Introduction
La tecnica descritta consente la visualizzazione delle risposte cellulari in vivo subito dopo l'induzione di Rosa Bengala photothrombosis in un mouse intatto. Rosa Bengala (4,5,6,7-tetracloro-2 ', 4', 5 ', 7'-tetraiodofluorescein) è un colorante fotosensibile usato per indurre ictus ischemico in modelli animali (topo e ratto). A seguito di una iniezione in bolo di RB attraverso la vena della coda e la successiva illuminazione attraverso un cranio diluito con una luce laser 564 nm, un trombo è indotta causando un ictus fisiologica 1. Il metodo è stato originariamente descritto da Rosenblum e El-Sabban nel 1977, ed è stato successivamente adattato da Watson a metà 1980 1,2. In breve, Rosa Bengala viene irradiata con luce verde di eccitazione (laser 561 nm nel nostro caso), che genera la produzione di specie reattive dell'ossigeno, che attiva successivamente fattore tissutale, un iniziatore della cascata coagulativa. L'induzione della cascata coagulativa produce un ischemico lesione che è patologicamente rilevanti per ictus clinica 3.
Corsa ha una fisiopatologia complessa a causa della interazione di molti tipi di cellule diverse, tra cui neuroni, glia, endotelio e il sistema immunitario. Scegliere la tecnica migliore per studiare un particolare processo cellulare richiede più considerazioni. Tecniche sperimentali rientrano ampiamente in una delle tre categorie: in vitro, in vivo e in silico con ciascuno che ha vantaggi e svantaggi Gli studi in vitro hanno lo svantaggio principale di rimuovere le cellule dal loro ambiente naturale e quindi non possono riprodurre effetti osservati in un intatto,. animale vivente. Nelle tecniche vivo fornire per la replica sperimentale maggiore di patologie con maggiore rilevanza traslazionale. In silico si riferisce generalmente alla modellazione al computer di una malattia o di processo cellulare, e mentre sempre più utilizzato per studiare potenziali interazioni farmacologiche per esamepio, tutte le informazioni raccolte devono ancora essere testato in cellule o tessuti viventi.
Il modello ideale di ictus in ambiente di laboratorio deve dimostrare le caratteristiche patologiche simili a quelli osservati nella popolazione umana. Mentre ci sono caratteristiche fisiologiche comuni di ictus nella popolazione umana, ci sono anche molte differenze a seconda del tipo di lesione sperimentato. Corsa nella popolazione umana si verifica come piccoli o grandi occlusioni dei vasi, lesioni emorragiche, e l'arteria a un'arteria o cardio-embolie che si traducono in vari volumi infarto così come le differenze nei meccanismi relativi a ciascuna patologia. Il vantaggio di utilizzare modelli animali di ictus è la generazione di infarti riproducibili che imitano le caratteristiche di ictus umana. I modelli corsa più comuni animali includono occlusione utilizzando: mezzo occlusione dell'arteria cerebrale (metodi incandescenza embolici o endovascolare), che i modelli distale MCAO e il modello photothrombosis. I vantaggi di und svantaggi di ciascun modello sono stati riesaminati altrove (vedi 4 e 5). Modelli globali ischemici (MCAO), mentre relativamente facile da eseguire sono meno rilevanti per ictus umano che sono modelli ictus focali. Inoltre, questi metodi sono molto variabili nell'indurre riproducibili lesioni infarto cerebrale. Il modello photothrombosis è altamente riproducibile finché sperimentatore controlla loro esperimenti bene, fornendo un chiaro vantaggio rispetto ai modelli MCAO. Tuttavia, a causa microcircolo insultare il modello è stato descritto per visualizzare una penombra ischemica minima, l'area in cui le cellule si pensa siano recuperabili 6,7. Inoltre, vasogenico e formazione edema citotossico possono essere indotte dopo irradiazione dell'area imaging. Nonostante queste limitazioni la tecnica ha fornito una nuova visione molti processi fisiologici seguenti ictus 8, 9, 10, 11.
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Protocol
Nota: Tutte le procedure sugli animali sono state approvate dalla cura e l'uso degli animali Comitato Istituzionale della University of Texas Health Science Center di San Antonio e sono stati coerenti con le linee guida arrivano.
1. anestetizzante per corticale Preparazione
- Posizionare il mouse in una camera di induzione con 2-3% isofluorano mescolato con l'ossigeno per indurre anestesia. Osservare il calo tasso di respirazione come il mouse è indotta. Stringere la zampa del mouse per determinare se il mouse è pronto per passare al cono. Nota: il livello di anestesia è un passo fondamentale in qualsiasi preparazione in vivo e si deve prestare attenzione a non indurre un livello tale da provocare ischemia globale.
- Una volta che il mouse sia sufficientemente anestetizzato, trasferire l'animale alla chirurgia piattaforma / imaging e mettere il naso del mouse nella cono e applicare 1-1,2% isofluorane a mantenere uno stato anestetizzato. Assicurarsi che il mouse è sdraiata su una temperatura di coriscaldamento pad ntrolled per mantenere la temperatura corporea (37 ° C +/- 0.5 ° C) durante le procedure rimanenti. Posizionare veterinario pomata sopra gli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia.
- Monitorare la fisiologia del mouse utilizzando un sistema pulsossimetria utilizzando la clip coda o piede fornito con il sistema. Controllare che la frequenza respiratoria è mantenuta tra 50-65 atti / min. Verificare che la frequenza cardiaca rimane tra 300 e 450 bpm e la saturazione di ossigeno viene mantenuta tra 97-98% per garantire la sopravvivenza a lungo termine dell'animale.
- Quando il mouse è adeguatamente anestetizzato, radersi i capelli sul cranio con cesoie elettriche, rimuovere i capelli residui e pulita con betadine, seguito da un tampone di etanolo. Ripetere questa procedura fino a tre volte per garantire un ambiente sterile chirurgico.
2. Procedura chirurgica
- Con il cuoio capelluto completamente pulito e rasato, fare una incisione di 5 mm del cuoio capelluto del mouse per rivelare il fissu cranicores e per individuare bregma.
- Usare un applicatore di cotone sterile per rimuovere eventuali residui fascia sovrastante il cranio.
- Colla un anello misura in acciaio inox (Figura 1) con tessuto adesivo all'osso sovrastante corteccia parietale utilizzando le coordinate stereotassica di Bregma: -1 a -3 mm e laterale: 2-4 mm. Nota: La colla definisce tipicamente entro 2 minuti dopo il posizionamento dell'anello sull'osso.
- Fissare l'anello al titolare stereotassico (Figura 2) per stabilizzare il mouse e per evitare movimenti durante l'imaging.
- Sotto un microscopio da dissezione chirurgica grado, lentamente praticare un tratto di 1-2 mm nel cranio con un Dremel simile velocità controllata (Meisinger 3,9 millimetri punta) facendo attenzione a mantenere il livello di zona, è forato. Raggiungere questo obiettivo con un percorso a zig-zag. Per evitare l'accumulo di calore, impostare la velocità di punta al minimo e fate pause frequenti.
- Quando il teschio cranica diventa shinny in apparenza, continua il diradamentodel cranio con una lama di bisturi utilizzando lo stesso andamento a zig-zag per mantenere il livello della superficie assottigliata per facilitare la rimozione regolare di strati sottili del cranio cranica. Utilizzando la punta della lama di bisturi fare piccoli tratti lineari con una leggera pressione per rimuovere gli strati sottili di osso per volta. Continuare questo fino a quando il sistema vascolare è chiaramente visibile attraverso il microscopio da dissezione.
- Se lo sperimentatore perfora attraverso o rompere il cranio durante il processo di assottigliamento, l'eutanasia degli animali a causa di probabili danni alla corteccia sottostante.
Nota: Il cranio mouse è di circa 300 micron di spessore ed è composto da due strati sottili di osso compatto (uno esterno e uno strato interno) e uno strato di osso spugnoso a sandwich tra i due strati di osso compatto. Lo strato esterno dell'osso compatto e più dell'osso spugnoso vengono rimossi nella zona di foratura 5 millimetri conseguente approssimativa strato 50 micron dell'osso compatto rimanente (vedere la Figura 2B). Visualizzione del sistema vascolare farà in modo che la finale intatto cranio diluito è di circa 50 micron di spessore. Il cranio è quindi ancora presente quando assottigliato a questo spessore.
3. Microscopio Set-up
- Utilizzare un sistema di microscopio invertito (convenzionale, confocale o sistemi a due fotoni) che ha un inverter obiettivo. Nota: È anche possibile utilizzare un microscopio verticale standard. Il fattore limitante sarà lo spazio tra la fase e gli obiettivi. Le modifiche al palco può essere necessario per realizzare questa configurazione.
- Fissare la piattaforma chirurgica / imaging per una fase su misura che si trova oltre la base del microscopio. Nota: La piattaforma è realizzata con un martinetto di laboratorio per consentire il movimento verticale della piattaforma chirurgica / immagini oggetto dell'obiettivo. La presa di laboratorio è montato su una targhetta fissata a quattro pali cilindrici. (Vedi figura 2).
- Posizionare l'inverter obiettivo contenente un 20Xobiettivo nel finestra del cranio. Utilizzare una fonte di luce esterna per trovare la finestra del cranio, cercando attraverso gli oculari del microscopio e posizionare l'obiettivo nell'area imaging. Nota: L'area di esposizione verrà indicata dalla presenza del sistema vascolare.
- Per obiettivi a base d'acqua, usare fluido cerebrale spinale artificiale (aCSF) (130 mM NaCl; 30 mM KCl, 12 mM KH 2 PO 4; 200 mM NaHCO 3; HEPES 30 mM e 100 mM di glucosio) come mezzo a causa della potenziale perdite nella cavità cranica durante l'imaging (Figura 3).
4. Rosa Bengala Dye Preparazione, gestione e induzione di corsa
- Preparare una soluzione / ml fresco 20 mg di Rosa Bengala in artificiale cerebrali liquido spinale (aCSF); filtrare e sterilizzare prima della somministrazione. Non riutilizzare o conservare la Rose del Bengala, una volta che è stato mescolato. Fare una soluzione fresca per ogni esperimento.
- Dare un iniezione vena 0,1 ml coda della Rosa Bengala mentre sinscatolare finestra cranica con un laser 561 nm a garantire un'adeguata iniezione della soluzione. Nota: Rosa Bengala verrà visualizzato entro 5 secondi dopo l'iniezione nella vascolatura del cervello. L'intero vaso deve essere riempito con Rosa Bengala.
- Dopo l'iniezione adeguato di Rosa Bengala colorante scegliere una nave appositamente per la trombosi base di diametro del vaso (40-80 micron) per garantire la riproducibilità di un determinato volume della lesione. Distinguere tra arterie e vene guardando la direzione del flusso sanguigno: arterie si muoveranno da diametro maggiore di vasi di diametro minore, vene spostano da piccolo a vasi di diametro maggiore. Questo è facilmente realizzabile da visualizzazione una volta Rosa Bengala viene iniettato.
- Modificare l'impostazione del microscopio come segue:
- Aumentare il tempo di sosta. Nota: Questo può variare a seconda del sistema di microscopio essendo utilizzato.
- Aumentare la potenza del laser al 100%.
- Raccogliere le immagini di sequenza temporale a 1 frame / sec con ilvelocità di scansione massima.
- Acquisire il mouse fino un coagulo stabile si forma all'interno del vaso. Nota: Questo si ottiene in genere entro 5 minuti di scansione continua (vedi figura 4).
- Dopo l'induzione di formazione di coaguli con Rose del Bengala, togliere il mouse dalla area di esposizione di nuovo al microscopio da dissezione. Rimuovere con attenzione l'anello in acciaio inox dal cranio cranico. Esaminare la finestra del cranio per qualsiasi sanguinamento. In caso di emorragia, interrompere l'esperimento.
- Utilizzare 6.0 monofilamento di sutura per chiudere l'incisione sul cranio. Inserire pomata antibiotica lungo la linea di sutura per prevenire l'infezione. Iniettare Buprenex (0,05 mg / kg) per via sottocutanea ogni 12 ore per tre giorni per la gestione del dolore.
- Ritorna il mouse in una camera di recupero dopo la rimozione dal anestetico fino completamente sveglio e liberamente in movimento.
- Ritorna il mouse in una gabbia pulita per ulteriori indagini in un secondo momento.
5. Imaging longitudinale nei giorni successivi
- Impiegare i seguenti metodi per eseguire l'imaging longitudinale nei giorni successivi dopo photothrombosis.
- Anestetizzare il mouse come descritto al punto 1 dei metodi.
- Dopo un'adeguata anestesia riaprire il cuoio capelluto, eliminando eventuali suture residui di riaprire la pelle sovrastante il campo dell'imaging precedentemente realizzato.
- Usare un applicatore di cotone sterile per rimuovere eventuali residui fascia sovrastante il cranio.
- Colla un anello misura in acciaio inox (Figura 1) con tessuto adesivo all'osso sovrastante campo dell'imaging precedente.
- Fissare l'anello al titolare stereotassico (Figura 2) per stabilizzare il mouse e per evitare movimenti durante l'imaging.
- Individuare il sistema vascolare alla base del cranio, in precedenza assottigliata. Utilizzare iniezione vena caudale di FITC-destrano per verificare la presenza del coagulo precedentemente determinati.
- Utilizzare 6.0 monofilamento di sutura per chiudere la acisione sul cranio. Inserire pomata antibiotica lungo la linea di sutura per prevenire l'infezione. Iniettare Buprenex (0,05 mg / kg) per via sottocutanea ogni 12 ore per tre giorni per la gestione del dolore.
- Ritorna il mouse in una camera di recupero dopo la rimozione dal anestetico fino completamente sveglio e liberamente in movimento.
6. Verifica della fase di aspirazione (post-mortem)
- A conclusione di uno studio, verificare stroke volume usando 2,3,5-trifeniltetrazolio cloruro (TTC) colorazione come mostrato in Figura 5. Il metodo completo può essere trovato in 12.
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Representative Results
Lo scopo di questo metodo è di indurre un ictus ischemico in modelli animali (topo e ratto) a seguito di un bolo di RB attraverso la vena della coda e successiva illuminazione di un cranio diluito con una luce laser 561 nm. Le immagini in Figura 4 mostrano la progressione della formazione del coagulo in un unico recipiente dopo irradiazione dell'area a 0, 1, 1,5 e 2 min. Prima di formazione di coaguli l'intero vaso è bianco a causa di flusso libero Rosa Bengala. Dopo l'induzione di irradiazione della nave c'è un oscuramento evidente in porzioni della nave e indica l'induzione della formazione di coaguli (telai 1 e 1,5 min). Dopo completa occlusione vi è un marcato accumulo di Rosa Bengala colorante (area bianca) che precede il coagulo (zona nera) all'interno del vaso. Il telaio 2 minuti dimostra la completa occlusione dell'arteria.
Per verificare la presenza di un ictus ischemico TTC colorazione può essere utilizzato. TTC è un commonly utilizzato macchia per il rilevamento di infarto cerebrale dalla formazione di rosso prodotti TTC formazano nel tessuto sano. La mancanza di produzione formazan (tessuto bianco) indica la zona infartuata. Le zone indicate dalle caselle nella figura 5 dimostrano le dimensioni tipiche lesione ottenuti 1 e 5 giorni da due animali separati seguenti un coagulo prodotto all'interno del contenitore di circa 80 millimetri di diametro. L'analisi delle immagini viene eseguita su uno scanner piano e l'uso di software ImageJ. Regioni di interesse si possono trarre in ImageJ per misurare l'area della gittata sistolica per ogni cervello.
Figura 1:. Anello in acciaio inox Tre viste (superiore, laterali e vista in basso) sono mostrati del titolare anello in acciaio inox che viene applicata al cranio del mouse per apporre al titolare stereotassica.
Figura 2:. Microscopio configurazione piattaforma di imaging per photothrombosis RB La piattaforma chirurgica / riproduzione contiene un supporto per il tubo anestesia con dell'ogiva e un supporto stereotassico per l'anello di acciaio inossidabile che è fissata al cranio dell'animale per ridurre il movimento dell'animale nel imaging. La piattaforma è posto sulla parte superiore e fissato alla presa laboratorio per consentire il movimento verticale per posizionare il mouse sotto l'obiettivo microscopio. Il jack laboratorio è poi collegato ad una fase microscopio, che permette di movimento orizzontale. La fase microscopio è posizionato sopra e fissato a quattro poli cilindrici.
Figura 3: Immagine di immagine / disegno della piattaforma chirurgica e l'orientamento sotto la inv dell'obiettivoerter. (A) Il pannello a sinistra mostra un'immagine rappresentativa del posizionamento di un mouse anestetizzato (anestesia naso cono è stato rimosso per breve tempo per scattare la foto). Si noti l'utilizzo di un anello di acciaio personalizzato per collegare cranio mouse per diminuire il contributo della respirazione manufatti durante le procedure di imaging. L'immagine a destra mostra un'immagine della finestra corticale sotto un microscopio da dissezione. (B) Sketch del preparato cranio sottile da una vista coronale dimostrare gli strati del cranio rispetto alla dura madre e lo spessore della zona assottigliata in funzione dello spessore pieno cranio.
Figura 4: Immagine di formazione Rosa Bengala Clot Immagini rappresentative di un singolo recipiente contenente Rosa Bengala colorante che è stato iniettato attraverso il vei coda.n del mouse. Le immagini dimostrano la progressione della formazione del coagulo entro il recipiente dopo irradiazione dell'area a 0, 1, 1,5 e 2 min. Nota l'accumulo del colorante Rosa Bengala (bianco) precede il coagulo (nero) nel telaio 2 min dimostrando la completa occlusione dell'arteria.
Figura 5: cloruro di 2,3,5-trifeniltetrazolio immagine (TTC) di RB lesione indotta Immagini rappresentative vengono visualizzate al giorno 1 e 5 induzione post photothrombosis.. I topi sono stati sacrificati e il cervello rapidamente rimossi e tagliati in sezioni coronali 1 millimetro e colorate con TTC secondo metodi standard. TTC è una macchia comunemente utilizzati per la diagnosi di infarto cerebrale dalla formazione di rosso prodotti TTC formazano nel tessuto sano. La mancanza di produzione formazan (tessuto bianco) indica la zona infartuata. Ilzone indicate dalle caselle mostrano le dimensioni delle lesioni tipiche ottenute seguendo un coagulo prodotto all'interno del contenitore di circa 80 micron di diametro.
Figura 6: Rappresentazione schematica della procedura photothrombotic Rosa Bengala.
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Discussion
La capacità di tradurre sperimentale corsa fisiopatologia da animale ad applicazione umana è stata colpita con il fallimento. Tuttavia, l'utilizzo di modelli animali, come il modello photothrombosis, permette una migliore comprensione di ictus fisiopatologia e l'esplorazione di nuovi approcci terapeutici per fornire neuroprotezione a seguito di un ictus. Piccoli colpi corticali e microinfarctions prodotte dal modello photothrombotic sono clinicamente rilevanti per subcliniche o "silenzioso" colpo 13-15, che ha un alta prevalenza e colpisce circa il 4 per cento della popolazione degli Stati Uniti (circa 11 milioni di persone), ogni anno 16. Ictus silenzioso non ha i classici sintomi di ictus presenti in un tratto più ampio, come la paralisi, perdita di sensibilità e difficoltà a parlare, come visto nel l'occlusione dell'arteria cerebrale media (MCA) o attacco ischemico transitorio (TIA) 17. Inoltre, ictus silenzioso è diverso da ictus lacunare, cheè causata da occlusione di un'arteria singola penetrante in strutture cerebrali profonde o all'interno del tronco cerebrale e anche manifesta clinicamente con motore, sensoriali o deficit misti 18. I pazienti con subclinica o ictus "silente" di solito non vengono visualizzati tutti i sintomi esteriori e spesso non sanno ancora di aver subito un ictus. Risultati ictus silenziosi in una diminuzione subclinica della funzione cognitiva esibito da deficit nella memoria, il processo decisionale, e cambiamenti nel comportamento. Nel corso del tempo, più tratti silenziosi portano a segni clinicamente significativi di perdita di memoria noto come vascolare o demenza multi-infartuale. Tuttavia, il colpo in silenzio danno cerebrale può essere rilevato utilizzando neuroimaging, e pone un paziente a rischio di TIA e ictus maggiore in futuro 19.
Il modello photothrombosis consente la produzione di un modello in vivo riproducibile di trombosi in un intatto, mouse anestetizzati utilizzando il colorante fotosensibile Rosa Bengala (RB) in combinazione con microscopia confocale. Ci sono molti vantaggi del modello in vivo photothrombosis in. Un vantaggio di questo metodo è la possibilità di predefinire la posizione del tratto mediante coordinate stereotassica; permettendo di studiare particolari popolazioni cellulari attraverso gli animali. Inoltre, la riproducibilità della dimensione della lesione e il volume è ben controllata utilizzando questo metodo variando l'intensità della luce laser e il controllo per dimensioni delle navi essere irradiati 20. Questo metodo permette anche di studio dettagliato delle variazioni di peri-infartuale neurotrasmissione e corrispondente corteccia controlaterale 4. Anche se un singolo colpo silenzioso causa deficit minimi, la riproducibilità di questo modello consente la capacità di indurre più tratti silenziosi in aree specifiche, che può essere utilizzato per simulare varie disfunzioni cerebrali come la demenza vascolare. Sviluppo di una soglia tra più tratti silenziosi e deficit clinicamente evidente potrebbe essere determinata in speciFIC aree del cervello attraverso l'uso di questo metodo pure. Infine, il modello consente studi longitudinali dello stesso animale che consentono effetti sia acuti e cronici da osservare.
Vi sono, tuttavia, alcuni svantaggi utilizzando il modello photothrombosis. Uno svantaggio comprende la produzione di una lesione che è noto come avente un piccolo penombra ischemica rispetto ad altri modelli di ictus focale 4. In secondo luogo, la formazione vasogenico e edema citotossico è possibile a causa dei danni che possono verificarsi durante l'induzione di photothrombosis, che assomiglia più da vicino le lesioni cerebrali traumatiche di ictus focale 4.
Quando si utilizza il modello photothrombosis ci sono una serie di fattori che devono essere monitorati durante l'esperimento. E 'fondamentale che lo stato fisiologico dell'animale essere monitorato in tutte le procedure di imaging. E 'noto che il livello anestesia può influenzare il fisiologico status dell'animale, con oltre anestetizzante provocando riduzione della frequenza cardiaca e la consegna di ossigeno per l'animale. Questa è una considerazione importante, in quanto ciò riduce la disponibilità di ossigeno al cervello con conseguente ischemia globale. Pertanto, l'uso di un sistema per monitorare lo stato fisiologico dell'animale permetterà per la registrazione non invasiva simultaneamente: saturazione di ossigeno arterioso (SpO 2); Frequenza Cardiaca; Frequenza respiratoria; Distensione Pulse (indicatore di flusso sanguigno locale e la qualità del segnale); Breath Distensione (surrogato per pressione intraplueral); e la temperatura corporea in topi e ratti. Sta diventando sempre più importante per il controllo per l'anestesia confonde quando si lavora con qualsiasi modello animale per ridurre confonde imprevisti nel tradurre i risultati sperimentali alle prestazioni in stoke clinica. La scelta, la durata e la profondità dell'anestesia possono avere un impatto drastico nel modello animale di ictus sperimentale. Gli studi hanno dimostrato che gli agenti anestetici possono ridurre infarto size e può anche fornire una certa protezione da ischemia cerebrale 21-23,24. Inoltre, alterazioni nella produzione di specie reattive dell'ossigeno è stata dimostrata anche in uno studio di confronto all'uso di alotano e propofol 25. Questo confound è importante in quanto una delle ipotesi primarie morte neuronale associata con ictus è la produzione di specie reattive dell'ossigeno.
Una complicazione di utilizzare in microscopia vivo per studiare la risposta del cervello a un ictus è la limitazione della profondità di imaging realizzabile. Nel nostro laboratorio, utilizzando la microscopia confocale la profondità di imaging che può essere raggiunto è nell'intervallo di 100-200 micron, mentre utilizzando un microscopio a due fotoni può aumentare questa profondità compresa tra 400-500 micron. Questi confonde vengono alleviati dallo sviluppo di obiettivi con maggiori distanze di lavoro e di dimensioni decrescenti. Ad esempio, l'indice di sfumatura di rifrazione (GRIN) microlenti sono microendoscopes with diametro compreso tra 35-1,000 micron e sono i più piccoli ad oggi disponibili. Questo tipo di sonda non può essere inserita nel tessuto senza causare danni invasivo e avere aperture numeriche basse. A causa della bassa NA la risoluzione è inferiore rispetto ai tradizionali obiettivi microscopia ottica 26.
In sintesi, il modello photothrombosis Rosa Bengala induce un infarto di piccole dimensioni ed è utile nello studio della risposta cellulare ad un infarto in entrambe le fasi acute e croniche in una popolazione cellulare ben definito. Questo modello dimostra caratteristiche essenziali cellulari osservati con focale ischemia seguente MCAO ed è quindi utile per valutare le terapie neuroprotettive / neurorigenerativo.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| Rose Bengal | Sigma | 330000 | |
| Isoflurane Anesthetic | MWI Veterinary Supply | 088-076 | |
| Vetbond | 1469SB | 1469SB | |
| aCSF | 126 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 1.25 mM NaH2PO4, 2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 10 mM glucose and 26 mM NaHCO3 (pH 7.4). | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Dissecting Scissors | Bioindustrial Products | 500-410 | |
| Operating scissors 14 cm | Bioindustrial Products | 12-055 | |
| Forceps Dumont High Tech #5 style, straight | Bioindustrial Products | TWZ-301.22 | |
| LabJack 132X80 | Optosigma Co | 123-6670 | |
| Platform for Labjack 8X 8 | Optosigma Co | 145-1110 | |
| Ear bar holder from stereotaxic setup | Stoelting/Cyborg | 51654 | |
| Dispomed Labvent Rodent anesthesia machine | DRE, Inc. | 15001 | |
| Tech IV Isoflurane vaporizer | DRE, Inc. | 34001 | |
| F Air Canister | DRE, Inc | 80120 | |
| Bain circuit breathing tube | DRE, Inc | 86111B | |
| Rodent adapter for bain tube | DRE, Inc | 891000 | |
| O2 regulator for oxygen tanks | DRE, Inc | CE001E | |
| Rodent induction chamber | DRE, Inc | 15004C | |
| Ethicon Silk 6-0; 18 in with P-3 needle | Suture Express | 1639G | |
| Objective inverter Optical Adapter | LSM technologies | ||
| Foredom drill Dual voltage 110/120 | Foredom | 134.53 | |
| Meisinger 3.9 mm drill bit | Meisinger | (Ref#310 104 001 001 009) | |
References
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