Introduction
La technique décrite permet la visualisation de la réponse cellulaire in vivo, immédiatement après l'induction de Rose Bengale photothrombosis dans une souris intactes. Rose Bengale (4,5,6,7-tétrachloro-2 ', 4', 5 ', 7'-tétraiodofluorescéine) est un colorant photosensible utilisée pour induire un AVC ischémique dans des modèles animaux (souris et le rat). Suite à une injection en bolus de RB par la veine de la queue et l'illumination ultérieure par un crâne amincie avec une lumière laser de 564 nm, un thrombus est induit provoque un accident vasculaire cérébral physiologique 1. La méthode a été initialement décrit par Rosenblum et El-Sabban, en 1977, et a ensuite été adapté par Watson dans les milieu des années 1980 1,2. En bref, le rose Bengale est irradié avec de la lumière verte d'excitation (laser 561 nm dans notre cas), ce qui génère la production d'espèces réactives de l'oxygène, qui active ensuite le facteur tissulaire, un initiateur de la cascade de coagulation. L'induction de la cascade de coagulation produit une ischémie lesion qui est pathologiquement pertinentes pour AVC clinique 3.
AVC a une physiopathologie complexe en raison de l'interaction de nombreux types de cellules différents, y compris les neurones, les cellules gliales, l'endothélium et le système immunitaire. Le choix de la meilleure technique pour étudier un processus cellulaire particulier nécessite plusieurs considérations. Techniques expérimentales retrouvent globalement dans une des trois catégories: in vitro, in vivo et in silico chacun ayant des avantages et des inconvénients Des études in vitro ont l'inconvénient principal de l'élimination des cellules de leur milieu naturel et peuvent donc ne pas reproduire les effets observés dans une intacte,. animal vivant. Dans les techniques in vivo Pour renforcer la réplication expérimentale d'états pathologiques avec une importance accrue de translation. Dans silico se réfère généralement à la modélisation informatique d'une maladie ou d'un processus cellulaire, et alors que de plus en plus utilisé pour étudier les interactions médicamenteuses potentielles pour examenple, toute information recueillie doit encore être testée dans des cellules ou des tissus vivants.
Le modèle idéal de la course dans le cadre d'un laboratoire doit démontrer les caractéristiques pathologiques similaires à ceux observés dans la population humaine. Bien qu'il existe des caractéristiques physiologiques communes de l'AVC dans la population humaine, il ya aussi beaucoup de différences selon le type de dommage subi. AVC dans la population humaine se produit que de petites ou grandes occlusions des vaisseaux, des lésions hémorragiques, et l'artère à artère ou cardio-embolies qui se traduisent par des volumes d'infarctus variées ainsi que des différences dans les mécanismes liés à chaque pathologie. L'avantage de l'utilisation de modèles de course des animaux est la génération des infarctus reproductibles qui imitent les caractéristiques d'un AVC humaine. Les modèles les plus courants de course d'origine animale comprennent occlusion de l'artère en utilisant: occlusion de l'artère cérébrale moyenne (méthodes de filaments ou emboliques endovasculaires) qui distale MCAO modèles et le modèle de photothrombosis. Les avantages d'uninconvénients de chaque modèle d ont été examinés ailleurs (voir 4 et 5). Les modèles globaux ischémiques (MCAO), tout en étant relativement facile à réaliser sont moins pertinents pour la course humaine que sont les modèles de course focaux. En outre, ces procédés sont très variables dans l'induction de lésions d'infarctus cérébral reproductibles. Le modèle de photothrombosis est hautement reproductible aussi longtemps que l'expérimentateur contrôle leurs expériences bien, offrant un net avantage sur les modèles MCAO. Toutefois, en raison de la microvascularisation insulte le modèle a été décrit pour afficher une pénombre ischémique minimale, la zone où les cellules sont pensés pour être récupérable 6,7. En outre, l'oedème vasogénique et la formation de l'oedème cytotoxique peut également être induites après irradiation de la zone d'imagerie. Malgré ces limites de la technique a fourni un nouvel aperçu de nombreux processus physiologiques suivants course 8, 9, 10, 11.
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Protocol
Remarque: Toutes les procédures sur les animaux ont été approuvés par le soin et l'utilisation Commission institutionnelle animale de l'Université du Texas Health Science Center de San Antonio et étaient conformes aux directives arrivent.
1. L'anesthésie pour corticale Préparation
- Passer la souris dans une chambre d'induction avec 2-3% d'isofluorane mélangé avec l'oxygène pour induire une anesthésie. Observez la diminution du taux de respiration que la souris est induite. Pincez la patte de la souris pour déterminer si la souris est prête à passer à l'ogive. Remarque: le niveau d'anesthésie est une étape critique dans une préparation in vivo et il faut veiller à ne pas induire un niveau qui va provoquer une ischémie globale.
- Une fois que la souris est suffisamment anesthésié, transférer l'animal à la chirurgie / plate-forme d'imagerie et placer le nez de la souris dans le cône de nez et d'appliquer 1-1,2% isofluorane de maintenir un état anesthésié. Assurez-vous que la souris est allongée sur un co de températureCoussin chauffant ntrolled pour maintenir la température corporelle (37 ° C +/- 0,5 ° C) tout au long des procédures restantes. Placez vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie.
- Surveiller la physiologie de la souris en utilisant un système d'oxymétrie de pouls à l'aide du pied ou de la queue de clip fourni avec le système. Vérifiez que la fréquence respiratoire est maintenue entre 50-65 respirations / min. Vérifiez que la fréquence cardiaque reste entre 300 à 450 bpm et la saturation en oxygène est maintenue entre 97-98% pour assurer la survie à long terme de l'animal.
- Lorsque la souris est correctement anesthésié, de se raser les cheveux sur le crâne à l'aide des tondeuses électriques, enlever les poils résiduelle et propre avec de la bétadine, suivi par un tampon imbibé d'éthanol. Répétez cette procédure jusqu'à trois fois pour assurer un environnement chirurgical stérile.
2. Procédure chirurgicale
- Avec le cuir chevelu entièrement nettoyée et rasée, faire une incision de 5 mm dans le cuir chevelu de la souris pour révéler le fissu crânienneres et de localiser bregma.
- Utilisez un applicateur de coton stérile pour éliminer toute fascia restants recouvrant le crâne.
- Collez une bague sur mesure en acier inoxydable (figure 1) avec de la colle de tissu à l'os recouvrant le cortex pariétal en utilisant les coordonnées stéréotaxiques de Bregma: -1 à -3 mm et latérale: 2-4 mm. Remarque: La colle définit généralement dans les 2 minutes après le placement de l'anneau sur l'os.
- Fixez la bague à un titulaire stéréotaxique (figure 2) pour stabiliser la souris et empêcher tout mouvement pendant l'imagerie.
- En vertu d'une dissection chirurgicale de qualité microscope, percer lentement une section de 1-2 mm dans le crâne à l'aide d'un outil de dremel-comme la vitesse contrôlée (Meisinger 3,9 mm foret) en veillant à maintenir le niveau de la zone comme il est percé. Atteindre cet objectif en utilisant un motif en zig-zag. Pour éviter l'accumulation de chaleur, régler la vitesse de forage à bas et prendre des pauses fréquentes.
- Lorsque le crâne crânienne devient brillant en apparence, continuer l'amincissementdu crâne en utilisant une lame de scalpel en utilisant le même motif en zig-zag afin de maintenir le niveau de surface amincie pour faciliter le retrait en douceur de couches minces de crâne crânienne. Avec la pointe de la lame de bistouri faire de petits coups de linéaires avec une légère pression pour enlever des couches minces d'os à la fois. Continuer jusqu'à ce que le système vasculaire est clairement visible à travers le microscope de dissection.
- Si l'expérimentateur perce à travers ou briser le crâne pendant le processus d'amincissement, euthanasier l'animal en raison de dommages susceptibles de le cortex sous-jacent.
Remarque: le crâne de la souris est d'environ 300 um d'épaisseur et est constituée de deux couches minces d'os compact (une externe et une couche interne) et une couche d'os spongieux pris en sandwich entre les deux couches de l'os compact. La couche externe de l'os compact et plus de l'os spongieux sont éliminés dans la zone de perçage 5 mm pour résultat une couche d'environ 50 um d'os compact restant (voir la figure 2B). Visualization de la vascularisation fera en sorte que le crâne amincie intact finale est d'environ 50 um d'épaisseur. Le crâne est donc toujours présent lorsque amincie à cette épaisseur.
3. Microscope Set-up
- Utiliser un système de microscope inversé (classique, à foyer commun ou système à deux photons) qui a un onduleur objectif. Remarque: Il est également possible d'utiliser un microscope droit standard. Le facteur limitant sera l'espace entre la scène et les objectifs. Les modifications apportées à la scène peuvent être nécessaires pour accomplir cette configuration.
- Fixez la plate-forme chirurgicale / imagerie à un stade sur mesure qui se trouve côté de la base du microscope. Remarque: La plate-forme est faite en utilisant un vérin de laboratoire pour permettre un mouvement vertical de la plate-forme chirurgicale / imagerie sous l'objectif. Le vérin de laboratoire est monté sur une plaque fixée à quatre pôles cylindriques. (Voir Figure 2).
- Positionner l'onduleur objectif contenant un 20Xobjectif sur la fenêtre crânienne. Utilisez une source de lumière externe pour trouver la fenêtre crânienne en regardant à travers les oculaires du microscope et de positionner l'objectif dans le domaine de l'imagerie. Remarque: La zone de formation d'image sera noté par la présence de la vasculature.
- Pour les objectifs à base d'eau, en utilisant le fluide spinal cérébral artificiel (aCSF) (NaCl 130 mM; KCl 30 mM; 12 mM de KH 2 PO 4; 200 mM de NaHCO 3; 30 mM de HEPES et 100 mM de glucose) en tant que milieu en raison du risque fuite dans la cavité crânienne pendant l'imagerie (Figure 3).
4. Rose Bengale Dye préparation, l'administration et l'induction de l'AVC
- Préparer une solution / ml frais de 20 mg de Rose Bengale artificielle liquide céphalo-rachidien (aCSF); filtrer et stériliser avant l'administration. Ne pas réutiliser ou stocker le Bengale Rose une fois qu'il a été mitigée. Faire une solution fraîche pour chaque expérience.
- Donner une injection dans la veine de la queue 0,1 ml de Rose Bengale tandis que sla mise en conserve fenêtre crânienne avec un laser 561 nm pour assurer l'injection adéquate de la solution. Remarque: Rose Bengale sera visualisée dans les 5 secondes après l'injection dans le système vasculaire du cerveau. Le navire entier doit être rempli avec Rose Bengale.
- Après une injection suffisante de colorant rose Bengale choisir un récipient approprié pour une thrombose sur la base de récipient de diamètre (40 à 80 um) pour assurer la reproductibilité d'un volume de la lésion donnée. Différencier les artères et les veines en regardant la direction du flux sanguin: artères vont se déplacer de plus grand diamètre à des navires de plus petit diamètre, les veines se déplacent de plus petits navires de plus grand diamètre. Ceci est facilement accompli par la visualisation une fois Rose Bengale est injecté.
- Changez le réglage de microscope comme suit:
- Augmenter le temps de séjour. Remarque: Ce variera en fonction du système de microscope est utilisée.
- Augmenter la puissance du laser à 100%.
- Recueillir des images de séquence de temps à 1 image / s en utilisant lavitesse de balayage maximale.
- Balayer la souris jusqu'à un caillot stable est formé à l'intérieur de la cuve. Note: Ceci est généralement réalisé dans les 5 min de balayage continu (Voir Figure 4).
- Suite à l'induction de la formation de caillot avec Rose Bengale, retirer la souris à partir de la zone d'imagerie revenir à la loupe binoculaire. Retirez délicatement l'anneau en acier inoxydable du crâne crânienne. Examinez la fenêtre crânienne pour des saignements. Si le saignement se produit, mettre fin à l'expérience.
- Utilisez 6.0 monofilament suture pour fermer l'incision sur le crâne. Passer onguent antibiotique sur la ligne de suture pour prévenir l'infection. Injecter Buprenex (0,05 mg / kg) sous-cutanée toutes les 12 heures pendant trois jours pour la gestion de la douleur.
- Retourner la souris pour une chambre de récupération après le retrait de l'anesthésie jusqu'à pleinement éveillé et se déplacer librement.
- Retour de la souris dans une cage propre pour complément d'enquête à une date ultérieure.
5. Imagerie longitudinale les jours suivants
- Employer les méthodes suivantes pour effectuer l'imagerie longitudinale les jours suivants post-photothrombosis.
- Anesthésier la souris comme décrit dans la section 1 des méthodes.
- Après une anesthésie adéquate ré-ouvrir le cuir chevelu en supprimant toutes les sutures résiduelles de rouvrir la peau recouvrant le domaine de l'imagerie percé précédemment.
- Utilisez un applicateur de coton stérile pour éliminer toute fascia restants recouvrant le crâne.
- Collez une bague sur mesure en acier inoxydable (figure 1) avec de la colle de tissu à l'os recouvrant le domaine de l'imagerie précédente.
- Fixez la bague à un titulaire stéréotaxique (figure 2) pour stabiliser la souris et empêcher tout mouvement pendant l'imagerie.
- Localisez le système vasculaire sous-jacente du crâne préalablement amincie. Utilisation injection dans la veine de la queue de FITC-dextrane pour vérifier la présence du caillot précédemment induit.
- Utilisez 6.0 monofilament suture pour fermer la danscision sur le crâne. Passer onguent antibiotique sur la ligne de suture pour prévenir l'infection. Injecter Buprenex (0,05 mg / kg) sous-cutanée toutes les 12 heures pendant trois jours pour la gestion de la douleur.
- Retourner la souris pour une chambre de récupération après le retrait de l'anesthésie jusqu'à pleinement éveillé et se déplacer librement.
6. Vérification de l'induction de l'AVC (post-mortem)
- À la conclusion d'une étude, vérifier que le volume de la course en utilisant 2,3,5-triphényltétrazolium chlorure (TTC) coloration comme indiqué sur la Figure 5. La méthode complète peut être trouvée dans 12.
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Representative Results
Le but de cette méthode est d'induire un AVC ischémique dans des modèles animaux (souris et rats) après une injection en bolus de RB par la veine de la queue et l'illumination subséquente d'un crâne amincie avec une lumière laser de 561 nm. Les images de la figure 4 montrent l'évolution de la formation de caillots à l'intérieur d'une seule cuve après irradiation de la zone à 0, 1, 1,5 et 2 min. Avant la formation de caillots tout le navire est blanche due à écoulement libre Rose Bengale. Suite à l'induction de l'irradiation du récipient il existe un assombrissement évident dans des parties de la cuve et indique l'induction de la formation de caillots de cadres (1 et 1,5 min). À la suite de l'occlusion complète, il ya une accumulation marquée de colorant rose Bengale (zone blanche) précédant le caillot (zone noire) à l'intérieur de la cuve. Le châssis 2 minutes montre l'occlusion complète de l'artère.
Pour vérifier la présence d'une coloration course TTC ischémique peut être utilisé. TTC est une commonly tache utilisé pour la détection de l'infarctus cérébral par la formation de formazan rouge TTC produits dans les tissus sains. L'absence de production de formazan (tissu blanc) indique la zone de l'infarctus. Les zones indiquées par les cases sur la figure 5 montrent les tailles des lésions typiques obtenus 1 et 5 jours à partir de deux animaux distincts suivants un caillot produit dans un récipient de 80 mm de diamètre environ. L'analyse d'image est effectuée sur un scanner à plat et l'utilisation du logiciel ImageJ. Régions d'intérêt peuvent être tirées au sein ImageJ pour mesurer la surface du volume de course pour chaque cerveau.
Figure 1:. Anneau en acier inoxydable Trois vues (haut, vues de côté et en bas) sont présentés du titulaire de l'anneau en acier inoxydable qui est appliqué sur le crâne de la souris pour le fixer sur le support stéréotaxique.
Figure 2:. Microscope configuration de la plate-forme d'imagerie pour photothrombosis RB La plate-forme chirurgicale / image contient un support pour le tube d'anesthésie avec bec avant et un support de stéréotaxie pour la bague en acier inoxydable qui est fixé sur le crâne de l'animal pour diminuer le mouvement de l'animal au cours de imagerie. La plate-forme est placée sur le dessus de et fixé sur le vérin de laboratoire pour permettre un mouvement vertical pour le positionnement de la souris sous l'objectif du microscope. Le vérin de laboratoire est ensuite fixé à une platine du microscope, ce qui permet un mouvement horizontal. La platine du microscope est placé sur le dessus de et fixée à quatre pôles cylindriques.
Figure 3: Image de l'imagerie / la conception de la plate-forme chirurgicale et l'orientation sous l'objectif inverter. (A) Le panneau sur la gauche montre une image représentative de la position d'une souris anesthésiée (nez anesthésie cône a été enlevé brièvement pour prendre la photo). Notez l'utilisation d'un anneau en acier personnalisé pour fixer le crâne de la souris pour diminuer la contribution de la respiration artefacts tout au long des procédures d'imagerie. L'image sur la droite montre une image de la fenêtre corticale sous un microscope de dissection. (B) Croquis de la mince préparation du crâne d'une vue coronale montrant les couches du crâne par rapport à la dure-mère et l'épaisseur de la zone amincie par rapport à la pleine épaisseur du crâne.
Figure 4: Image de la formation Rose Bengale Clot images représentant d'un navire unique contenant Rose Bengale colorant qui a été injecté à travers la queue vei.n de la souris. Les images montrent la progression de la formation de caillots à l'intérieur de la cuve après l'irradiation de la zone à 0, 1, 1,5 et 2 min. Notez l'accumulation du colorant rose Bengale (blanc) précédant le caillot (noir) dans la trame 2 min démontrant l'occlusion totale de l'artère.
Figure 5: chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium l'image (TTC) du RB lésion induite images représentatifs sont présentés au Jour 1 et 5 post-photothrombosis induction.. Les souris ont été sacrifiées et les cerveaux rapidement prélevés et découpés en coupes coronales de 1mm et colorées avec du TTC selon des procédés standard. TTC est une tache couramment utilisé pour la détection de l'infarctus cérébral par la formation de formazan rouge TTC produits dans les tissus sains. L'absence de production de formazan (tissu blanc) indique la zone de l'infarctus. Lezones indiquées par les cases montrent les tailles des lésions typiques obtenus à la suite d'un caillot dans un vaisseau produit environ 80 m de diamètre.
Figure 6: Représentation schématique de la procédure photothrombotique Rose Bengale.
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Discussion
La capacité à traduire expérimentale course physiopathologie de l'animal à l'application humaine a été en proie à l'échec. Cependant, l'utilisation de modèles animaux, tels que le modèle de photothrombosis, permet d'améliorer la compréhension de la physiopathologie de la course et l'exploration de nouvelles approches thérapeutiques pour fournir une neuroprotection après un AVC. Petits coups et microinfarctions produites par le modèle photothrombotique corticales sont cliniquement pertinentes à infraclinique ou "silencieux" AVC 13-15, qui a une prévalence élevée et affecte environ 4 pour cent de la population des États-Unis (environ 11 millions de personnes) chaque année 16. AVC silencieux n'a pas les symptômes de l'AVC classiques présents dans une course plus grande, comme la paralysie, la perte sensorielle et la difficulté à parler comme vu dans l'occlusion de l'artère cérébrale moyenne (MCA) ou d'accident ischémique transitoire (AIT) 17. En outre, la course silencieuse est différent d'un coup de lacunaire, quiest causée par l'occlusion d'une artère unique pénétrant dans les structures plus profondes du cerveau ou dans le tronc cérébral et également manifeste cliniquement par moteur, sensoriel ou mixtes déficits 18. Les patients atteints de infraclinique ou un AVC «silencieux» généralement ne présentent pas de symptômes apparents et ignorent souvent qu'ils ont même subi un accident vasculaire cérébral. Les résultats de l'AVC silencieux dans une diminution subclinique de la fonction cognitive exposé par des déficits de la mémoire, la prise de décision, et les changements de comportement. Au fil du temps, plusieurs AVC silencieux conduisent à des signes cliniques significatifs de la perte de mémoire connu sous le nom vasculaire ou une démence multi-infarctus. Cependant, la course silencieuse des dommages au cerveau peut être détectée en utilisant l'imagerie cérébrale, et place un patient à risque de TIA et d'AVC majeur dans l'avenir 19.
Le modèle de photothrombosis permet la production reproductible d'un modèle in vivo de thrombose dans une souris anesthésiée intact en utilisant le colorant photosensible Rose Bengale (RB) en combination avec la microscopie confocale. Il ya de nombreux avantages de la modèle in vivo de photothrombosis. Un avantage de cette méthode est la possibilité de prédéfinir la position de la course à l'aide des coordonnées stéréotaxiques; permettant d 'étudier les populations de cellules particulières dans les animaux. En outre, la reproductibilité de la taille et du volume lésion est bien contrôlée en utilisant ce procédé en faisant varier l'intensité de la lumière laser et pour commander la taille de la cuve 20 étant irradiée. Cette méthode permet également à l'étude détaillée des changements dans les zones péri-infarctus neurotransmission et le cortex controlatéral 4 correspondant. Bien que d'un seul coup le silence provoque des déficits minimes, la reproductibilité de ce modèle permet la capacité à induire plusieurs AVC silencieux dans des domaines spécifiques, qui peut être utilisé pour imiter divers dysfonctionnements du cerveau comme la démence vasculaire. Développement d'un seuil entre plusieurs AVC silencieux et des déficits cliniquement évidents pu être déterminée dans spécizones fiques du cerveau grâce à l'utilisation de cette méthode ainsi. Enfin, le modèle permet d'études longitudinales sur le même animal permettant des effets aigus et chroniques à respecter.
Il ya, cependant, quelques inconvénients à l'aide du modèle de photothrombosis. Un inconvénient comprend la production d'une lésion qui est noté comme ayant un petit pénombre ischémique par rapport à d'autres modèles de course focale 4. Deuxièmement, la formation vasogénique et œdème cytotoxique est possible en raison des dommages qui peuvent survenir pendant l'induction de photothrombosis, qui ressemble plus à des lésions cérébrales traumatiques que la course focale 4.
Lors de l'utilisation du modèle de photothrombosis il existe un certain nombre de facteurs qui doivent être suivis pendant toute l'expérience. Il est essentiel que l'état physiologique de l'animal être surveillé pendant toutes les procédures d'imagerie. Il est bien connu que le niveau d'anesthésie peut affecter la st physiologiqueatus de l'animal, avec plus de anesthésiant entraînant un ralentissement du rythme cardiaque et de la livraison de l'oxygène à l'animal. Ceci est une considération importante, car cela réduirait la disponibilité de l'oxygène au cerveau entraînant une ischémie globale. Par conséquent, l'utilisation d'un système pour surveiller l'état physiologique de l'animal permettra l'enregistrement non-invasive simultanée de: saturation artérielle en oxygène (SpO 2); Rythme Cardiaque; Taux Breath; Pulse distension (indicateur de la circulation sanguine locale et la qualité du signal); Breath distension (substitut de la pression intraplueral); et la température centrale chez la souris et le rat. Il devient de plus en plus important de contrôler pour l'anesthésie confond quand on travaille avec tout modèle animal pour réduire les facteurs de confusion inattendus dans la traduction des résultats expérimentaux à des prestations en stoke clinique. Le choix, la durée et la profondeur de l'anesthésie peuvent avoir un impact considérable dans un modèle animal de la course expérimentale. Des études ont démontré que les agents anesthésiques peuvent réduire l'infarctus size et peut même offrir une certaine protection contre l'ischémie cérébrale 21-23,24. En outre, des altérations dans la production d'espèces réactives de l'oxygène a également été démontrée dans une étude comparant l'utilisation de l'halothane et 25 propofol. Cette confondre est important comme l'une des principales hypothèses dans la mort neuronale associée à un AVC est la production d'espèces réactives de l'oxygène.
Une complication de l'utilisation en microscopie in vivo pour étudier la réponse du cerveau à un accident vasculaire cérébral est la limitation de la profondeur d'imagerie réalisable. Dans notre laboratoire en utilisant la microscopie confocale de la profondeur d'imagerie qui peut être obtenue est de l'ordre de 100 à 200 um, en utilisant un microscope à deux photons peut augmenter cette profondeur à entre 400 à 500 um. Ces facteurs de confusion sont atténuées par le développement d'objectifs avec des distances de travail et l'augmentation de la taille décroissante. Par exemple, l'indice de réfraction de gradient (GRIN) microlentilles sont microendoscopes esprith diamètres entre 35-1,000 um et sont le plus petit disponible à ce jour. Ce type de sonde ne peut pas être insérée dans le tissu sans causer de dommages envahissantes et ont des ouvertures numériques faibles. En raison de la faible NA la résolution est inférieure par rapport aux objectifs de microscopie optique traditionnels 26.
En résumé, le modèle de photothrombosis Rose Bengale induit un infarctus de petite taille et est utile dans l'étude de la réponse cellulaire à un infarctus dans les phases aiguës et chroniques dans une population cellulaire bien définie. Ce modèle présente des caractéristiques cellulaires essentiels observés avec une ischémie focale MCAO suivant et est utile pour évaluer les thérapies neuroprotectrices / neurorégénérative donc.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun intérêt financier concurrentes.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Reagents | |||
| Rose Bengal | Sigma | 330000 | |
| Isoflurane Anesthetic | MWI Veterinary Supply | 088-076 | |
| Vetbond | 1469SB | 1469SB | |
| aCSF | 126 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 1.25 mM NaH2PO4, 2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 10 mM glucose and 26 mM NaHCO3 (pH 7.4). | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Dissecting Scissors | Bioindustrial Products | 500-410 | |
| Operating scissors 14 cm | Bioindustrial Products | 12-055 | |
| Forceps Dumont High Tech #5 style, straight | Bioindustrial Products | TWZ-301.22 | |
| LabJack 132X80 | Optosigma Co | 123-6670 | |
| Platform for Labjack 8X 8 | Optosigma Co | 145-1110 | |
| Ear bar holder from stereotaxic setup | Stoelting/Cyborg | 51654 | |
| Dispomed Labvent Rodent anesthesia machine | DRE, Inc. | 15001 | |
| Tech IV Isoflurane vaporizer | DRE, Inc. | 34001 | |
| F Air Canister | DRE, Inc | 80120 | |
| Bain circuit breathing tube | DRE, Inc | 86111B | |
| Rodent adapter for bain tube | DRE, Inc | 891000 | |
| O2 regulator for oxygen tanks | DRE, Inc | CE001E | |
| Rodent induction chamber | DRE, Inc | 15004C | |
| Ethicon Silk 6-0; 18 in with P-3 needle | Suture Express | 1639G | |
| Objective inverter Optical Adapter | LSM technologies | ||
| Foredom drill Dual voltage 110/120 | Foredom | 134.53 | |
| Meisinger 3.9 mm drill bit | Meisinger | (Ref#310 104 001 001 009) | |
References
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