Summary
Nous décrivons une méthode ex vivo machine à perfusion de greffes de foie humain à la température subnormothermic (21 ° C).
Introduction
La transplantation hépatique est le seul traitement curatif pour des dizaines de milliers de patients qui souffrent de maladies du foie en phase terminale. Pour faciliter une transplantation réussie, une conservation optimale du foie à partir du moment qu'il est obtenu à partir du donneur jusqu'au moment où il est implanté chez le receveur est nécessaire pour éviter une détérioration rapide de la greffe. La norme actuelle pour la conservation du foie est appelé «stockage à froid statique": le foie est refroidi dans une solution de conservation glacée, ce qui réduit le métabolisme du foie et de ralentir les effets délétères de l'ischémie. Bien que cette technique de stockage à froid a permis de transplantation réussie, organes de qualité marginale tels que les organes DCD endommagés par l'ischémie chaude ou stéatose spectacle patients inférieure résultats 1. Il ya un corps en pleine expansion de la preuve que l'ex vivo machine à perfusion de greffes du foie comme la préservation modalité alternatives peuvent potentiellement improuver résultats pour ces organes marginaux 2,3.
La transplantation hépatique est devenu victime de son propre succès. Beaucoup plus de patients sont référés à la transplantation de foie il ya disponibles, et des milliers meurent sur la liste d'attente aux États-Unis chaque année. Compte tenu de la réalité de la pénurie de foie de donneurs et de l'utilisation croissante des greffes de foie de qualité optimale pour les bénéficiaires nécessiteux, il est largement admis que ex vivo machine à perfusion de greffes de foie avant l'implantation détient la promesse d'un changement de paradigme dans la transplantation du foie. Il ya eu une augmentation marquée de l'intérêt de la recherche dans ce sujet au cours des dernières années 4-8. Dans divers centres européens et nord-américains la machine hypothermie perfusion a fait une introduction 8 et normothermique machine à perfusion clinique à des températures physiologiques a été récemment appliquée à foies humains mis au rebut et est en cours de traduction à l'utilisation clinique ainsi neuf.Le développement intensif a conduit à l'élaboration de divers protocoles, tandis que l'optimisation continue identifie la perfusion optimale paramètres 10-12. Utilisation de greffons de qualité marginale a augmenté de plus de 10 fois au cours de la dernière décennie 13. En comparaison avec la norme actuelle pour la préservation du foie (de stockage à froid statique), ex vivo machine à perfusion offre de nombreux avantages potentiels, qui résultent toutes de l'expansion tant besoin de la piscine d'organes et une baisse potentiellement l'incidence des complications post-transplantation. En particulier, les complications biliaires qui affligent actuellement greffes de foie optimale de qualité après la transplantation restent une question substantielle 14-18.
perfusion de la machine dans des conditions subnormothermic fournit une fenêtre de temps pour évaluer la fonction du greffon objective quant à la convenance pour la transplantation 19. Bien que le foie est perfusé dans un circuit ex vivo, à la fois un perfusate la bile produite pendant la perfusion peut être échantillonné pour la mesure des marqueurs de la fonction d'organe. De cette façon, «gravement compromis» foies qui sont jetés à la transplantation dans les critères actuels peuvent être objectivement évaluées quant à leur aptitude à la transplantation. évaluation de la viabilité permet potentiellement de plusieurs de ces organes à être utilisés pour la transplantation. Un avantage tout aussi puissant de la machine perfusion est la réparation et l'amélioration des foies qui ont été endommagés par l'ischémie chaude / froide. ATP est épuisée très rapidement au cours de l'ischémie chaude et froide et subséquent peut être repleted pendant une période de machine à perfusion avant l'implantation du foie 20. Le foie, avec ses réserves d'énergie et l'état métabolique reconstitué, est un préconditionnement et être mieux préparés pour les effets dommageables des lésions de reperfusion après implantation chez le receveur.
Ce travail décrit une méthode de perfusion ex vivo la machine de graf de foie humaints dans le laboratoire, qui sera utile pour les chercheurs qui souhaitent étudier à la fois la technique et les effets bénéfiques de l'ex vivo machine à perfusion. Nous faisons usage de foies de donneurs humains qui ont été refusées pour la transplantation et sont ensuite attribués à des fins de recherche.
Norme technique de passation des marchés du foie consiste à fleur artérielle situ du foie après clampage aortique dans le cerveau donneurs décédés (DBD) ou après un arrêt circulatoire chez les donneurs de mort circulatoires (DCD), décrites plus en détail ailleurs 20. En outre, le foie est refroidi lors de la passation en remplissant la cavité abdominale du donneur avec de la glace. Préférences de solution de rinçage varient entre les régions, la majorité des achats à l'aide de l'Université du Wisconsin ou histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK) solution. Un retour table de rinçage supplémentaire de la veine porte améliore le lessivage de sang résiduel. Livers sont souvent achetés en laissant un segment sur aortiquearrondissant le tronc cœliaque. La vésicule biliaire est incisée, la bile est aspiré, et le canal biliaire est rincé. Les foies sont emballés dans des sacs stériles contenant une solution de conservation glacée et transportés dans des caisses ou des refroidisseurs désignés. Pour obtenir des résultats représentatifs temps d'ischémie chaude et froide doit être limitée à 60 min et 12 h, respectivement. Malgré le dépistage sérologique de routine pour les agents pathogènes transmissibles, les précautions standard doivent être prises lors de la remise des organes humains, des échantillons obtenus à partir d'organes humains, et tous les produits de déchets.
Le protocole décrit ici subnormothermic perfusion de la machine en utilisant un dispositif de perfusion de foie disponible dans le commerce. Utilisation d'un tel dispositif permet plus de traduction rapide à la clinique et la validation croisée de différents protocoles et paramètres de l'appareil parmi les groupes de recherche et des centres de transplantation.
Protocol
L'utilisation de tissus humains doit être examiné par un comité d'examen institutionnel (IRB) ou équivalent. Le travail décrit ici a été approuvé et déclaré exemptés par le Conseil du Massachusetts General Hospital institutionnel de révision (n ° 2011P001496).
1. Solution Préparation
- Ajouter stérilement suppléments au phénol milieu E de Williams exempt de rouge, comme indiqué dans le tableau 1. La solution doit être préparé avant l'utilisation. L'insuline doit être ajouté juste avant l'utilisation.
2. Retour Table Préparation du foie
- Passer une cuvette d'organes rempli de glace sur une surface stérile, drapé. Retirer le foie de la boîte, laissant dans le sac de solution de conservation par le froid. Gardez le foie essentiellement submergé.
- Identifier l'artère hépatique (HA), qui se trouve en aval de la plaque aortique. Disséquer gratuitement l'artère pour révéler différentes branches coupées le long de la longueur à l'aide des ciseaux de Metzenbaum. Disse soigneusementct toute la longueur de l'artère afin d'éviter la rupture d'un récipient qui alimente le foie. Ne pas couper ou attacher les branches qui ne ont pas de fin visible.
- Attacher les branches artérielles alimentant pas le foie en utilisant une suture de soie taille allant de 0 à 4-0, en fonction de la taille du navire. Fermer branches qui sont trop courts pour attacher ou des trous dans l'artère avec un point de prolène 7-0. Nouer et couper les artères gastriques spléniques et gauche à proximité de leur origine sur le tronc cœliaque.
- Retirer le patch aortique en coupant le tronc cœliaque directement sous le patch. Cathétériser du tronc cœliaque utilisant la canule aortique.
- Identifier la veine porte (PV) et carrément disséquer libre. Nouez les branches et canuler PV avec le segment prêt de la taille 24 tube.
- Supprimer des sections de membrane de la veine cave sus-hépatique, sans couper la veine elle-même. Sortie de la veine cave drains directement dans la chambre d'organe.
- Couper 2 pleine circonférence tiSSUE échantillons (2-3 mm de longueur) de l'extrémité de la voie biliaire principale; pression geler une dans l'azote liquide (conserver à -80 ° C) et stocker l'autre dans 10% de formol tamponné, pour le tissu et l'analyse histologique, respectivement. Cathétériser le canal biliaire commun avec la canule de récipient et un tube de drainage en tube d'oxygénateur à membrane.
- Identifier et ligaturer le canal cystique avec une cravate de soie 0. Le canal cystique se trouve entre le canal cholédoque et la vésicule biliaire.
- Raccordez le tube de rinçage réglé sur des sacs de glace froide de (LR) la solution de Ringer lactate et amorcer la tubulure, en supprimant tout l'air.
- Réglez le régulateur de débit sur le tube de rinçage à un mince filet. Avant de brancher les tuyaux au ras de la canule de la veine porte, obturer la veine porte avec les doigts au niveau du hile et de remplir la canule et la veine avec chasse d'eau pour éliminer l'air de la veine porte. Ne soulevez pas le sac plus de 20 cm sur la hauteur du foie au cours rinçage froide pour éviter une pression excessive sur leveine.
- Au cours de l'arroser brièvement occlure le PV au point le plus bas. Examinez le PV de fuites. Navire branches peuvent être obturés de la manière décrite ci-dessus. Rincez le foie par le PV avec un total de 2 litres de glace froide LR.
- Répétez les étapes 2,10, 2,11 pour la HA avec 1 L de LR.
3. Amorçage du système SNMP
- Le premier dispositif de perfusion par addition de 2 L de liquide de perfusion (21 ° C) à la cuvette de l'organe et le dispositif à partir du premier tube. Suivez les instructions de l'appareil pour se préparer à la perfusion, réglage de la température à 21 ° C. Commencer avec des pressions de 3 mmHg et 30 mmHg à la PV et HA, respectivement. Ouvrez le réservoir de gaz et mettre à un flux de 3 L / min.
- Prélever un échantillon de gaz du sang de l'entrée à la fois HA et PV par prélèvement d'un échantillon à partir des ports de l'échantillon 0,3 ml et en l'exécutant dans la machine d'analyse des gaz du sang, selon les instructions du fabricant. Confirmez oxygénation adéquate (PO 2> 700 mmHg) et le pH (7,35 à 7,45).
- Avant le foie est relié prélever un échantillon du liquide de perfusion de 1,0 ml au = 0 mesure dans un tube Eppendorf et conserver à -80 ° C. Coupez deux ± 250 biopsies de coin mg de foie en utilisant une lame en acier à un seul tranchant; pression geler une dans l'azote liquide (conserver à -80 ° C) et stocker l'autre dans 10% de formol tamponné. Peser le foie avant perfusion.
4. foie humain Perfusion
- Transférer le foie à l'appareil. Brancher l'arrivée de PV à la canule de PV, après le retrait de l'air de la PV comme dans l'étape 2.10. Connectez le HA de la même façon. Réglez PV et la pression HA à 3 et 30 mmHg. Le foie doit être presque submergé par perfusion. Couvrir toutes les surfaces sèches, y compris les navires d'afflux, avec de la gaze stérile humide pour éviter la déshydratation
- Laisser le tube de drain de bile dans un récipient de collecte. Assurez-vous que l'ouverture de la vidange biliaire est au niveau du foie ou inférieure pour permettre la bile pour exécuter out librement.
- les débits cibles sont respectivement de 275 à 325 ml / min.kg et 50-100 ml / PV min.kg pour la HA et une fois que le foie est réchauffée à 21 ° C. Puisque chaque foie réagit différemment à la perfusion, surveiller le flux de près pendant les premières minutes. Augmenter ou diminuer la pression sur l'un des navires si les débits cible ne sont pas atteints. Ne pas dépasser 50 mmHg sur le HA et 5 mmHg sur le PV.
- Les échantillons peuvent être prélevés sur le tissu du foie, de la bile et perfusat à la préférence des chercheurs. Nous recommandons au minimum la collecte échantillon régime suivant pendant la perfusion.
- biopsies tissulaires, n = 2 x 250 mg, toutes les heures. Stockage: snap geler une dans de l'azote liquide et conserver à -80 ° C à long terme. En outre, prendre une autre biopsie avant et après la perfusion et fixer 10% de formol tamponné (n = 1)
- Échantillons de perfusat, n = 2x 1 ml toutes les 15 minutes pendant la première heure et ensuite toutes les 30 min. Prélever des échantillons de l'inf PVfaible port échantillon. Stockage: -80 ° C à long terme.
- l'analyse des gaz du sang des PV et HA entrées, sorties et la veine cave. n = 3 x 0,3 ml toutes les 30 min. Prélever des échantillons à la fois du PV et les ports d'échantillonnage HA. Dessinez un échantillon de la veine cave 0,3 ml en insérant une seringue dans la veine et exécuter directement dans l'analyseur des gaz du sang. Utilisez la sortie pour assurer l'oxygénation et le pH adéquat.
- La production de bile, n = 1 x 1 ml, chaque heure. Visuellement quantifier la production de bile toutes les heures et prélever un échantillon du récipient de collecte. Renouveler le récipient après l'échantillonnage. Stockage: la glace sèche et -80 ° C à long terme.
- Continuer perfusion pendant 3 heures. Surveillance de la pression, le pH et l'oxygénation et le prélèvement d'échantillons dans l'ensemble. Ajuster le pH il par addition de bicarbonate de sodium à la solution de perfusion.
- A la fin de la perfusion prendre les échantillons finals tandis que le foie est perfusé. Débranchez le foie et enlever la canule de la voie biliaire. Prenez deux échantillons de tissus post-perfusion de lavoie biliaire comme décrit précédemment pour le stockage à -80 ° C et à 10% de formaline tamponnée.
- Jeter le foie humain en suivant les directives d'élimination des déchets contaminés.
Representative Results
Un certain nombre d'observations et d'analyses peut être effectuée sur le foie pendant la perfusion, y compris les observations en temps réel directes, comme les débits et la production de bile; mesures en temps réel, tels que l'analyse des gaz du liquide de perfusion, et des mesures post-hoc qui sont faites après le prélèvement de l'échantillon, y compris l'analyse biochimique du liquide de perfusion et de tissus et l'analyse histologique. Résultats mentionnés ici sont de 22 foies humains perfusés. Foies ont été rejetées pour la transplantation, pour diverses raisons, y compris l'âge du donneur, excessive période d'ischémie chaude, résultats de la biopsie (stéatose, l'inflammation, fibrose) et pour des raisons logistiques. 18 foies ont été acquis après la mort cardiaque, et 4 suivant la mort cérébrale. Dans les deux cas, les donateurs ont été prétraités avec 30 000 unités d'héparine et rincés in situ et sur la table de retour avec la solution UW. La durée moyenne d'ischémie froide était 531 ± 237 (SD) min et le temps moyen d'ischémie chaude était de 27 ± 10 (SD) min, mesuré à partir de retrait de la viesoutien au ras froid. Observations et mesures en temps réel peuvent être utilisés pour évaluer le foie pendant la perfusion, tandis que les mesures post-hoc sont révélés après la perfusion.
Observations en temps réel
L'écoulement à travers le foie commence plus faible que les débits cible, à la suite d'une résistance plus élevée dans le foie froid. En utilisant une pression de 3 mm de Hg sur la PV et 30 mmHg à la HA flux de cibles peuvent généralement être atteint dès que le foie est réchauffé à 21 ° C après 60 min de perfusion (figure 1A). La bile peut généralement être observé dans les 10 min de perfusion et est produit de façon constante au cours de la perfusion (figure 1B). quantité de bile dépend de la qualité du foie et varie de 0,3 ml / h / kg de foie à 18 ml / min / kg. Dans les foies avec plus de temps d'ischémie chaude, écoulement de la bile aura tendance à diminuer, alors que les résultats de temps plus courtes chaudes ischémiques dans un plus stable, voire en augmentantla production de bile.
Mesures en temps réel
La mesure directe et fréquente du perfusat par analyse des gaz du sang dans essentiel à des fins expérimentales ainsi que le maintien des conditions de perfusion adéquates, surtout oxygénation et du pH. Pression partielle d'oxygène dissous devrait être supérieure à 700 mm de Hg sur les entrées à la fois PV et le HA. pression d'oxygène de sortie, mesurée dans la veine cave, diminue généralement avec plus perfusion, ce qui reflète une augmentation de l'absorption d'oxygène. taux d'absorption d'oxygène peut être calculée comme décrit précédemment 13 et à distance de 0,5 à 2,2 ml O 2 / min / kg au début de la perfusion de 2.4 à 9.7 ml de O 2 / min / kg à t = 3 heures (figure 1C). Une chute de pH est observée dans les 30 premières minutes (Figure 1D), principalement en raison de la libération de lactate dans le perfusat. Ceci peut être soutenu par la supplémentation avec bicarbo de sodium 8,4%Nate et après environ 90 minutes, le pH retombe dans plage normale. Généralement, 30 à 50 ml de bicarbonate de sodium 8,4% est nécessaire. Concentration augmente rapidement dans le lactate 15-30 premières minutes, mais commence à décéder après la première heure (figure 1E).
Mesures post-hoc
Transaminases hépatiques telles que ALT peuvent être mesurés dans le perfusat. Dans les 30 premières minutes, une forte augmentation de l'ALT est généralement observée qui reflète le lessivage de ALT qui a été publié pendant l'ischémie (figure 1F). ALT a montré une bonne corrélation avec le temps d'ischémie chaude 13. Machine à perfusion augmenté la teneur en ATP 2,8 fois, ce qui reflète un état d'énergie de récupération (figure 1G). H & E analyse histologique révèle aucune lésion supplémentaire subis pendant machine à perfusion (Figure 1 H, I). Il est à noter que le schéma de biopsie proposé dans ce protocole est de research fins et peuvent ne pas être applicable à des fins cliniques.
Figure 1:. Évaluation des foies humains lors de machine à perfusion écoulement à travers les PV et HA cours SNMP (A), la production de bile, quantifiée par heure de perfusion (B), le taux de uprate d'oxygène (OUR), calculée à partir de la différence de flux (PV + HA) et la sortie (veine cave), interrompus lignes montrent les pressions partielles d'oxygène dans les entrées et sorties au cours de la perfusion (C), le pH au cours de la perfusion et le lactate (D, E), la libération de ALT dans le perfusat (F), l'ATP contenu mesurée dans les tissus de biopsies horaires (G) et H & E taches du foie (54 ans DCD, 19 min ischémie chaude, 559 minutes d'ischémie froide) avant (H) et après (I) perfusion. Les résultats sont présentés en moyenne ± SEM.
Discussion
Dans une tentative pour récupérer le foie blessés pendant l'ischémie nous avons développé un système de SNMP qui peut être utilisé après une période de stockage de froid. Subnormothermic machine à perfusion offre une alternative viable au stockage à froid classique, ainsi que les modalités machine à perfusion d'hypothermie et normothermiques. Divers systèmes différents existent; tous offrent différents avantages et inconvénients 3,9,20. SNMP permet une perfusion sans un transporteur d'oxygène, comme les demandes métaboliques de l'oxygène à 21 ° C sont satisfaits par l'oxygénation active de la perfusion.
Bien que réduite dans des conditions subnormothermic, le métabolisme est important et nécessite le soutien d'une solution de perfusion riche en éléments nutritifs. Solutions pour perfusions traditionnels, tels que la solution de perfusion appareil Belzer, sont généralement minimes dans la composition et sont conçus pour perfusion froid. Moyen E de Williams a été utilisé comme milieu de culture d'hépatocytes pendant de nombreuses années, et contient des composantes qui sont universels pour soutenir la fonction cellulaire, en particulier des conditions ex vivo chaudes.
Les mesures effectuées au cours de la perfusion appareil sont le reflet de la fonction de l'organe. Paramètres directement observables telles que la production de bile et la consommation d'oxygène sont des mesures en temps réel qui peuvent être utilisés pour évaluer le foie pré-transplantation. De même, les marqueurs de lésions cellulaires et l'ischémie (K +, la libération de lactate) peuvent être mesurés directement dans la solution de perfusion et peuvent être le signe de la fonction des organes 20. Comme la technologie machine à perfusion développe davantage et réalise l'application clinique plus répandue, des corrélations précises entre ex vivo la fonction et les résultats cliniques peuvent être faites et les paramètres de perfusion seront utiles en aidant les décisions de transplantation ou rejeter foies de qualité marginale. En outre, comme point de soins outils analytiques avance, une analyse plus sophistiquée sera disponible directement lors de la machine perfusion 21.
Dans ce travail, nous montrons que le foie peuvent être pris en charge dans le système SNMP avec des blessures minimes au foie, réfléchie par l'histologie et la libération de ALT. La récupération fonctionnelle du foie est mieux reflétée par l'ATP, qui se est révélé être en corrélation à la viabilité du foie et suggère fortement du succès de la transplantation chez des modèles animaux 22. Ex vivo et la récupération pré-transplantation de greffons de foie permettrait une expansion importante du donneur piscine du foie, la correction de la disparité entre l'offre et la demande de foies de donneurs en transplantation.
Disclosures
Drs. ÊTRE Uygun, K Uygun et Yarmush sont des inventeurs sur un brevet en instance qui est pertinent pour cette étude (WO / 2011/002926), et les Drs. ÊTRE Uygun, K Uygun et Yarmush sont des inventeurs sur un brevet en instance qui est pertinent pour cette étude (WO / 2011/35223). Drs. K Uygun Bruinsma ont une demande de brevet provisoire relatives à ces travaux. Dr K Uygun et BE Uygun ont un intérêt financier dans Organ Solutions, une société axée sur le développement de technologies de conservation d'organes. Dr K Uygun et IL les intérêts de UYGUN sont gérés par le MGH et Partners HealthCare en fonction de leur politiques de conflit d'intérêt.
Acknowledgments
Financement des Instituts nationaux américains de la santé (accorde R01EB008678, R01DK096075, R01DK084053, R00DK088962 et F32 DK103500), n ° 12-1732 CIMIT projet et les Hôpitaux Shriners pour enfants est appréciée. Nous tenons à remercier la Banque de la Nouvelle Angleterre Organe pour soutenir ce travail.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Liver Assist perfusion device | Organ Assist B.V. | Liver Assist | |
| Liver Assist disposable set | Organ Assist B.V. | Liver Assist disposable | |
| Williams’ Medium E | Sigma | W1878–6x500ml | |
| Insulin | Eli Lilly & Co | Humulin R U-100 | |
| Penicillin/Streptomycin 5,000 U/ml | Life Technologies | 15070-063 | |
| L-glutamine | Invitrogen | 25030-156 | |
| Hydrocortisone | MGH pharmacy | 7750500 | |
| Carbogen gas tank 95% O2/5% CO2 | Airgas | ZO2OX9522000043 | |
| Specialty gas regulator | Airgas | Y11244D580 | |
| Lactated Ringer’s solution | Baxter | 2B2324X | |
| 10% neutral buffered formalin | Fischer Scientific | 316-155 | |
| Toothed Adson forceps | Roboz | RS-5234 | |
| Debakey tissue forceps, 7.75”, 2.25 mm | Roboz | RS-7562 | |
| Metzenbaum Scissors 7" Curved SureCut Tungsten | Roboz | RS-6965SC | |
| Castroviejo Needle holder 5.5–7” | Fine Science Tools | 12565-14 | |
| 0 blackbraided silk sutures | Ethicon | SA66G | |
| 4-0 nylon suture, Nurolon RB1 | Ethicon | C554D | |
| Blood gas analysis machine | Siemens | RapidPoint 500 | |
| Balance scale | Cole Parmer | EW-10000-12 | |
| Pressure display box | Medtronic | 66000 | |
| Disposable pressure display sets | Medtronic | 61000 | |
| Handheld thermocouple thermometer and probe | Cole Parmer | EW-91500-04 and EW-08516-55 | |
| Acorn-tipped vessel cannula, 4 mm | Medtronic | 30005 | |
| Irrigation set flush tubing | Hospira | 06543-01 | |
| Mixing bowl, 4 L | Cole Parmer | EW-07300-40 |
References
- Merion, R. M., Pelletier, S. J., Goodrich, N., Englesbe, M. J., Delmonico, F. L. Donation after cardiac death as a strategy to increase deceased donor liver availability. Ann Surg. 244 (4), 555-562 (2006).
- Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation facilitates successful transplantation of 'orphan' extended criteria donor livers. Am J Transplant. 15, 161-169 (2015).
- Dutkowski, P., Schlegel, A., de Oliveira, M., Müllhaupt, B., Clavien, P. -A. HOPE for human liver grafts obtained from donors after cardiac death. J Hepatol. 60 (4), 765-772 (2013).
- Dutkowski, P., Clavien, P. -A. Solutions to Shortage of Liver Grafts for Transplantation. Br J Surg. 101 (7), 739-774 (2014).
- Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. Ex-vivo Normothermic Liver Perfusion: An Update. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).
- Monbaliu, D., Brassil, J. Machine Perfusion of the Liver: Past, Present, and Future. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 160-166 (2010).
- Matsuno, M., Uchida, K., Furukawa, H. Impact of Machine Perfusion Preservation of Liver Grafts From Donation After Cardiac Death. Transplant Proc. 46 (4), 1099-1103 (2014).
- Schlegel, A., Dutkowski, P. Role of hypothermic machine perfusion in liver transplantation. Transplant Int. , (2014).
- Op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am J Transplant. 13, 1327-1335 (2013).
- Bruinsma, B. G., et al. Antibiotic prophylaxis in (sub)normothermic organ preservation: In vitro efficacy and toxicity of cephalosporins. Transplantation. 95 (8), 1064-1069 (2013).
- Post, I. C., Dirkes, M. C., Heger, M., Bezemer, R., van't Leven, J., van Gulik, T. M. Optimal flow and pressure management in machine perfusion systems for organ preservation. Ann Biomed Eng. 40 (12), 2698-2707 (2012).
- Post, I. C., et al. Endothelial cell preservation at hypothermic to normothermic conditions using clinical and experimental organ preservation solutions. Exp Cell Res. 319 (17), 2501-2513 (2013).
- Klein, A. S., et al. Organ Donation and Utilization in the United States, 1999-2008. Am J Transplant. 10 (4), 973-986 (2010).
- Jay, C., et al. The Increased Costs of Donation After Cardiac Death Liver Transplantation. Ann Surg. 251 (4), 743-748 (2010).
- Seehofer, D., Eurich, D., Veltzke-Schlieker, W., Neuhaus, P. Biliary Complications After Liver Transplantation: Old Problems and New Challenges. Am J Transplant. 13, 253-265 (2013).
- Morrissey, P., Monaco, A. Donation After Circulatory Death: Current Practices, Ongoing Challenges and Potential Improvement. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
- Verdonk, R., Buis, C., Porte, R., Haagsma, E. Biliary complications after liver transplantation: A review. Scand J Gastroenterol. 41, Suppl 243. 89-101 (2006).
- Pine, J., et al. Liver Transplantation Following Donation After Cardiac Death: An Analysis Using Matched Pairs. Liver Transpl. 15 (9), 1072-1082 (2009).
- Sutton, M. E., et al. Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion. PLoS One. 11, e110642 (2014).
- Bruinsma, B. G., et al. Subnormothermic Machine Perfusion for Ex Vivo Preservation and Recovery of the Human Liver for Transplantation. Am J Transplant. 14, 1400-1409 (2014).
- Bruinsma, B. G., Yarmush, M. L., Uygun, K. Organomatics and organometrics: Novel platforms for long-term whole-organ culture. Technology. 02 (1), 13-22 (2014).
- Berendsen, T. A., et al. A simplified subnormothermic machine perfusion system restores ischemically damaged liver grafts in a rat model of orthotopic liver transplantation. Transplant Res. 1 (1), 6 (2012).
