Summary
המטרה של מאמר זה היא לתאר שיטות פשוטות שיסייעו מאוד בהגדרה והניתוח של ריאות עכבר עם סרטן ריאות או פתולוגיות אחרות. אנו מציגים 3 פרוטוקולים פשוט ואמין לביצוע instillations ריאות, קיבעון, ומדידות נפח ריאות.
Abstract
היכולת להחדיר סוכנים חיים, תאים, או כימיקלים ישירות לתוך הריאות מבלי לפגוע או להרוג את העכברים היא כלי חשוב בחקר סרטן הריאה. אמנם יש מספר השיטות שפורסמו מראים כיצד לצנתר את העכברים למדידות תפקוד הריאתי, אף אחד מהם ללא בעיות פוטנציאליות להחדרה לקנה הנשימה מהירה בקבוצות גדולות של עכברים. בעבודה הנוכחית, שיטה פשוטה ומהירה מתוארת המאפשרת חוקר לבצע instillations כזה בצורה יעילה. השיטה אינה דורשת כל כלים או תאורה מיוחדים וניתן ללמוד עם תרגול מעט מאוד. היא כרוכה בהרדמת עכבר, ביצוע חתך קטן בצוואר כדי להמחיש את קנה הנשימה, ולאחר מכן החדרת צנתר לוריד ישירות. החתך הקטן סגור במהירות עם דבק רקמות, והעכברים אפשרו להתאושש. סטודנט או טכנאי מיומן יכול לעשות instillations בשיעור ממוצע של 2 דקות / עכבר. ברגע שלאהוא הסרטן שהוקם, יש לעתים קרובות צורך בניתוח הכמותי היסטולוגית של הריאות. באופן מסורתי פתולוגים בדרך כלל לא טורח לתקן אינפלציה ריאות במהלך קיבעון, וניתוחים מבוססים לעתים קרובות על שיטת ניקוד שיכול להיות די סובייקטיבי. אמנם זה עשוי להיות מתישהו מספיק הולם לאומדנים גולמי של הגודל של גידול ריאה, כל כימות stereological נכון של מבנה ריאות או תאים דורש הליך קיבעון לשחזור ומדידת נפח ריאות שלאחר מכן. כאן אנו מתארים נהלים אמינות פשוטים עבור שני תיקון הריאות תחת לחץ ולאחר מכן מדידה מדויקת הקבוע נפח הריאות. הדרישה היחידה היא משקל למעבדה כי הוא מדויק על פני טווח של G-300 מ"ג 1. הנהלים שהוצגו כאן ובכך יכולים לשפר באופן משמעותי את היכולת ליצור, לטפל, ולנתח סרטן הריאות בעכברים.
Introduction
למספר הסיבות, סרטן הריאות לא נחקר באופן נרחב בעכבר. אחת סיבות לכך היא שגישה לריאות קשה מאוד in vivo, וניתוח כמותי של ריאות קבועים לא נעשה בדרך כלל. השיטות שתוארו במאמר זה נועדו לתקן את המצב. המטרות הן מסמך לתאר שיטות פשוטות שיסייעו מאוד בהגדרה והניתוח של ריאות עכבר עם סרטן ריאות או פתולוגיות אחרות. למרות שאף אחד של גישות אלה הם חדשים לגמרי, הם לא הוצגו יחד כשיטות עצמאיות באופן פשוטים כפי שמתואר כאן.
יש כבר מספר כתבי היד שתארו שיטות לאינטובציה של ריאות העכבר בעיקר לצורך עושה תפקוד הריאתי חוזר או שטיפה ברונכואלוואולרית בעכברים בודדים במחקרים ארוכי טווח. מאז שנייר מקורי, היו כמה עיתונים אחרים שתארו גישות שונות לmousאינטובציה דואר 1 -9. בעוד שכל אחת מהשיטות הללו יכולים לשמש בהצלחה, הם בדרך כלל דורשים הכשרה רבה, ולעתים קרובות הם לא בלי שיעור כישלון טריוויאלי. בנוסף, על מנת לבצע מדידות תפקוד הריאתי, הצינורית צריכה להתאים את קנה הנשימה חזק מספיק כך שאין דליפת אוויר. עם זאת, עוד שימוש מעשי לאינטובציה הוא לספק סוכנים ספציפיים (תאים סרטניים או עלבונות אחרים) או תרופות טיפוליות ישירות לריאות. הליך כזה אינו דורש צינורית הולמת הדוקה ולא כל ציוד תפקוד הריאתי מתוחכם. התכונה החדשנית של שיטה זו המוצגת כאן כרוכה הליך כירורגי קטין שמאפשר אינטובציה, ללא כל אפשרות של צינורית הזנת הוושט. גישה פשוטה זו מאפשרת אינטובציה מוצלחת עם הכשרה או ניסיון מועט יחסית. כ -30 עכברים / שעה ניתן לטפל באמצעות גישה זו עם שיעור כישלון מתקרב לאפס.
ברגע שלאהוא העכברים מוכנים להקריב, הריאות נפצעו או סרטניים אז יכולות להיות הוסרו להיסטולוגית וניתוח פתולוגי. עם זאת, על מנת לכמת כראוי כל משתנים היסטולוגית להשוואה עם ריאות אחרות, זה חיוני כדי לתקנן את נהלי הקיבעון ולכמת את נפח ריאות הקבוע 10 כראוי. מאמר זה מתאר בפירוט את הנהלים הפשוטים שיאפשר נהלי קיבעון סטנדרטיים, כמו גם דרך למדוד קבוע נפח הריאות. הנפח הוא מדד חיוני בכימות של היסטולוגיה, שכן ללא קביעה כאמור נפח, ניתן למדוד רק צפיפות היחסית 10. ברגע שנפח הריאות ידוע, עם זאת, מדידות מוחלטות של תאים ומדידות מבניות אחרות בריאות אז יכולות להיות לכימות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
הפרוטוקול הבא מתאר מערכת שעובדת היטב בעכברים גרם 20-35. השיטה יכולה בקלות להיות להתאמה לעכברים גדולים יותר או קטנים יותר פשוט על ידי שינוי גודל קטטר. כל פרוטוקולי בעלי החיים אושרו על ידי ועדת בעלי החיים באוניברסיטת ג'ונס הופקינס הטיפול ושימוש.
1. ריאות החדרה
- בחר צינורית מסחרית אינץ 'אחד ארוכת 20 גרם תוך ורידי לשימוש עבור אינטובציה.
- שנה את קצה צנתר כיפוף ידני בו כדי ליצור עקמומיות קלה בקצה כפי שמודגם באיור 1.
- להרדים את העכבר בתערובת של קטמין (100 מ"ג / קילוגרם) ו xylazine (15 מ"ג / קילוגרם) שהוחדר IP, ולאשר הרדמה על ידי היעדר תנועת רפלקס. החל משחה וטרינרים בעיניים מייד לאחר הרדמה. מייד לאחר ההרדמה להחיל משחה וטרינרים בעיניים ולתת carprofen (5-10 מ"ג / קילוגרם SQ) לשיכוך כאבים לאחר ניתוח והחדרה.
- מניחים את mouפרקדן se על פלטפורמה משופעת. כפי שניתן לראות באיור 2, קלסר המשרדי גדול עם לולאות תפר הדביק על עבודות היטב.
- לגלח את החלק הגחוני של הצוואר ולנקות ולחטא את אזור הצוואר עם אלכוהול 70%. עם כפפות חופשיות latex- והפודרה חדשות, להשתמש במכשירי ניתוח לחטא עם אלכוהול 70%.
- באמצעות מספריים חדים לעשות חתך ניתוחי קטן בצוואר כ -12 מ"מ מתחת לשן החותכת התחתונה.
- עם מלקחיים משוך בעדינות את העור בצוואר caudally עד קיר הגחון של קנה הנשימה שניתן לראות.
- בעדינות לחזור בי הלשון ולהכניס את הצינורית עם הקצה המכופף המוטה לכיוון פני השטח הגחון של העכבר. כמו ב1.4, למשוך בעדינות על העור בצוואר, והכנס את הצינורית לקנה הנשימה.
הערה: עם קצת תרגול, קטטר תהיה גלויה נעה כלפי מטה את קנה הנשימה. אם זה הולך בוושט, אז לא תהיה תצפית חזותית של התנועה של קטטר. אין חתכיםנעשים בקנה הנשימה. - ברגע שהצנתר ראה בקנה הנשימה בצוואר, מתקדם זה כ -5 מ"מ להיות מהימן עבר מיתרי קול, אבל עדיין הרבה מעל קארינה.
- הכן להנחיל עד 50 μl של נוזל על ידי הזרקה באמצעות הצנתר עם קצה פיפטה טעינת ג'ל. הנח את הקצה ברכזת luer, אבל לפני הזרקת מבט זהירות להתבונן תנועה של הנוזל בקצה סינכרוני עם הנשימה של העכבר. אז להזריק instillate.
- עם מזרק 1 מיליליטר, לעשות מייד אינפלציה מהירה יחסית של 0.6 מיליליטר של אוויר לריאות דרך קטטר כדי לעזור להפיץ עמוק נוזל לריאות. הסר את הצינורית.
- הסר את הצינורית.
- השתמש בכמות קטנה של דבק cyanoacrylate כדי לסגור את פצע הניתוח הקטן לפי הוראות עלון לVetBond. מניחים עכברים בכלובים בודדים וחזותיים לפקח עליהם עד שהם מתעוררים ומתנהגים כרגיל ללא כל אינדיקציה discomfאורט.
2. ריאות קיבוע
הערה: לאחר שכל הליכי הניסוי נעשים בעכבר, ניתן הכינו הריאות לעיבוד היסטולוגית על ידי קיבוע עם פורמלדהיד (או כל מקבע רצוי אחרים).
- להקריב את העכבר עם הליך מקובל IACUC. לעכבר הנציג מוצג בסרטון, משמש נקע בצוואר הרחם של עכבר הרדים.
- לבצע הנשמה (אם לא עשה) על ידי ניתוח חושף את הצד הגחוני של קנה הנשימה, מה שהופך אותו חתך קטן, והחדרת קצה מחט בדל 18 G לתוך קנה הנשימה, ולקשור אותו עם חוט.
- לפתוח בזהירות את בית החזה עם חתך קו האמצע, לחתוך את הסרעפת, ולהסיר את קירות חזה לרוחב כדי לחשוף את הריאות.
- חבר את קצה luer של המחט למאגר על דוכן טבעת המכיל פורמלדהיד. ראה איור 3.
- הגדר את המשטח העליון של פורמלדהיד 25 סנטימטרים מעל לרמה של mouSE. ראה איור 3. הבא לוודא שאין אוויר בצינור הקיבעון על ידי הפעלת נוזל החוצה סוף ברזלים. חבר את קצה luer של הצינורית לקנה הנשימה לצינורות המאגר. פתח את השסתום כדי לנפח את הריאות עם פורמלדהיד. השאר את הריאות תחת לחץ לפחות 20 דקות.
- פתח את השסתום כדי לנפח את הריאות עם פורמלדהיד. השאר את הריאות תחת לחץ לפחות 20 דקות.
- בשלב הבא, לקשור את קנה הנשימה מעבר לקצה של מחט הבדל. זה עשוי לעזור למשוך בחזרה לאט על המחט לחשוף יותר של קנה הנשימה uncannulated. כשקשור באופן מאובטח, להסיר את ברזלים.
- זהירות לנתח את הריאות.
- מניחים את הריאות בפורמלדהיד הלילה. פעמים יותר בסדר, וכמה כתמים או לנהלים עלולים לציין שעות מסוימות. כמו כן כל fixatives נוזל אחר, כגון Z-תיקון יכול לשמש להחדרה והטבילה.
- לפני עיבוד היסטולוגית נוסף, למדודקבוע הריאה כפי שתואר הבא הנפח.
3. מדידה של נפח הריאות הקבוע
- מדוד את השימוש בעיקרון ארכימדס כפי שמודגם באיור 4 נפח הריאות. הסר את הריאות קבועות מפורמלדהיד ולנתח את הלב ואת כל רקמה הלא-ריאה אחרת.
- השתמש במכשיר שנבנה בעבר פשוט תוצרת בית תמיכת תיל המשמש כדי לשמור על הריאות מתחת למים באופן מלא.
הערה: מכשיר זה צריך להיעשות בקנה אחד עם לפי המאזן נמצא בשימוש. מכשיר טיפוסי מוצג באיור 5 עשוי מהפלסטיק וטפטפות חוט הדק (20 G). מערכת זו פועלת היטב עם האיזון בשימוש בוידאו, אבל יכולה בקלות להיות מותאמת למרבית מאזני המעבדה. - מניחים כוס עם ≈200 מיליליטר של מים על האיזון וטרה עם הכלוב תומך במקום במים. ראה איור 6 הסר את כלוב המתכת.; למקם את הריאות על פני המים ולחצו מתחת למיםעם הכלוב.
- רשום את המשקל על היתרה. מספר זה משקף את נפח מים שנעקרו ולכן מדידה ישירה של נפח הריאות. להיות זהיר כדי לוודא ריאות או תפר או בכל חלק של כלוב התיל לא נוגע בצדדים או בתחתית של הכוס.
- לדיוק, לחזור על מדידה זו. הסר את הריאות מהמים, ויבשות ברקמה. הטרה הכוס עם כלוב במקום שוב ולחזור על מדידת נפח ריאות. שתי מדידות הנפח אמורים להיות בממוצע.
הערה: אם הריאות נשארות בפורמלין ליותר משבוע על, האוויר לריאות יפורק בנוזל. כאשר זה קורה, הריאות ישקעו, כך שזה כבר לא צורך להשתמש בכל מכשיר כמו באיור 5 כדי לשמור על הריאות שקועות. במקרה כזה הנפח ניתן למדוד על ידי פשוט על ידי לחיצה על הריאות על ידי אחד ממייתרי התפר עד שהוא שקוע לחלוטין כפי שמודגם באיור 4.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
ההליך לתאר בפרוטוקול הראשון אינו בעצמו הביא לשום תוצאות כלליות. זה רק מתאר אמצעי אמין מאוד להחדיר חומרים ישירות לקנה הנשימה. איור 7 מציג דוגמא של ריאות בי trypan הכחול הוחדרה עם השיטה המתוארת כאן. יש הפצה נרחבת של הצבע, דומה למה שכבר ראה עם צבעים אחרים או קליעים נותבים ניתנו ישירות לתוך קנה הנשימה או עכברי 11,12. יש לנו גם השתמשתי בשיטה זו כדי לספק גם bleomycin או אלסטט לריאות, מה שגורם בסיסטיק הנפוץ או אמפיזמה, בהתאמה.
הנהלים תיארו לכימות השינויים המבניים בנתיחה שלאחר המוות ריאות לספק נתונים על נפחי הריאה קבועים בלחץ של 25 סנטימטרים H 2 O. מדידות נפח כזה הן חיוניות כדי להמיר מדידות היסטולוגית משוחדת הבאות של צפיפות תא או רקמה למספרים מוחלט 10. נייר זה רק דהסופרי האמצעי להשיג מדויק מאוד נפח ריאות. בתשעה עכברי BALB / ג הבריא 10-12 שבוע ישנים מדדנו ממוצע (± סטיית תקן) קבוע נפח ריאות של 0.82 ± 0.09 מיליליטר עם שמאל נפח הריאות להיות כ -30% מכלל. בBALB עכברים / ג ניתנו 3 U של אלסטט לבלב (עם השיטה המתוארת במאמר זה) כדי ליצור אמפיזמה הניסיונית, הנפח קבוע הריאות עלה ל 1.15 ± 0.13 מיליליטר, עם חלק הריאה השמאלית שנותר על 30%.
איור 1: קטטר תוך ורידים עם קצה מעוגל מעט משמש להחדרה.
איור 2: משופע קלסר 3-טבעת משמש לתמיכה בעכברים לאינטובציה קלסר זה הוקם כדי להחזיק 3 עכברים..
איור 3:. פורמלין מאגר מלא על טבעת עומד מחובר לעכבר, עם החלק עליון של נוזל להגדיר 25 סנטימטרים מעל עכבר קיבעון זה צריך להיות בדרך כלל נעשה במנדף.
איור 4:. ארכימדס עיקרון המשקל של מים שנעקרו על ידי אובייקט שקוע שווה הנפח של האובייקט. בגלל הריאות בדרך כלל שומרת על קצת אוויר שייר, יש צורך במכשיר כמו באיור 5 כדי לשמור על הריאות שקועות באופן מלא.
איור 5: מעבדה שנעשתה תמיכה לשמירה על ריאות מתחת למים לחלוטין התקנים.בנוי מהפלסטיק וטפטפות חוט מתכת.
איור 6: משקל למעבדה עם כוס ומכשיר שקיעת טיט מוכן למדידת נפח ריאות.
איור 7: דוגמא לריאות נתון trypan כחול דרך קטטר אינטובציה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
יש הנהלים שתוארו כאן יש מספר יתרונות. ראשון הציוד הנדרש הוא פשוט וזול. שנית, אינטובציה יכולה להיעשות במהירות עם כמה טעויות. שלישית, את היכולת לתקן את הריאות בלחץ מתמיד, ולאחר מכן למדוד את נפח ריאות הקבוע מאפשרת כימות נכונה של מבנים או תאים בריאה 10.
חסרון אפשרי אחת לאינטובציה הוא הניתוח הקטן. הדבר עלול להגביל את היכולת לחזור על התהליך אם נדרש החדרת 2 nd. עם זאת, בניתוח ויישום זהירים של הדבק שהיו מסוגל לעשות באופן שגרתי החדרה שנייה שבוע או שבועות מאוחר יותר. אם instillations חזר רציף נדרש או אם יש צורך בבדיקות תפקוד ריאתי חוזרות ונשנות, גישת אינטובציה אחרת עשויה להיות רצויה יותר 13,14.
בעושה החדרה, יש כמה בעיות מעשיות שיש לציין. זה לא חשובo להיות עדין ככל האפשר עם תנועה של הלשון בפתיחה הראשונית של הפה. אם מלקחיים משמשים, הטיפים צריכים להיות מכוסים בצינור גומי, שכן הוא קל לפגוע בלשון, וזה יכול להוביל למותו של העכבר. למרות שהשיטות כאן נועדו לאינטובציה של עכברים מבוגרים מ -6 שבועות, הם יכולים בקלות להיות מותאמים לעכברים צעירים.
הליך החדרה שלנו תוכנן בתחילה כחלופה לשיטה של שאיפת לוע תחתונה 11. בעוד שניתן ללמוד בקלות שיטה זו אחרונה, הנפח בפועל נמסר לריאות נשאר לא ברור, שכן חלק מinstillate נשאר בלוע ונבלע. עם החדרה ישירה לתוך קנה הנשימה וריאות אינפלציה שלאחר מכן כפי שמדגימים כאן, instillate מועבר ישירות לריאות. ראוי לציין כי, למרות שזה אפשרי להשתמש אינטובציה כדי לספק חומרים ישירות לקנה הנשימה 11,12, יכולה אינטובציה כגון דהקוסם הנשימה העליונה או מיתרי קול, ובאופן כללי דורש רמה הרבה יותר גבוהה של אימונים כדי להבטיח את שיעור ההצלחה של 100% שההליך שלנו מאפשר.
הליך הקיבעון אנו מתארים דומה למה שחוקרים רבים משתמשים. לעתים קרובות יש כמה השתנות בלחץ האינפלציה משמש למקבע, אבל אנחנו מרגישים שH 25 סנטימטר 2 O הוא פשרה סבירה ששומרת על הריאות מנופחות באופן מלא ללא נזק אפשרי מרחבי-אינפלציה. יש לציין, עם זאת, כי למרות שזה נראה שריאות מנופחות עם נוזל לH 25 סנטימטר 2 O צריכה להיות בהיקף קרוב למה שסך קיבולת הריאות עשויה להיות עם אינפלציה אוויר ב 35 סנטימטרים H 2 O, זה הוא רחוק מהאמת. למעשה, האינפלציה עם מקבע בדרך כלל תוצאות בנפח 70% מ15,16 קיבולת ריאות אוויר. ועם עיבוד שלאחר מכן עם הטבעת פרפין, יעיל הריאות נצפה בסעיפים היסטולוגית הנפח סביר מתחת CA שייר הפונקציונליpacity (FRC). מקבע הנפוץ ביותר הוא פורמלין או Z-תיקון, אבל עבור מכתים חיסוני, נדרשה לעתים קרובות תערובת glutaraldehye. חוקרים יצטרכו לבחור מקבע תלוי מה הוא צורך להיות מוכתמים, אבל דיון נוסף של המקבע האופטימלי הוא מעבר להיקף של נייר שיטות זה.
כדי לעשות ניתוח כמות נאות של סעיפים היסטולוגית זה הכרחי יש מדידה של נפח ריאות 10. למרות שניתן לקבל נפח ריאות מהרצף של קטעי סדרתי (שיטת Cavalieri) המלא, בריאות עכבר הוא לעתים קרובות פשוט פשוט למדוד קבוע נפח הריאות כפי שתארנו במסמך זה ווידאו. ההליך אנו מתארים לוקח רק שניות לעשות וצריך להיעשות באופן שיגרתי עם כל קיבעונות הריאות. זכור, עם זאת, כי ההיקף כך נמדד אינו לוקח בחשבון כל הצטמקות עם עיבוד והטבעה שלאחר מכן, ואם זה חשוב, צריכה שיטת Cavalieriיהיה בשימוש. הערה אחת לסיום לגבי מדידת נפח קבוע זה הוא שהחלק של נפח הריאות בריאה השמאלית של ריאות קבועות הוא קטן יותר באופן משמעותי מזה שנמדד בvivo. ההדמיה CT של הריאות vivo של שני זנים של עכברים ביכולת תפקודית שייר הראתה הריאה השמאלית להיות כ -40% מכלל 17, ואילו זה הוא בדרך כלל 30% רק במדידות לעיל מריאות קבועות בH 25 סנטימטר 2 O . נכון לעכשיו, אנחנו לא מבינים למה זה צריך להיות כל כך שונה, אבל זה צריך להיות כל הזמן בחשבון בעת ניתוח שינויים בהיסטולוגית ניתוחים כמותיים. בכל קשורים ללימודים של סרטן הריאות, שיש מדידה של נפח ריאות מאפשר חוקר לנרמל כראוי נתונים על desnsities הכימי ספציפי או הצפיפות של סוגי תאים שונים למספרים מוחלטים בכל הגידול או כל הריאה.
לסיכום, הליך אינטובציה מתאר כאן הוא זול לפברקופשוט לשימוש, ואת זה צריך לאפשר רוב החוקרים וטכנאי מעבדה כדי ללמוד במהירות כדי להחדיר בהצלחה נוזלים לריאות עכבר עם ניסיון מועט יחסית. בנוסף, מדידת נהלי קיבעון ונפח ריאות לניתוח היסטולוגית של ריאות לספק אמצעי לניתוח לשחזור וכמותיים תקין של תאי ריאה ומבנה ריאות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Laboratory Balance | Ohaus | Adventurer Pro Model AV 313 | Other balances can be used if they have a range of 1-300 g |
| 20 g Luer intravenous catheter | Insylte | Several other possible vendors, e.g., Jelco Optiva | |
| 500 ml laboratory bottle | Various | Several other possible vendors |
References
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
- Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice. Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory. 41, 128-135 (2007).
- Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab animal. 35, 39-42 (2006).
- Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European review for medical and pharmacological sciences. 8, 103-106 (2004).
- Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Laboratory animals. 37, 204-206 (2003).
- Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).
- Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
- Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. J Appl Physiol. 90, 1111-1117 (2001).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of visualized experiments : JoVE. , e50601 (2013).
- Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).
- Lum, H., Mitzner, W. Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage. American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).
- Bishai, J., Fields, M. J., Mitzner, W. Comparison of Mouse Lung Volumes Inflated with Air and Instilled Fixatives. Proc Am Thorac Soc. 3, A549 (2006).
- Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. In vivo measurement of lung volumes in mice. Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).
