Protocol
Alle Blutziehverfahren sollten von lizenzierten und zertifizierten Fachkräften durchgeführt werden. Verwendung von menschlichen Probanden für Forschung beinhaltet die Genehmigung von der Institutional Review Board oder andere geeignete Behörde. Besondere Vorsichtsmaßnahmen in Bezug auf informierte Zustimmung und zum Schutz Teilnehmer-Identifikations müssen befolgt werden. Alle in diesem Protokoll aufgeführten Experimente beinhalten Umgang mit menschlichem Blut und / oder Blutprodukte und geeignete persönliche Schutzausrüstung muss jederzeit getragen werden. Die Abfälle sollten so biohazard berücksichtigt und entsprechend den behördlichen Vorschriften entsorgt werden.
1. Blutentnahme
- Identifizieren Sie den Patienten / Teilnehmer, und bestätigen Sie mit vorhandenen Datensätzen. Erläutern Sie die Studie im Detail und erhalten eine Einverständniserklärung.
- Haben Sie ein Fach für einzelne Patienten mit Rohren auf einer ebenen und stabilen Fläche markiert gesetzt.
- Erklären Sie den Vorgang und machen die Patienten Sitz bequem mit dem Arm getragen. Informieren Sie den Patienten, dass er oder she eine kleine Prise fühlen und sollten noch während des gesamten Verfahrens bleiben.
- Befestigen Sie die Nadel mit dem Adapter.
- Hände waschen und Handschuhe tragen.
- Bereiten Sie die Ellenbeuge bei der Blutabnahme durch Reinigung mit 70% Isopropylalkohol in konzentrischen Kreisen von innen nach außen. Lassen Sie den Ort an der Luft trocknen für 30 Sekunden.
- Identifizieren Sie die entsprechende Vene durch Palpation.
- Übernehmen Sie die Tourniquet 3-4 in über der Einstichstelle darauf achten, dass es nicht zu eng (während immer noch das Gefühl der Radialpuls).
- Führen Sie die Venenpunktion durch Einführen des Kegel der Nadel 15-30 Grad auf die Haut in einer fließenden Bewegung. Schieben Sie den Blutsammelröhrchen durch die Nadel und sammeln 9 ml Vollblut.
- Entfernen Sie die Aderpresse. Entfernen Sie den Schlauch von der Nadel.
- Ziehen Sie die Nadel und ziehen Sie die Tupfer an der Einstichstelle vor der Nadel Entfernen. Entsorgen Sie die Nadel in einem geeigneten Behälter für biologischen.
- Bitten Sie den Patienten zu pflegen pressure an der Einstichstelle.
- Beschriften Sie die Röhrchen
- Überprüfen Sie die Einstichstelle, um sicherzustellen, Blutung aufgehört hat.
- Klebstoff Bandage oder Klebeband über die Gaze-Platz, zu fragen, ob der Patient das Gefühl in Ordnung (kein Schmerz, Schwellung oder Benommenheit)
- Vielen Dank, dass Sie den Patienten / Teilnehmer vor der Entlassung.
2. L-PRF Vorbereitung
- Unmittelbar nach der venösen Blutentnahme in der rot-gekrönt trockenen Glasröhre, legen Sie sie in der Zentrifuge.
- Zentrifuge bei 400 × g für 12 min bei RT nach dem Platzieren eines geeigneten Gegengewicht.
- Entfernen des Rohrs am Ende des Zyklus. Beachten Sie den drei Schichten: plättchenarmes Plasma (PPP), plättchenreiches Fibrin (L-PRF) und RBC Basis (Abbildung 1).
- Saugen Sie das PPP mit einer Pipette. Mit einer Pinzette ziehen Sie den L-PRF heraus und legen Sie sie in einem sterilen, perforierten Metallgitter.
- Verwendung chirurgische Skalpell, kratzen den Großteil der RBC-Schicht sorgfältig Verlassen des Buffy Mantel intakt.
- Komprimieren Sie vorsichtig die L-PRF Blutgerinnsel (unter Verwendung der sterilen Metallplatte, Gesamtgewicht beträgt ca. 225 g) für 30 Sekunden. Thrombozytenarmes Plasma herausgedrückt werden.
- Entfernen Sie die Platte und heben Sie die L-PRF-Membran. Der L-PRF-Membran ist bereit für den Einsatz in Experimenten 12.
3. einachsige Zugversuch
- Ort L-PRF-Membranen (n = 6) auf ein Filterpapier für eine einfache Handhabung und Punch in "Hundeknochen" mit maßgeschneiderten Metallbacken (2,75 mm breit an ihrer engsten Stelle mit einer Messlänge von 7,5 mm).
- Die Dicke jeder Probe an drei Stellen und nehmen Sie den Durchschnitt.
- Vorsichtig in Eingriff mit dem L-PRF-Membran in der Mitte der Backe Griffe des einachsigen Prüfsystem.
- Den Filer Papierträger sorgfältig zu reißen, um die L-PRF-Membran freizulegen.
- Programmieren Sie das Gerät, so dass der bewegliche Kopf ist mit einer konstanten Rate (10,0 mm / min) in Betrieb und starten Sie das Experiment, wenn der L-PRF noch feucht ist.
- Notieren Sie den Elastizitätsmodul, die Bruchenergie und Bruchdehnung aus der Begleitung des einachsigen Testsystem-Software. Diese Werte werden automatisch berechnet und kein Benutzer definierten Eingabe erforderlich ist. Bitte siehe Abbildung 3.
4. Nahtfestigkeit
- Ort L-PRF-Membranen (n = 3) auf einem Filterpapier zur Erleichterung der Handhabung und in rechteckige Proben Messen (10 mm x 25 mm) mit einem chirurgischen Skalpell geschnitten.
- Die Dicke jeder Probe (Durchschnitt von 3).
- Machen Sie eine Lochblende in der Mitte der Probe unter Verwendung des Edelstahlkieferorthopädische Ligaturdraht (220 & mgr; m im Durchmesser).
- Übergeben Sie die Ligaturendraht durch das Loch, um eine Schleife zu bilden und zu beheben, um die Zug-Prüfmaschine. Setzen Sie den Rand des L-PRF-Membran zum Unterkiefer Griff 13.
- Programmieren Sie das Gerät, so dass der bewegliche Kopf wird mit einer konstanten Geschwindigkeit (10 mm / min) und Start-Betriebsdas Experiment.
- Notieren Sie den Elastizitätsmodul, die Bruchenergie und Bruchdehnung aus der Begleitung des einachsigen Testsystem-Software. Diese Werte werden automatisch berechnet und kein Benutzer definierten Eingabe erforderlich ist. Bitte siehe Abbildung 3.
5. morphologische Untersuchung
- Bereiten Sie die L-PRF Proben für die REM-Untersuchung mit einem 10 mm Hautbiopsie Stempel und legen Sie sie in einem 24-Well-Platte.
- Waschen Sie die Proben mit PBS und fixieren mit 2,5% Glutaraldehyd (in PBS) für 20 min.
- Dehydratisierung der Proben durch Eintauchen in sequentiell steigenden Konzentrationen von Ethanol (50%, 70%, 80%, 90% und 100%) für jeweils 5 Minuten.
- Behandlung mit 0,5 ml 100% HMDS (Hexamethyldisilazan) für 5 min. Belüften O / N, um überschüssiges HMDS 14.
- Halterung Proben auf Stummel mit einem doppelseitigen Klebeband, Sputter-Schicht Platin 70 s und untersucht in einem Rasterelektronenmikroskop, die bei einem Gaspedalmenarbeit Spannung von 20 kV (oder entsprechende Einstellung).
6. Genipin Vernetzung von L-PRF, Trypsin Immission und Ninhydrinassay
- Um Genipin vernetzt L-PRF vorzubereiten, spülen Membranen mit PBS und genießen in 4 ml 1% Genipin Lösung (in 70% Ethanol) für 48 Stunden. Spülen Sie mit PBS vor der Experimente, um überschüssige Genipin 15, 16 zu entfernen.
- Beurteilen Sie die Stabilität der Genipin Vernetzung von L-PRF durch seine Beständigkeit gegen Abbau durch Trypsin. Ort L-PRF-Membran (n = 3) und Genipin vernetzt L-PRF in 500 ul von 0,01% Trypsin und bei 37 ° C für 3 Tage mit einer Tageswechsel Trypsin inkubiert.
- Wiegen Proben am Tag 1 vor der Belichtung und an Tag 3. Der Unterschied in der Start Enzym und enden Gewicht darstellt enzymatischen Abbau 17.
- Quantifizierung der Menge an Vernetzung in Genipin behandelten L-PRF (G-PRF) Ninhydrin Assay. Bereiten Sie zuerst die Standard curve mit Glycin (1 mM-0,031 mM) Kurve, um die Beziehung zwischen der freien Aminosäurekonzentration (FAA) und Absorptionsvermögen zu schaffen.
- Wärme PRF Proben mit 1 ml 2% (w / v) Ninhydrin für 15 min bei 100 ° C.
- Lassen Sie die Lösung auf RT abkühlen und fügt 1,5 ml 50% Ethanol.
- Analysieren Sie die Absorption bei 570 nm mit einem geeigneten Spektrophotometer.
- Bestimmen Sie, Vernetzung Prozentsatz unter Verwendung der Formel unter 15
7. MTS-Zellproliferationstest
- Wachsen MC3T3 (Maus Schädel Präosteoblasten) in Minimum Essential Medium Alpha-Modifikation (& agr; MEM) in T-75-Kolben, bis ein 80% konfluenten Monolayer erhalten wird.
- Bereiten Sie frische, sterile L-PRF-Membran (öffnen Sie den L-PRF Rohr im Inneren der Zellkulturhaube), und der Membran auf eine neue Zellkulturschale.
- Saugen Sie Medien aus dem Kolben und spülen Sie die Monoschicht mit PBS, 5 ml 0,05% Trypsin und platzieren Sie den Kolben in der 37 ° C-Inkubator für 5 min, pipettieren Sie die Inhalte des Kolbens in ein Zentrifugenröhrchen und Zentrifuge bei 400 xg für 5 Minute
- Den Überstand umfüllen, klopfen Sie leicht das Rohr, um das Zellpellet zu brechen und resuspendieren mit 4 ml frischem α MEM, verzichtet werden eine Mischung aus Zellsuspension (50 ul) und Trypanblau (50 ul) in die Zählkammer und zählen die Anzahl der Zellen
- Samen 4x10 5 Zellen in 10 mm Glas Clonierungsringen auf der Oberseite der L-PRF-Membranen, um die Zellen innerhalb der Membranen behalten platziert (Ringe nach 24 Stunden entfernt werden).
- Am Tag 4, spülen Konstrukte mit PBS dreimal für 10 min.
- 1 ml serumfreiem Medium und 200 & mgr; l MTS-Reagens in jede Vertiefung und Inkubation für 2 h bei 37 ° C.
- Messen Sie die Absorption von 200 ul Aliquots bei 490 nm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Die rasterelektronenmikroskopische Aufnahme der L-PRF Gerinnsels an verschiedenen Abschnitten (oben, Mitte und unten), wird die Schicht in 2 dargestellt. Wie man sehen kann, ist der obere Teil überwiegend aus Fibrinnetzwerk ohne Zellen besteht. Die mittlere Schicht ist mit Plättchen mit Nachweis ihrer Aktivierung und Degranulation bereichert. Die untere Schicht hat eine Mischung von Leukozyten und Erythrozyten in einem Fibrin-Matrix eingeschlossen.
Uniaxialen Zugversuch und Nahtfestigkeit Test: Die mechanischen Eigenschaften wurden in zwei Modi beurteilt. Die Ergebnisse zeigen viskoelastische Verhalten von L-PRF. Obwohl der Elastizitätsmodul niedrig ist (0,47 MPa) ist die Membran hart (Energie bis 5 N · mm brechen) und ist in der Lage, bei denen erhebliche Deformation (217%, 3). Daten von Nahtrückhaltetests, ein Indikator für die Fähigkeit der Membran, um in die Gewebe angenäht werden, schlug eine deutlich harten and verformbaren Material (Modul-0.2 MPa, Dehnung-140% und Bruchenergie-3.2 N.mm) in L-PRF (Abbildung 4).
Eine der Einschränkungen von Fibrin-Produkte in der regenerativen Medizin ist seine kurze biologische Leben. Aus endogenen Fibrin ist L-PRF anfällig für enzymatischen Abbau und erfährt Fibrinolyse. Um den Widerstand der L-PRF zu bewerten, um enzymvermittelten Abbau wurde frisches L-PRF Trypsin-Behandlung (0,01%) bei 37 ° C unterzogen und bebrütet Wir beobachteten vollständigen Abbau des L-PRF innerhalb von drei Tagen. Genipin Vernetzung des L-PRF Membranen verringerten Abbau um fast 60% (Figur 5).
Die Fähigkeit von L-PRF-Membranen um das Zellwachstum zu unterstützen wurde durch Kultivieren der Maus Schädel Osteoblasten auf vernetzten und unvernetzten Membranen untersucht. Nicht vernetzten Gerinnsel unterzog Abbau zu verschiedenen Ebenen, während die Genipin vernetzt Membranen behielten ihre Struktur und unterstützt cell Wachstum (Figur 6).
Figur 1. Schritte bei der Erzeugung von L-PRF. (A) Nach der Zentrifugation von Gesamtblut in einem Glasrohr, werden drei Schichten sichtbar. (B) Nach dem Dekantieren des PPP, das L-PRF wird unter Verwendung einer sterilen Pinzette entfernt . (C) Die roten Blutkörperchen Basis wird off mit einem Skalpell abgekratzt und auf einem perforierten Metallschale (D) festgelegt. Nach sanftem Verdichtung wird das PPP herausgedrückt und eine feste L-PRF-Membran gebildet wird. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 3. Spannungs-Dehnungskurven folgende mechanische Belastung der L-PRF im einachsigen Zugversuch Modus (A) und Nahtfestigkeit (B). Das Lademuster jeder Probe wird in der unterschiedlichen Farbe dargestellt. Uniaxialen Zugversuch Daten (A) zeigen, einen niedrigen Modul, eine große elastische Verformung und eine schnelle Scheitern. Bei Spannungsgefühl durch eine Naht (B), L-PRF eine Membran, die hart ist (Fläche unter der Kurve) sowie dehnbar. Gute Clustering von Daten legt nahe, minimale Abweichung zwischen den Proben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 4. Fotos der tatsächliche Ausfall Nahtfestigkeit Tests. Eine 220 um dicke Edelstahlkieferorthopädische Ligaturdraht wurde durch die Mitte der L-PRF übergeben und zum Oberkiefer Mitglied der Zugprüfmaschine gebunden. Das andere Ende wurde an dem unteren Griff befestigt ist und mit einer konstanten Geschwindigkeit gestreckt wird. Beachten Sie die Dehnung der Membran und ihre Reißfestigkeit, was auf ausgezeichnete Widerstandsfähigkeit von L-PRF.om / files / ftp_upload / 53221 / 53221fig4large.jpg "target =" _ blank "> Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 5. Der Abbau von L-PRF-Membranen nach der Inkubation in 0,01% Trypsin. Alle L-PRF-Membranen komplett in Trypsin innerhalb von 3 Tagen zerfallen, während Genipin netzten L-PRF waren 60% stabiler. Dies zeigt, dass die chemische Vernetzung kann eine geeignete Strategie, um die Langlebigkeit von L-PRF Membranen zu verbessern, wenn sie in vivo platziert.
Figur 6. Wirkung von L-PRF Vernetzung auf die Lebensfähigkeit der Zellen. Repräsentative Bilder von 4 Tage alten Kultur von MC3T3 Zellen auf unvernetzte L-PRF (A), Genipin vernetzt L-PRF (B) einnd Gewebekulturkunststoff (C). Unvernetzten L-PRF abgebaut in Kultur zu unterschiedlichem Ausmaß und zeigte Zellaktivität ähnlich wie Kunststoff. Genipin vernetzten L-PRF behielten ihre Struktur und unterstützt robusten Zellüberleben. Rechts ist quantifizierten Daten (+ SD) von unabhängigen Experimenten mit drei Wiederholungen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Autologe Thrombozytenkonzentrate sind auf dem Gebiet der regenerativen Medizin 18 verspricht wegen der Fülle von Wachstumsfaktoren. Allerdings sind diese Präparate oft fehlte eine definierte Struktur, die chirurgische Manipulation sehr schwierig macht. Oft werden die Suspensionen und Gele werden nicht effektiv an der Stelle der Abgabe zurückgehalten wird, was zu unvorhersagbaren Ergebnissen. L-PRF stellt einen großen Fortschritt bei der Entwicklung von Blutplättchenkonzentraten, dass es im Wesentlichen eine feste Fibrinmembran mit eingeschlossenen Blutplättchen. Diese festen Membranen besitzen ausgezeichnete Fahreigenschaften und kann sicher in einer anatomisch gewünschten Stelle während der offenen Operationen genäht werden. Jedoch sind ihre physikalischen und biologischen Eigenschaften relativ unbekannt.
Die L-PRF konsequent zu bilden, wenn oben beschriebenen Schritte werden streng auf (Abbildung 1) haftet. Eine der wichtigsten Überlegungen bei der Erzeugung einer guten L-PRF Membran ist die time Verzögerung zwischen Blutentnahme und Zentrifugation. Der Erfolg von L-PRF Technik völlig abhängig von der Geschwindigkeit der Blutentnahme und unmittelbare Übertragung auf die Zentrifuge 19, in der Regel innerhalb von einer Minute. Es unmöglich ist, eine gut strukturierte L-PRF Gerinnsel (mit seinen spezifischen Zellinhalt Matrixarchitektur und Wachstumsfaktor-Freisetzungsprofil) zu erzeugen, wenn der Bluternte verlängert und nicht homogen; eine kleine inkohärente, bröckelige Masse von Fibrin mit unbekanntem Inhalt wird stattdessen gebildet.
Es wurde angenommen, dass mechanisch-Wechselwirkungen zwischen Zellen und der extrazellulären Matrix (ECM) haben einen entscheidenden Einfluss auf alle Aspekte der Zellverhalten einschließlich der Migration, Proliferation und Differenzierung 20,21. L-PRF, eine einzigartige Art von Blutklumpen, wird unter bestimmten Umständen gebildet und ist von komplexen, verzweigten Netz von Fibrin enthalten. L-PRF-Funktionen als provisorische ECM, die über während der Heilung in funktionale Gewebe eingeschaltet wird. Wobei m unterzogenechanische Kräfte sind erfolgreiche Heilung Ergebnisse abhängig von der strukturellen Integrität des L-PRF und daher dem Ziel, ihre physikalischen Eigenschaften wichtig ist. Wir führten einachsigen Zugversuch (um die intrinsischen Materialeigenschaften zu identifizieren) und Nahtrückhaltetests (um die Ausfallverhalten zu identifizieren) auf frischem L-PRF. Im Gegensatz zu PRP-Gel oder geronnenem Blut, das nicht über eine definierte Strukturen, ähnelt L-PRF dichtem Bindegewebe mit überlegenen Fahreigenschaften. Wir berichten über einen Elastizitätsmodul von 0.470 MPa (SD = 0,107) für L-PRF Membranen und dehnen das Doppelte ihrer ursprünglichen Länge vor dem Versagen (Stamm von 215%). Diese Daten Übereinstimmung mit der veröffentlichten Literatur 22,23, die geringe Steifigkeit (1-10 MPa) und eine hohe Belastung (bis zu 150%) vor dem Bruch berichtet. Der Unterschied in den Werten kann durch die Verwendung von Fibrin-Netzwerk im Vergleich zu der Verwendung von AFM-Analyse von einzelnen Fibrin Faser in den oben erwähnten Studien.
Nahtfestigkeit ist ein chirurgischwichtiger Parameter Transplantatmaterialien, und es wird als die Kraft, die notwendig, um eine Naht aus dem Transplantat ziehen oder zu bewirken, dass die Wand des Implantats zu versagen definiert. Unsere Experimente verwendet straight-in Verfahren (wie von ANSI 24 definiert). Die um die erforderliche Kraft ziehen Sie den Ligaturendraht durch die L-PRF von 3,23 N.mm (SD = 0,329). Insgesamt fanden wir die L-PRF mechanisch zäh, tragfähigen und die Fähigkeit, doppelt so viel für Spannung dehnen und behält Nähte ganz gut (verformt sich deutlich vor dem Reißen).
Die mangelnde Stabilität und strukturelle Integrität der L-PRF in biologischen Umgebungen ist eine große Einschränkung in der Verwendung beim Tissue Engineering. Wir versuchten, dieses Problem durch chemisch vernetzenden L-PRF mit Genipin anzugehen. Im Gegensatz zu Glutaraldehyd, die mit Toxizität assoziiert wird, ist Genipin eine natürlich vorkommende biologisch abbaubare Molekül mit geringer Zytotoxizität. Genipin nach der Behandlung wurden die Membranen in Trypsin und suppo signifikant stabilerrted Zellproliferation über 4 Tage. Jedoch wurde nur 20% der L-PRF mit Genipin vernetzt (Ninhydrin-Assay bestimmt). Diese Daten legen nahe, dass, während die chemische Vernetzung ist eine tragfähige Strategie, müssen andere Alternativen, erkundet zu werden.
Basierend auf diesen Ergebnissen wird deutlich, dass L-PRF ist ein neuartiges Biomaterial mit einzigartigen Eigenschaften: vorhersagbaren Herstellung von Eigenblut, Einfachheit des Protokolls definiert Architektur, beeindruckende mechanische Eigenschaften und eine Fülle von Wachstumsfaktoren aus aktivierten Thrombozyten. Das Blut darf unter physiologischen Bedingungen ohne Einwirkung von Antikoagulantien, exogene Thrombin und Calciumchlorid gerinnen. All diese Eigenschaften machen L-PRF verspricht Biomaterial für Anwendungen in der regenerativen Medizin.
Eine der klinischen Probleme mit der Anwendung von L-PRF umzugehen, ist die Heterogenität in der Qualität der Blutplättchen und Blutkomponenten. Derzeit ist nur sehr wenig über zu verstehenL-PRF von Patienten mit Gerinnungsstörungen oder Patienten, die Medikamente, die die Blutgerinnung (Heparin, Warfarin oder Thrombozytenaggregationshemmern) beeinflussen generiert. Antworten auf diese Fragen wird zweifellos verbessern unser Verständnis von Heilung als auch dazu beitragen, um das Feld der personalisierten Medizin voranzutreiben.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben nichts zu offenbaren und zu bestätigen, dass es keine bekannten Interessenkonflikte mit dieser Publikation verbunden.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Needle 19G | BD | 305186 | |
| Needle Disposal Container | Fisherbrand | 14-827-122 | |
| Red-Topped Glass Collection Tube | BD | 8020129 | |
| Gauze Pads | Tyco | 5750 | |
| Bandage | Johnson & Johnson | 5005989 | |
| Surshield | Terumo | SV*S19BL | Safety winged infusion set |
| Blood Collection Assembly | BD | 303380 | |
| Tourniquets | BD | 367203 | |
| Brand Luer Adapter | Vacutainer | L42179 | |
| Intra-Spin System | Intra-Lock International | ISS110 | Centrifuge and Xpression L-PRF FabricationKit |
| Pipettes (Serological & Micro) | Corning | ||
| Scalpel | Exelint | 29552 | |
| MTS Bionix 200 | MTS Systems Corporation | Material testing systems | |
| MTS Test Works 4 | MTS Systems Corporation | ||
| Whatman Filter Paper | Whatman | 1004 070 | |
| SS Orthodontic ligature wire | Patterson Dental | 628-4228 | |
| 200 Proof Ethanol | Koptec | V1001 | |
| Hexamethyldisilazane (HMDS) | Aldrich | 440191 | |
| Aluminium Mounting Stubs | Ted Pella | 16324 | |
| Double Sided Carbon Tape | PELCO Tabs | 16084-1 | |
| Scanning Electron Microscope | JEOL | LV 5610 | |
| Trypsin | HyClone | SH30042.01 | |
| Cell Culture Incubator | Thermo Fisher Scientific Inc | 51026282 | |
| Antibiotic-Antimicotic | Gibco | 15240-062 | |
| Genipin | Wako | 078-03021 | |
| Cell Culture Media | Gibco | 12000-022 | Minimum Essential Medium-Alpha |
| MTS Reagent | Promega | G1118 | |
| PMS Reagent | Sigma | P9625 | |
| Spectrophotometer | BioTek | Epoch Spectrophotometer | |
| 10mm Glass Cloning Rings | Corning | 3166-10 | |
| T-75 Flask | Corning | 430641 | |
| DPBS | Corning | 55-031-PB | |
| Ninhydrin 98% | Aldrich | 454044 | |
| 24 Well Plate | Corning | 3987 | |
| Biopsy Punch | Acu Punch | P1025 | |
| Digital Micrometer | Pittsburgh | 68305 | |
| Glutaraldehyde | Sigma | G6257 | |
| 12 Well Plate | Corning | 3336 | |
| 96 Well Plate | Corning | 3596 |
References
- Marx, R. E., et al. Platelet-rich plasma Growth factor enhancement for bone grafts. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 85 (6), 638-646 (1998).
- Rodriguez, I. A., Growney Kalaf, E. A., Bowlin, G. L., Sell, S. A. Platelet-rich plasma in bone regeneration: Engineering the delivery for improved clinical efficacy. BioMed Res In. 2014, (2014).
- Del Corso, M., et al. Current Knowledge and Perspectives for the Use of Platelet-Rich Plasma (PRP) and Platelet-Rich Fibrin (PRF). in Oral and Maxillofacial Surgery Part 1: Periodontal and Dentoalveolar Surgery. Curr Pharm Biotechno. 13 (7), 1207-1230 (2012).
- Mazzucco, L., Balbo, V., Cattana, E., Guaschino, R., Borzini, P. Not every PRP-gel is born equal Evaluation of growth factor availability for tissues through four PRP-gel preparations: Fibrinet, RegenPRP-Kit, Plateltex and one manual procedure. Vox San. 97 (2), 110-118 (2009).
- Fernández-Barbero, J. E., et al. Flow cytometric and morphological characterization of platelet-rich plasma gel. Clin Oral Implants Re. 17 (6), 687-693 (2006).
- Li, Z., Guan, J. Hydrogels for cardiac tissue engineering. Polymer. 3 (2), 740-761 (2011).
- Zhu, J., Cai, B., Ma, Q., Chen, F., Wu, W. Cell bricks-enriched platelet-rich plasma gel for injectable cartilage engineering – an in vivo experiment in nude mice. J Tissue Eng Regen Med. 7 (10), 819-830 (2013).
- Dohan, D. M., et al. Platelet-rich fibrin (PRF): a second-generation platelet concentrate. Part I: technological concepts and evolution. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 101 (3), e37-e44 (2006).
- Dohan, D. M., et al. Platelet-rich fibrin (PRF): a second-generation platelet concentrate. Part II: platelet-related biologic features. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 101 (3), e45-e50 (2006).
- Choukroun, J., et al. Platelet-rich fibrin (PRF): a second-generation platelet concentrate. Part V: histologic evaluations of PRF effects on bone allograft maturation in sinus lift. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 101 (3), 299-303 (2006).
- Dohan Ehrenfest, D. M., Bielecki, T., et al. Do the Fibrin Architecture and Leukocyte Content Influence the Growth Factor Release of Platelet Concentrates? An Evidence-based Answer Comparing a Pure Platelet-Rich Plasma (P-PRP) Gel and a Leukocyte- and Platelet-Rich Fibrin (L-PRF). Curr Pharma Biotechno. 13 (7), 1145-1152 (2012).
- Dohan Ehrenfest, D. M., Rasmusson, L., Albrektsson, T. Classification of platelet concentrates: from pure platelet-rich plasma (P-PRP) to leucocyte- and platelet-rich fibrin (L-PRF). Trends Biotechno. 27 (3), 158-167 (2009).
- Mine, Y., et al. Suture Retention Strength of Expanded Polytetrafluoroethylene (ePTFE) Graft. Acta Med Okayam. 64 (2), 121-128 (2010).
- Braet, F., De Zanger, R., Wisse, E. Drying cells for SEM , AFM and TEM by hexamethyldisilazane: a study on hepatic endothelial cells. J Micros. 186 (1), 84-87 (1997).
- Yuan, Y., et al. The effect of cross-linking of chitosan microspheres with genipin on protein release. Carbohydr Poly. 68 (3), 561-567 (2007).
- Sell, S. A., et al. Cross-linking methods of electrospun fibrinogen scaffolds for tissue engineering applications. Biomed Mater. 3 (4), (2008).
- Gorczyca, G., et al. Preparation and characterization of genipin cross-linked porous chitosan-collagen-gelatin scaffolds using chitosan-CO2 solution. Carbohydr Poly. 102, 901-911 (2014).
- Rozman, P., Semenic, D. Chapter 15. The Role of Platelet Gel in Regenerative Medicine. Advances In Regenerative Medicine. Wislet-Gendebien, S. abine , In Tech. 319-349 (2011).
- Dohan Ehrenfest,, Lemo, D. M., Jimbo, N. Selecting a relevant animal model for testing the in vivo effects of Choukroun’s platelet-rich fibrin (PRF): Rabbit tricks and traps. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 110 (4), 413-416 (2010).
- Guilak, F., Baaijens, F. P. Functional tissue engineering: Ten more years of progress. J Biomec. 47 (9), 1931-1932 (2014).
- Guilak, F., Butler, D. L., Goldstein, S. A., Baaijens, F. P. Biomechanics and mechanobiology in functional tissue engineering. J Biomec. 47 (9), 1933-1940 (2014).
- Collet, J. P., Shuman, H., Ledger, R. E., Lee, S. The elasticity of an individual fibrin fiber in a clot. Proc Natl Acad Sci. 102 (26), 9133-9137 (2005).
- Liu, W., et al. Fibrin fibers have extraordinary extensibility and elasticity. Science. 313 (5787), 634 (2006).
- American National Standard. Chapter 8: Test methods for vascular prostheses. Association for the Advancement of Medica lnstrumentation Guidance document: Cardiovascular Implants - Tubular vascular prostheses. , ANSI/AAMI/ISO. 33-34 (2001).
