omger längden av ryggraden.
- Excise ryggraden och skär bort eventuell kvarvarande vävnad. Den faktiska nivån av laminektomi och jagg skada kan bekräftas genom att räkna revbenen.
- Använd Vanna sax och pincett för att förskjuta små sektioner av ryggraden i en kaudal-till-rostralt riktning. Fortsätt att skära tills sladden utsätts tillräckligt för att tillåta säker borttagning. Visualisering av skärstället och processen kan underlättas genom användning av ett stereoskop.
- Placera ryggmärgen vävnad i 4% PFA. Tillåt vävnad till post-fix i denna lösning under 24 h vid 4 ° C.
- Cryoprotect vävnad genom inkubation i 30% sackaros under 24 h vid 4 ° C.
- Bädda vävnad i oktober I korthet ta vävnad från 30% sackaros inkubation och ta bort överskottslösning. Placera vävnaden i en cryomold fylld med oktober och inkubera under 1 h vid 4 ° C.
- Avlägsna mögel från 4 ° C, bekräfta riktningsorientering av vävnaden, placera formen i en grund skål av 2-metylbutan (förkylt under 1 h på torris) och låt oktober att fullständigt stelna. Håll på torris om du använder direkt eller store vid -80 ° C.
- Skär vävnaden i 20 nm sagittal sektioner med hjälp av en kryostat. Montera vävnaden direkt på diabilder. Förvara vid -20 ° C fram till användning.
- Utför hematoxylin och eosin (H & E) färgning.
- I korthet rehydrera vävnaden (5 min, 2 gånger), fläcken med hematoxylin (2,5 min) och tvätta med vatten (1 min, 2 gånger).
- Inkubera vävnad i 50% och sedan 70% etanol (3 minuter vardera), fläcken med eosin (45 sek), och dehydrera genom inkubation i 90% (5 sek), 95% (5 sek), 100% etanol (2 minuter) och isopropanol (2 min).
- Klart med xylen (5 min, 3 gånger).
OBS: H & E färgning varierar med specifik vävnad tjocklek och villkor. Därför standardisering krävs innan du fortsätter med experimentella vävnadsprover.
- Täck vävnad med en tunn remsa av Permount (~ 100 | im) och täckglas. Tryck ner på alla sidor av täck att säkerställa korrekt fördelning av vätska. Låt diabilder torka O / N.
- Visualize vävnadssnitt med en digital mikroskop och fånga bilder med den medföljande programvaran.
Representative Results
Vi utförde en laminektomi på 12 möss (25-30 gram) såsom beskrivits ovan, följt av ryggmärgs kompressioner med 0,25 mm (n = 4), 0,35 mm (n = 4) och 0,55 mm (n = 4). Vi offrade djuren vid tre (n = 6) och sju (n = 6) dagar efter skada genom intrakardiell perfusion. Ryggmärgen avlägsnades från ryggraden, och vävnaden ställdes och bearbetades såsom beskrivits ovan. Bilder från hela ryggmärgen togs med en Leica EZ4 digitalt mikroskop och medföljande programvara. Bilder av ryggmärgs sektioner togs vid 2X förstoring med en Olympus digital mikroskop och tillhörande mjukvara.
Vi fann att ryggmärgskompression alstrar en skada med epicentrum vid stället för kompression (Figur 1). Effekterna av skadan sträcker flera millimeter i rostralt och stjärtfenan riktningar. Hur allvarlig skadan ökade avståndet mellan distanserna minskade (0,25 mm> 0,35 mm>0,55 mm, figur 2). Tre dagar efter kompression det var blod i centrum för den skada och omgivande regioner som inte var närvarande 7 dagar efter skada. De 0,25 mm och 0,35 mm kompressioner producerade en hålighet, men inte 0,55 mm modellen. Efter 7 dagar, rygg och ventrala vita substansen minskade i stort sett i storlek vid epicentrum, den grå massan organisationen var mycket snedvriden, och kavitation var ihärdig. Dessa cytoarchitectonical förändringar översätts till motoriska och sensoriska förändringar i djurens beteende utvärderas med hjälp av lämpliga tester såsom Basso Mouse Skala för motoriskt Funktion och von Frey hår och etyl kloridtest för sensorisk funktion som vi visat i tidigare publikationer 8.
Figur 1. Representativa bilder av den intakta ryggmärgen både före och AFter skada. (A) Intakt ryggmärgen. (B) Ryggmärgs efter 0,35 mm kompression. Pilar indikerar gränsen för skador. Asterisk indentifies epicentrum av skada. D = Rygg, L = Lateral. Skala bar:. 0,50 mm Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. Representativa bilder av mus ryggmärgen före och efter kompression skada vid varierande kompressions bredder. (A) sagittalsnitt av kontroll ryggmärgen. (B) Koronal sektion vid centrum för en 0,35 mm SCI 7 dagar efter kompression skada (dpi). (C, E, G) sagittala sektioner av ryggmärgen 3 dpi till en bredd av 0,25 , 0.35 eller 0.55 mm. (D, F, H) sagittala sektioner av H & E färgade ryggmärgens 7 dpi till en bredd på 0,25, 0,35 eller 0,55 mm. Asterisk indentifies epicentrum av skada. Alla sektioner färgas med H & E. D = Rygg, L = Lateral. Skala bar:. 1,25 mm Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Discussion
Valet av en SCI-modellen är viktigt i utformningen experiment för att bestämma effekten av behandlingar för mänskliga fall av SCI. Sådana experiment kräver en djurmodell som är mycket reproducerbar att begränsa variationen som kan leda till ofullständiga uppgifter. De bör också vara av klinisk relevans att exakt utvärdera människans villkor de modellering. För detta ändamål, att välja en tryck eller Contusive skadan över en transection är mer kliniskt relevant 3. Emellertid slagkvarnar och vikt drop anordningar för kontusion skador kräver användning av dyra och komplicerade maskiner. Däremot använder kalibrerade pincett modell av SCI modifierade pincett som är lätta att montera från vanliga laboratoriematerial, och operationen kräver endast en ytterligare steg efter en standard rygg laminektomi att exponera ryggmärgen. Men en nackdel med att använda denna metod att kompressionskraften alltid appliceras i sidled snarare än dorsalt, somär oftast ses i humana kliniska fall av SCI 9, och tryckskador genererade med hjälp av metoden påverkar ett större rostralt-caudal omfattningen av vävnad än kontusion modeller 1,2. Denna modell har visats genom upphovsmännen till tekniken, och oss, för att generera reproducerbar SCI 7,11, och är väl anpassad till storleken på möss. Dessutom tillåter denna skada modell för djur som ska utvärderas efter kirurgi och terapeutiska behandlingar med hjälp av en mängd beteendetester, såsom Basso Mouse Skala för Locomotion och von Frey hår tester, för att kontrollera att en kohort av djur har samma skadornas svårighetsgrad och neurologiska bortfall 7,11-13. Samma tekniker kan också användas för att utvärdera effekten av behandling som djur under utrednings studier, som uppfyller de allmänna kriterierna för djurmodeller används för att utvärdera terapier för SCI 2,7.
Den metod för att producera den kalibrerade forceps för skadan Modellen är enkel och kan åstadkommas med en mängd olika metoder. Vi har använt distansmetoden 11, som publicerats av Plemel 7, och har även ändrat pincett med en liten skruv, som inte bara ger en enklare metod för att skapa kompressionsanordning, men också tillåter mångsidighet i justering av sista tryckbredden, om nytta för jämförande studier. Utbudet av alternativ för att skapa pincetten är nästan obegränsade så länge distansen (s) ger en stabil form av alltid stänga pincett för samma avstånd och tål autoklave och sterilisering. De kirurgiska metoder som beskrivs i den här videon är mycket reproducerbara över användare, men det är nödvändigt att vara försiktig när du utför laminektomistället och suturering djuret efter ingreppet har utförts så att ryggmärgen inte lider några ytterligare tryckkrafter som kan öka skadan svårighetsgrad och förbrylla framtida experiment. Med rätt utbildning och praktik, är kalibrerade pincett modellen kompressionsskada väl lämpad för att utföra SCI i möss som efterliknar kliniska fall observerats hos människor 2,3,7. På grund av den enkla skapa pincett, producerar möss av olika grader av skadornas svårighetsgrad lätt kan göras. Detta kommer att vara till stor nytta för att observera genetiska effekter på SCI av varierande svårighetsgrad i transgena möss samt att utvärdera effekten av stamcellstransplantationer i möss. Majoriteten av studier i litteraturen har utförts på råttor på grund av sin storlek, som i allmänhet gör operationer enklare att utföra. Men metoden publicerats av et al. Plemel 7 och beskrivs av oss i den här videon bör göra det möjligt SCI som ska utföras på möss med stor lätthet och reproducerbarhet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Isoflurane machine | Smiths Medical PM, Inc | VCT302 | |
| Isoflurane | Phoenix Pharmaceutical | NDC: 66794-013-25 | |
| Dissecting Scope | Seiler Precision Microscopes | SSI 202/402 | |
| Germinator-500 (tool sterilizer) | Thomas Scientific | 3885A20 | |
| Puralube (eye ointment) | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Scalpel handle (#3) | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Scalpel blade (#11) | Fisher Scientific | 08-914B | |
| Retractor (Colibri) | Fine Science Tools | 17000-03 | |
| Friedman Pearson roungeur | Fine Science Tools | 16021-14 | |
| Vanna (Castroviejo) scissors | Roboz | RS-5658 | |
| Tissue forceps | Fine Science Tools | 11029-14 | |
| Laminectomy forceps (Dumont #2) | Fine Science Tools | 11223-20 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tools | 11252-20 | |
| Stapler | Fine Science Tools | 12031-07 | |
| Staples (wound clips) | Reflex7 | 203-1000 | |
| Sutures | Henry Schein | 101-2636 | |
| Needles (30 G x ½) | BD Biomedical | 305106 | |
| Syringe (1 ml) | BD Biomedical | 309659 | |
| Baytril (enrofloxacin) | Bayer | NADA 140-913 | |
| Buprenex (buprenorphine) | Cardinal Health | NDC 12496-0757-1 |
References
- McDonough, A., Martinez-Cerdeno, V. Endogenous proliferation after SCI in animal models. Stem Cells Int. 2012, 387513 (2012).
- Onifer, S. M., Rabchevsky, A. G., Scheff, S. W. Rat models of traumatic SCI to assess motor recovery. ILAR J. 48 (4), 385-395 (2007).
- Bunge, R. P., Puckett, W. R., Becerra, J. L., Marcillo, A., Quencer, R. M. Observations on the pathology of human SCI. A review and classification of 22 new cases with details from a case of chronic cord compression with extensive focal demyelination. Adv Neurol. 59, 75-89 (1993).
- Beattie, M. S., et al. Endogenous repair after spinal cord contusion injuries in the rat. Exp Neurol. 148 (2), 453-463 (1997).
- Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection. Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).
- Krishna, V., et al. A contusion model of severe SCI in rats. J Vis Exp. 78, (2013).
- Plemel, J. R., et al. A graded forceps crush SCI model in mice. J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).
- Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats. J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).
- Namiki, J., Tator, C. H. Cell proliferation and nestin expression in the ependyma of the adult rat spinal cord after injury. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 58 (5), 489-498 (1999).
- Teletin, M., et al. Histopathology in Mouse Metabolic Investigations. Current Protocols in Molecular Biology. 29, (2007).
- McDonough, A., Hoang, A. N., Monterrubio, A. M., Greenhalgh, S., Martinez-Cerdeno, V. Compression injury in the mouse spinal cord elicits a specific proliferative response and distinct cell fate acquisition along rostro-caudal and dorso-ventral axes. Neuroscience. 254, 1-17 (2013).
- Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after SCI in five common mouse strains. J Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
- Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
