Summary
والهدف من هذه الورقة هو وصف أساليب بسيطة من شأنها أن تساعد إلى حد كبير في إعداد وتحليل الماوس الرئتين مع سرطان الرئة أو أمراض أخرى. نقدم 3 بروتوكولات ببساطة وبشكل موثوق تنفيذ instillations الرئة، والتثبيت، وقياسات حجم الرئة.
Abstract
القدرة على غرس وكلاء الحية، الخلايا، أو المواد الكيميائية مباشرة في الرئة دون جرح أو قتل الفئران هي أداة هامة في أبحاث السرطان الرئة. على الرغم من أن هناك عددا من الطرق التي تم نشرها تبين كيفية تدخله الفئران لقياس وظائف الرئة، لا شيء هم دون مشاكل المحتملة لتقطير القصبة الهوائية السريع في أفواج كبيرة من الفئران. في هذه الورقة، ووصف طريقة بسيطة وسريعة تمكن محقق للقيام بمثل هذه instillations بطريقة فعالة. هذه الطريقة لا تتطلب أي أدوات خاصة أو إضاءة ويمكن تعلم مع الممارسة قليلة جدا. أنه ينطوي التخدير الماوس، مما يجعل شق صغير في الرقبة لتصور القصبة الهوائية، ومن ثم ادخال قسطرة وريدية مباشرة. إغلاق شق صغير بسرعة مع لاصق الأنسجة، ويسمح للفئران لاسترداد. يمكن للطالب المهرة أو فني تفعل instillations بمعدل من 2 دقيقة / الماوس. مرة واحدة روقال انه تم تأسيس السرطان، وكثيرا ما يكون هناك حاجة لتحليل نسيجية الكمي للرئتين. علم الأمراض تقليديا عادة لا تهتم لتوحيد التضخم الرئة أثناء التثبيت، وغالبا ما تستند التحليلات على نظام تسجيل النقاط التي يمكن أن تكون ذاتية تماما. في حين أن هذا قد يكون وقت كاف بما فيه الكفاية لتقديرات الإجمالية لحجم الورم في الرئة، أي الكمي stereological السليم للبنية الرئة أو خلايا يتطلب إجراء التثبيت استنساخه واللاحق قياس حجم الرئة. نحن هنا وصف إجراءات بسيطة يمكن الاعتماد عليها لتحديد كلا الرئتين تحت ضغط ومن ثم قياس دقيق لحجم الرئة الثابتة. والشرط الوحيد هو توازن المخبرية التي هي دقيقة على مجموعة من 1 ملغ-300 غرام. الإجراءات المعروضة هنا وبالتالي يمكن أن تحسن بشكل كبير من القدرة على خلق وعلاجه، وتحليل سرطان الرئة في الفئران.
Introduction
لعدد من الأسباب، سرطان الرئة لم يتم دراستها على نطاق واسع في الماوس. وأحد أسباب ذلك هو أن الوصول إلى الرئة من الصعب جدا في الجسم الحي، وليس عادة يتم التحليل الكمي من الرئتين الثابتة. تم تصميم الطرق الموضحة في هذه الورقة لتصحيح هذا الوضع. الأهداف هنا هي لوصف أساليب بسيطة من شأنها أن تساعد إلى حد كبير في إعداد وتحليل الماوس الرئتين مع سرطان الرئة أو أمراض أخرى. في حين أن أيا من هذه الطرق هي جديدة تماما، لم تكن قد قدمت معا وسائل مستقل في الطريقة المبسطة كما هو موضح هنا.
كان هناك عدد من المخطوطات التي وصفتها وسائل لالتنبيب من الرئة الماوس في المقام الأول لغرض القيام ظائف الرئة تكرار أو غسل القصبات في الفئران الفردية في الدراسات الطولية. منذ أن الورقة الأصلية، كانت هناك العديد من الصحف الاخرى التي وصفت أساليب مختلفة لمذكرات التفاهمالبريد التنبيب 1 -9. وفي حين أن جميع هذه الأساليب يمكن أن تستخدم بنجاح، وعادة ما تتطلب قدرا كبيرا من التدريب، وغالبا ما تكون لا تخلو من نسبة الفشل غير بديهي. وبالإضافة إلى ذلك، من أجل إجراء قياسات وظائف الرئة، تحتاج قنية لتناسب القصبة الهوائية بإحكام بما فيه الكفاية بحيث لا يوجد أي تسرب الهواء. ومع ذلك، الاستخدام العملي آخر لالتنبيب هو تقديم وكلاء محددة (الخلايا السرطانية أو إهانات أخرى) أو العقاقير العلاجية مباشرة إلى الرئة. لا يتطلب هذا الإجراء قنية الضيقة ولا أي معدات متطورة وظائف الرئة. ميزة جديدة لهذا الأسلوب هو موضح هنا ينطوي على إجراء العمليات الجراحية البسيطة التي تسمح للتنبيب دون أي إمكانية للقنية دخول المريء. هذا النهج بسيط يمكن التنبيب ناجحة مع التدريب أو الخبرة قليل نسبيا. ما يصل الى 30 الفئران / ساعة يمكن علاجها باستخدام هذا النهج مع نسبة الفشل تقترب من الصفر.
مرة واحدة رانه الفئران تكون جاهزة للضحى، ثم يمكن إزالة الرئتين المصابين أو سرطانية لنسيجية وتحليل الباثولوجي. ومع ذلك، من أجل تحديد أي المتغيرات نسيجية بشكل صحيح للمقارنة مع غيرها من الرئتين، من الضروري توحيد إجراءات تثبيت وتحديد بشكل صحيح حجم الرئة الثابتة 10. وتصف هذه الورقة بالتفصيل الإجراءات البسيطة التي تسمح إجراءات التثبيت موحدة وكذلك وسيلة لقياس حجم الرئة الثابتة. حجم هو المقياس الأساسي في تحديد مقدار الأنسجة، لأنه بدون مثل هذا القرار الحجم، الكثافة النسبية فقط ويمكن قياس 10. مرة واحدة ومن المعروف أن حجم الرئة، ومع ذلك، يمكن بعد ذلك كميا القياسات المطلقة للخلايا والقياسات الهيكلية الأخرى في الرئة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
يصف بروتوكول التالية النظام الذي يعمل بشكل جيد في 20-35 ز الفئران. طريقة يمكن بسهولة للتكيف مع الفئران أكبر أو أصغر ببساطة عن طريق تغيير حجم القسطرة. وتمت الموافقة على جميع البروتوكولات الحيوانية من لجنة رعاية واستخدام الحيوان جامعة جونز هوبكنز.
1. الرئة تقطير
- اختيار واحد بوصة طويلة 20 ز قنية في الوريد التجارية لاستخدامها في التنبيب.
- تعديل طرف القسطرة الانحناء يدويا لتوليد انحناء خفيف في الطرف كما هو موضح في الشكل 1.
- تخدير الفأر مع خليط من الكيتامين (100 ملغ / كلغ) وزيلازين (15 ملغ / كلغ) حقن IP، وتأكيد التخدير بسبب عدم وجود حركة لا ارادي. تطبيق مرهم البيطرية على العيون مباشرة بعد التخدير. مباشرة بعد التخدير يتم تطبيق مرهم البيطرية على العيون وتعطي كاربروفين (5-10 ملغ / كغ SQ) لمرحلة ما بعد العمليات الجراحية وتقطير التسكين.
- وضع مذكرة تفاهمحد ذاته مستلق على منصة منحدر. كما هو مبين في الشكل 2، الموثق مكتب كبير مع الحلقات خياطة مسجلة على يعمل بشكل جيد تماما.
- حلق جزء البطني من الرقبة ونظيفة وتطهير منطقة الرقبة مع 70٪ كحول. مع قفازات جديدة حرة latex- ومسحوق، واستخدام الأدوات الجراحية تطهيرها مع الكحول 70٪.
- باستخدام مقص حاد إجراء شق جراحي صغير في الرقبة حوالي 12 ملم دون أدنى القاطعة.
- مع ملقط برفق الجلد في الرقبة caudally حتى يمكن رؤية الجدار البطني من القصبة الهوائية.
- سحب بلطف اللسان وإدراج قنية مع طرف عازمة يميل نحو السطح البطني للفأرة. كما هو الحال في 1.4، وسحب بلطف على الجلد في الرقبة، وإدراج قنية في القصبة الهوائية.
ملاحظة: مع القليل من الممارسة، والقسطرة تكون مرئية تتحرك إلى أسفل القصبة الهوائية. إذا كان يذهب في المريء، ثم لن يكون هناك رؤية بصرية لحركة القسطرة ل. لا شقوقتتم في القصبة الهوائية. - مرة واحدة وينظر القسطرة في القصبة الهوائية في الرقبة، وتقدمت عليه حوالي 5 ملم ليكون موثوق مرت الحبال الصوتية ولكن لا يزال أعلى بكثير من كارينا.
- الاستعداد لغرس ما يصل إلى 50 ميكرولتر من السوائل عن طريق حقن عن طريق القسطرة مع ماصة هلام التحميل. ضع طرف في محور بالتركيبة، ولكن قبل حقن نظرة بعناية لمراقبة حركة السوائل في وقت واحد مع طرف التنفس الفأر. ثم حقن instillate.
- مع حقنة 1 مل، والقيام على الفور التضخم السريع نسبيا من 0.6 مل من الهواء إلى الرئتين عن طريق القسطرة للمساعدة في توزيع السائل في عمق الرئتين. إزالة قنية.
- إزالة قنية.
- استخدام كمية صغيرة من لاصقة cyanoacrylate لإغلاق الجروح الصغيرة وفقا لحزمة تعليمات إدراج لVetBond. وضع الفئران في أقفاص الفردية ومراقبة بصريا لهم حتى يستيقظ والتصرف بشكل طبيعي دون أي إشارة من discomfأورط.
2. الرئة التثبيت
ملاحظة: عندما تتم جميع الإجراءات التجريبية في الماوس، والرئتين ويمكن تجهيزها للمعالجة نسيجية من قبل التثبيت مع الفورمالديهايد (أو أي تثبيتي المطلوب الآخرين).
- التضحية الماوس مع إجراء مقبولا IACUC. الماوس تمثيلي يظهر في شريط الفيديو، يتم استخدام خلع عنق الرحم من الفأرة تخدير.
- إجراء القصبة الهوائية (إن لم تكن قد فعلت) من خلال تعريض جراحيا الجانب البطني من القصبة الهوائية، مما يجعل قطع صغيرة، وإدراج 18 G كعب إبرة معلومات سرية إلى القصبة الهوائية، وربطه مع الموضوع.
- فتح بعناية الصدر مع شق خط الوسط، وقطع بعيدا الحجاب الحاجز، وإزالة الجدران الصدر الجانبية لفضح الرئتين.
- قم بتوصيل الطرف بالتركيبة من الإبرة إلى خزان على موقف حلقة تحتوي على الفورمالديهايد. انظر الشكل 3.
- ضبط السطح العلوي من الفورمالديهايد 25 سم فوق مستوى مذكرة التفاهمحد ذاتها. انظر الشكل 3. التالي التأكد من عدم وجود الهواء في الأنبوب التثبيت عن طريق تشغيل السوائل من نهاية محبس. قم بتوصيل الطرف بالتركيبة للقنية القصبة الهوائية للأنابيب الخزان. فتح محبس لتضخيم الرئتين مع الفورمالديهايد. ترك الرئتين تحت ضغط لمدة 20 دقيقة على الأقل.
- فتح محبس لتضخيم الرئتين مع الفورمالديهايد. ترك الرئتين تحت ضغط لمدة 20 دقيقة على الأقل.
- وبعد ذلك، ربط قبالة القصبة الهوائية بعد نهاية الإبرة كعب. ومما قد يساعد على التراجع ببطء على الإبرة لفضح أكثر من القصبة الهوائية uncannulated. عندما مرتبطة بشكل آمن، وإزالة محبس.
- تشريح بعناية الرئتين.
- وضع الرئتين في الفورمالديهايد بين عشية وضحاها. أوقات أطول على ما يرام، وبعض البقع أو إجراءات قد تحدد أوقات محددة. أيضا أي مثبتات السائلة الأخرى، مثل ض الإصلاح يمكن أن تستخدم للتقطير والغمر.
- مزيد من المعالجة قبل نسيجية، قياسحجم الرئة ثابتة كما هو موضح المقبل.
3. قياس حجم الرئة الثابتة
- قياس حجم الرئة باستخدام مبدأ أرخميدس كما هو موضح في الشكل (4). إزالة الرئة الثابتة من الفورمالديهايد وتشريح القلب وأي نوع من الأنسجة غير الرئة الأخرى.
- استخدام محلية الصنع جهاز دعم سلك بسيط شيدت في وقت سابق ان يستخدم للحفاظ على الرئتين بشكل كامل تحت الماء.
ملاحظة: يحتاج هذا الجهاز ليكون ذلك متوافقا مع أيهما التوازن يتم استخدامه. ويرصد جهاز نموذجي هو مبين في الشكل (5) من الماصات البلاستيكية ورقيقة (20 G) سلك. هذا النظام يعمل بشكل جيد مع توازن المستخدمة في الفيديو، ولكن يمكن بسهولة أن تتكيف مع معظم مختبر الموازين. - ضع الكأس مع ≈200 مل من الماء على التوازن والفارغة مع القفص دعم المعمول بها في الماء. انظر الشكل 6 إزالة قفص معدني؛ وضع الرئة على سطح الماء والضغط تحت الماءمع القفص.
- تسجيل الوزن على الميزان. ويعكس هذا الرقم حجم الماء المزاح وبالتالي فهو مقياسا مباشرا للحجم الرئة. كن حذرا للتأكد من الرئة أو خياطة أو أي جزء من القفص الأسلاك لا تلمس الجانبين أو أسفل الكأس.
- للتأكد من دقتها، كرر هذا القياس. إزالة الرئة من الماء، ويجف على الأنسجة. الفارغة الكأس مع قفص في المكان مرة أخرى وتكرار قياس حجم الرئة. ثم ينبغي أن متوسط القياسات مجلدين.
ملاحظة: إذا ترك الرئتين في الفورمالين لأكثر من حوالي أسبوع، وسوف يتم حلها في الهواء في الرئتين في السائل. وعندما يحدث ذلك، فإن الرئة تغرق، لذلك لم يعد من الضروري استخدام أي جهاز كما في الشكل (5) للحفاظ على الرئة المغمورة. في هذه الحالة يمكن قياس حجم التداول بنسبة ببساطة عن طريق الضغط على الرئة واحدة من سلاسل خياطة حتى يتم مغمورة تماما كما هو موضح في الشكل (4).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
الإجراء يصف في البروتوكول الأول لا في حد ذاته يؤدي إلى أية نتائج المعمم. فهو يصف سوى وسيلة موثوقة جدا لغرس المواد مباشرة إلى القصبة الهوائية. الشكل 7 يبين مثال على الرئة التي تم غرسها الأزرق التريبان مع الطريقة الموصوفة هنا. هناك توزيع واسع النطاق للصباغة، على غرار ما كان ينظر مع الأصباغ أو استشفاف أخرى تعطى مباشرة إلى القصبة الهوائية أو الفئران 11،12. وقد استخدمنا أيضا هذا الأسلوب لتحقيق إما بليوميسين أو الإيلاستاز إلى الرئة، مما يؤدي إلى تليف واسع النطاق أو انتفاخ الرئة، على التوالي.
الإجراءات الموضحة لقياس التغيرات الهيكلية في الرئتين بعد الوفاة توفر البيانات على وحدات التخزين الرئة ثابتة عند ضغط 25 سم H 2 O. قياسات حجم هذه ضرورية لتحويل القياسات نسيجية مشاركات اللاحقة من الخلايا او الانسجة الكثافة في مجموع أرقام 10. هذه الورقة فقط ديالكتبة وسيلة للحصول على حجم الرئة دقيقة للغاية. في تسعة 10-12 أسبوع من العمر الفئران السليمة BALB / ج قمنا بقياس متوسط (± SD) حجم الرئة الثابتة 0.82 ± 0.09 مل مع حجم الرئة اليسرى الحاضر حوالي 30٪ من المجموع. في BALB الفئران / ج تعطى 3 U الإيلاستاز البنكرياس (مع الطريقة الموصوفة في هذه الورقة) لتوليد انتفاخ الرئة التجريبية، زاد الرئة حجم ثابت إلى 1.15 ± 0.13 مل، مع جزء الرئة اليسرى المتبقية بنسبة 30٪.
الشكل 1: قسطرة الوريد مع تلميح منحنية قليلا تستخدم لتقطير.
الشكل 2: منحدر الموثق 3-الحلبة تستخدم لدعم الفئران لالتنبيب إعداد لعقد 3 الفئران هذا الموثق.
الرقم 3: الفورمالين شغل في خزان على عصابة تقف متصلا الماوس، مع أعلى من السائل تعيين 25 سم فوق الماوس ينبغي عادة أن يتم ذلك في تثبيت غطاء الدخان.
الرقم 4: أرخميدس المبدأ وزن الماء المزاح من قبل الكائن المغمور يساوي حجم الجسم. لأن الرئة يحتفظ عادة بعض الهواء المتبقية، وهناك حاجة إلى الجهاز كما في الشكل (5) للحفاظ على الرئة المغمورة تماما.
الرقم 5: جعلت مختبر الدعم لحفظ الرئتين تحت الماء تماما الأجهزة.شيدت من الماصات البلاستيكية والأسلاك المعدنية.
الشكل 6: مختبر المقاييس مع كوب وجهاز غمر tared استعداد لقياس حجم الرئة.
الرقم 7: مثال على الرئة نظرا الأزرق التريبان عن طريق القسطرة التنبيب.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
الإجراءات المذكورة هنا لديها العديد من المزايا. أولا المعدات المطلوبة بسيطة وغير مكلفة. ثانيا، التنبيب يمكن أن يتم بسرعة مع أخطاء قليلة. ثالثا، القدرة على إصلاح الرئتين عند ضغط ثابت، ومن ثم قياس حجم الرئة ثابتة تسمح الكمي السليم للهياكل أو الخلايا في الرئة 10.
واحد السلبي المحتمل للالتنبيب هو عملية جراحية بسيطة. هذا قد يحد من القدرة على تكرار الإجراء إذا كنت بحاجة لتقطير 2 الثانية. ومع ذلك، مع جراحة دقيقة وتطبيق لاصقة كنا قادرين على القيام بشكل روتيني تقطير الثاني بعد أسبوع أو اثنين. إذا طلب instillations المتكررة المستمرة أو إذا كانت هناك حاجة متكررة اختبارات وظائف الرئة، قد يكون نهج التنبيب آخر أكثر من المرغوب فيه 13،14.
في القيام تقطير، هناك العديد من المسائل العملية التي ينبغي ذكرها. فمن المهم رس يكون لطيف ممكن مع حركة اللسان في الافتتاح الأولي للفم. في حالة استخدام الملقط، يجب تغطية النصائح مع أنابيب مطاطية، لأنه من السهل أن تجرح اللسان، وهذا يمكن أن يؤدي إلى الموت من الفأرة. على الرغم من أن أساليب هنا كانت مصممة للاستخدام الأنابيب من الفئران الأكبر سنا من 6 أسابيع، ويمكن بسهولة أن تتكيف مع الفئران الأصغر سنا.
وقد تم تصميم الداخلي تقطير لدينا في البداية كبديل للطريقة تطلع الفم والبلعوم 11. في حين أن هذا الأسلوب الأخير يمكن تعلمها بسهولة، الحجم الفعلي تسليمها إلى الرئة لا يزال غير مؤكد، لأن بعض instillate يبقى في البلعوم ويحصل على ابتلاعها. مع تقطير مباشر إلى القصبة الهوائية والرئة التضخم لاحق كما نظهر هنا، يتم تسليم instillate مباشرة إلى الرئة. ومن الجدير بالذكر أنه على الرغم من أنه من الممكن استخدام التنبيب لتسليم المواد مباشرة الى القصبة الهوائية 11،12، ويمكن لهذه التنبيب داماجى مجرى الهواء العلوي أو الحبال الصوتية، وبشكل عام يتطلب مستوى أعلى بكثير من التدريب لضمان نسبة نجاح 100٪ أن يسمح الإجراء لدينا.
إجراء تثبيت وصفنا يشبه ما يستخدم العديد من المحققين. غالبا ما يكون هناك بعض التباين في الضغط التضخم تستخدم لتثبيتي، لكننا نرى أن 25 سم H 2 O هو حل وسط معقول أن تحافظ على الرئة مضخمة بشكل كامل دون ضرر محتمل من الإفراط في التضخم. وتجدر الإشارة، مع ذلك، أنه على الرغم من أنه قد يبدو أن الرئة تضخم مع السائل إلى 25 سم H 2 O ينبغي أن يكون في حجم وثيقا لماذا قد تكون القدرة الإجمالية للرئة مع التضخم الهواء في 35 سم H 2 O، وهذا هو بعيدا عن الحقيقة. في الواقع، فإن التضخم مع تثبيتي النتائج عموما في وحدة في 70٪ من قدرة 15،16 الرئة الهواء. ومع معالجة لاحقة مع البارافين التضمين، وحجم الرئة فعال عرضها في أقسام نسيجية من المرجح أدناه كاليفورنيا الوظيفية المتبقيةpacity (FRC). تثبيتي الأكثر شيوعا هو الفورمالين أو ض الإصلاح، ولكن لتلطيخ المناعية، وغالبا ما يتطلب مزيجا glutaraldehye. سوف يحتاج الباحثون لاختيار تثبيتي اعتمادا على ما تحتاج إلى أن تكون ملطخة، ولكن مزيد من المناقشة من تثبيتي الأمثل هو خارج نطاق هذه الورقة الأساليب.
من أجل القيام التحليل الكمي السليم للأقسام نسيجية فمن الضروري أن يكون هناك قياس حجم الرئة 10. على الرغم من أنه من الممكن الحصول على حجم الرئة من سلسلة كاملة من مسلسل أقسام (طريقة كافاليري)، في الماوس الرئتين غالبا ما يكون أسهل لقياس حجم الرئة ببساطة الثابتة كما وصفناها في هذه الوثيقة والفيديو. الإجراء وصفنا لا يستغرق سوى ثوان لبه، وينبغي أن يتم بشكل روتيني مع جميع التثبيتات الرئة. نضع في اعتبارنا، بيد أن حجم بالتالي قياس لا تمثل أي انكماش مع تجهيز والتضمين لاحق، وإذا كان هذا هو المهم، يجب على طريقة كافاليرياستخدامها. ملاحظة أخيرة بشأن هذا القياس حجم ثابت هو أن جزء من حجم الرئة في الرئة اليسرى في الرئتين الثابت هو أصغر بكثير من تلك التي تم قياسها في الجسم الحي. وأظهر التصوير المقطعي للرئتين في الجسم الحي من سلالتين من الفئران في القدرة الوظيفية المتبقية الرئة اليسرى إلى أن حوالي 40٪ من مجموع 17، في حين أنه بشكل عام فقط 30٪ في القياسات المذكورة أعلاه من الرئتين ثابتة عند 25 سم H 2 O . في الوقت الحاضر، ونحن لا نفهم لماذا هذا يجب أن تكون مختلفة جدا، ولكن ينبغي أن يوضع في الاعتبار عند تحليل التغيرات في تحليلات نسيجية الكمية. وفيما يتعلق الدراسات سرطان الرئة، وجود قياس حجم الرئة تمكن محقق لتطبيع البيانات على desnsities كيميائية معينة أو كثافة من أنواع الخلايا المختلفة لبالأرقام المطلقة في الورم كله أو الرئة كلها بشكل صحيح.
وباختصار، فإن إجراء التنبيب يصف هنا غير مكلفة لصنعوسهلة الاستعمال، وينبغي أن تمكن معظم المحققين وفنيي المختبرات على التعلم بسرعة لغرس بنجاح السوائل في الرئتين الفأر مع خبرة قليلة نسبيا. وبالإضافة إلى ذلك، فإن إجراءات التثبيت وحجم الرئة القياس لتحليل نسيجية من الرئتين توفر وسيلة للتحليل الكمي للتكرار والسليم لخلايا الرئة وبنية الرئة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Laboratory Balance | Ohaus | Adventurer Pro Model AV 313 | Other balances can be used if they have a range of 1-300 g |
| 20 g Luer intravenous catheter | Insylte | Several other possible vendors, e.g., Jelco Optiva | |
| 500 ml laboratory bottle | Various | Several other possible vendors |
References
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
- Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice. Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory. 41, 128-135 (2007).
- Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab animal. 35, 39-42 (2006).
- Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European review for medical and pharmacological sciences. 8, 103-106 (2004).
- Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Laboratory animals. 37, 204-206 (2003).
- Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).
- Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
- Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. J Appl Physiol. 90, 1111-1117 (2001).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of visualized experiments : JoVE. , e50601 (2013).
- Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).
- Lum, H., Mitzner, W. Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage. American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).
- Bishai, J., Fields, M. J., Mitzner, W. Comparison of Mouse Lung Volumes Inflated with Air and Instilled Fixatives. Proc Am Thorac Soc. 3, A549 (2006).
- Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. In vivo measurement of lung volumes in mice. Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).
