Abstract
Надзор за вирусов гриппа А свиней имеет решающее значение для здоровья человека и животных, потому что вирус гриппа А быстро развивается в свиней населения и новые штаммы постоянно появляются. Свиной могут быть заражены различными линий вируса гриппа A делая их важных узлов для возникновения и поддержания нового вируса гриппа штаммов. Отбор проб свиней в различных условиях, таких как коммерческие свинофермах, сельскохозяйственных ярмарок и рынков живой животных важно обеспечить полное представление о циркулирующих в настоящее время штаммов IAV. В настоящее время прижизненной техника выборки золотой стандарт (т.е. сбор носовых мазков) является трудоемким, потому что это требует физического сдержанность свиней. Носовые салфетки включают потирая кусок ткани через морде свиньи с минимальной до не ограничением животного. Носовая протрите Процедура проста для выполнения и не требует персонала с профессиональной ветеринарии или подготовки обработки животных. Втотя чуть менее чувствительны, чем носовых мазков, обнаружение вирусов и изоляции ставки являются адекватными для правильного носового салфетки жизнеспособную альтернативу для отбора проб отдельных свиней, когда методы отбора проб с низким стресс требуется. Протокол исходя излагаются шаги, необходимые для сбора жизнеспособной носовой стереть с индивидуальной свиньи.
Introduction
Вирусы гриппа (IAV) вызывают респираторные заболевания у многих видов, в том числе домашних птиц, свиней и человека. Благодаря рекомбинации сегментированного генома ИФО быстрого вирусного эволюции может произойти и новых штаммов ИФО часто появляться. Свиной являются виды, которые могут служить в качестве емкости для смешивания для реассортации IAVS из нескольких видов хозяев. 1 Есть в настоящее время три основных подтипа IAV обычно циркулирующие среди североамериканских свиней (H1N1, H1N2, H3N2), но несколько введений IAV от человека имеют привело к широкому разнообразию IAV в этих подтипов. 2 Быстрое развитие IAVS поражающих свиней была очевидна с 1998 года, когда тройка реассортант ИФО, содержащий сегменты гена от человека, птиц и свиней вирусы 3 получил широкое распространение среди свиней в США. 4 Внутренний ген сегменты из этой тройной реассортантного IAV остаются весьма распространена среди IAVS настоящее время поражающих свиней. 5
"> Во всем мире, ИФО является существенной причиной респираторных заболеваний у свиней, в которой типичные клинические признаки включают лихорадку, анорексию, вялость, кашель, затрудненное дыхание, чихание, выделения из носа и плохой набор веса. ИФО может быть особенно дорого, чтобы посеять фермы, где репродуктивного недостаточность вследствие IAV индуцированной лихорадкой и слабых поросят, родившихся были задокументированы. 6,7 В Соединенных Штатах, ИФО обычно обнаруживается в коммерческих свиного стада и обширной антигенной и геномной разнообразия и непрерывной эволюции среди IAV заражения свиней препятствует контроль это Вирус 8-11.Общественные проблемы со здоровьем по поводу возникновения пандемического штамма IAV результате рекомбинации у свиней были реализованы в 2009 году, когда свинья-линия ИФО, содержащий сегменты гена от тройной реассортант Северной Америки свиного происхождения и Евразийского птичьего как свиной родословной вызвало всемирную пандемию в людях. 12 пандемический вирус (A (H1N1) pdm09) с тех порreassorted эндемическим свиней штаммов ИФО 13,14, и некоторые из этих новых штаммов reassorted были переданы обратно в человека. 15 Частота рекомбинации событий и появления новых штаммов ИФО с пандемическим потенциалом делает активное наблюдение циркулирующих вирусов IAV свиней императивного, особенно на границе свиного человеку.
Интерфейс свиного человека имеет важное значение для двунаправленной передачи межвидовой IAV. Человека к свиного передачи, происходящих в коммерческой свиноводстве несет ответственность за большого количества IAV разнообразия в настоящее время в популяции свиней. Сельскохозяйственные ярмарки являются крупнейшие настройки для comingling людей и свиней в Соединенных Штатах и, как известно, участки для передачи зоонозных IAV. 15-21 в 2012 году, во время вспышки вариант H3N2 IAV, 93% случаев сообщили посещаемость сельскохозяйственной ярмарке в дни до начала заболевания. 15 геномный анализвирусных изолятов из выставочных свиней по сравнению с человека изолятов подтвердил зоонозных передачу. 21 выставочного свиней, инфицированных IAV часто не показывают клинические признаки болезни, 21-23, указывающие на необходимость прямых диагностических тестов.
Отбор больных заметно свиней в одиночку не будет успешно идентифицировать распространенность ИФО в свиней и не могут полагаться на выявление новых штаммов IAV возникающих среди свиней. Активное наблюдение является абсолютно необходимым для выявления возникающих деформаций IAV в свиней, и оценки их опасности для обоих свиней и общественного здоровья. Большинство мероприятий по надзору IAV являются добровольными и поэтому минимально разрушительные методы необходимы. Три основные процедуры сбора пробы до наступления смерти для ИФО заражения свиней являются: носовые тампоны, оральные жидкости и носовые салфетки. Текущие рекомендации для отбора проб индивидуальный свиней, чтобы обнаружить списку ИФО вставку синтетического волокна тампоны в ноздри, как предпочтительного методасобрать выделения из носа и эпителиальные клетки. 24,25 Поскольку свиньи могут попытаться избежать этой процедуры, команда обученного персонала должны сдерживать свиней либо вручную, либо с сетью в зависимости от размера животного. 26 Процесс сдержанность является трудоемким для персонал, и стресс для свиней. Кроме того, выставка свиней часто участвуют в различных соревнованиях на ярмарке, так что восприятие добавленного напряжения на конкурсной животного может сделать владельцы устойчивы к усилиям наблюдения.
С вероятностью обнаружения IAV, начиная от 80-100% в IAV зараженные стада, устные жидкости стали популярной альтернативой носовой мазки для молекулярной обнаружения IAV в популяциях свиней. 27,28 Кроме того, оральные жидкости могут обеспечить более широкий окно Обнаружение ИФО, чем носовых мазков после заражения. Тем не менее, изоляция ИФО из устных жидкостей было проблематичным с только 50% попыток выделения вируса в результате И.А.В восстановление. 29
Использование носовые салфетки вместо носовых мазков во время IAV надзора в свиней преодолевает ограничения, описанные выше. Носовые салфетки не требуют использования удерживающего петлю и могут быть выполнены, не подчеркивая животных или свидетелей в порядке. Минимальная техническая подготовка нужна, чтобы собрать носовые салфетки, что позволяет без ветеринарных специалистов, в том числе владельцев свиней, чтобы собрать образцы наблюдения. Носовые салфетки ранее сравнению с носовых мазков для обнаружения и выделения вируса гриппа А 30 и Подробный протокол этого неинвазивного способа дискретизации описано ниже.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все свиньи используются в коллекции следующих данных были под защитой Комитета Институциональная животных уходу и использованию Университета штата Огайо (животное использование номер протокола 2009A0134-R1).
1. Подготовка вирусной транспортной среде и сбору проб Флаконы
- Добавить 37 г сердечно-мозговым экстрактом 900 мл очищенной воды и тщательно перемешать с мешалкой и магнитной мешалкой при нагревании до 70 ° С до полного растворения порошка.
- Автоклав бульон при 121 ° С в течение 15 мин. Прохладный на скамейке верхней до бульона достигнет комнатной температуры. Охлаждают при 4 ° С в течение ночи, если это необходимо.
- Растворить, путем смешивания со магнитной мешалки, 6,02 г пенициллин G натриевой соли и 10 г стрептомицина сульфата в 50 мл очищенной воды при комнатной температуре. Добавление дополнительных очищенной воды с доведением общего объема до 100 мл. Фильтр решение через мембрану 0,22 полиэфирсульфона мкм в стерильный флакон,
- Соблюдая правила асептики, добавьте отфильтрованный пенициллин и стрептомицин решение в охлажденный Brain Heart Infusion Broth и тщательно перемешать мешалкой (или закружить колбу вручную), чтобы сделать вирусный транспортную среду.
- Консерванта проверить рН вирусной транспортной среде; при необходимости, доведения рН до 7,4 ± 0,2, используя HCl или NaOH.
- Выполните контроль качества обеспечения по вирусной транспортной среды тестирования на грипп A матрицу белок вируса от рОТ-ПЦР, как описано Zhang и Хармон. 22
- Разлить по 5 мл в вирусной транспортной среде в стерильные полиэтилена высокой плотности бутылки вместимостью 8 мл. Этикетка флаконы для использования в полевых условиях.
- Хранить готовые к использованию флаконов в стандартных крио-боксов при -20 ° С до сбора образца.
2. Сбор носовой салфетки от свиного
- Оттепель соответствующее количество флаконов непосредственно перед образец коллекции; один флакон будут необходимы на свинью пробы. Размораживание при комнатнойТемпература занимает примерно 30-45 мин. Держите размороженные флаконы не охлаждаться на льдом до использования.
- Дон соответствующими средствами индивидуальной защиты в зависимости от характера ситуации (например, комбинезон, бахилы респиратор, беруши и т.д.).
- Введите область животных. При необходимости, не ограничиться свинью небольшой площади но не сдерживать. Не поднять отдыхает животных.
- Наденьте одноразовые перчатки экзамена. Позаботьтесь, чтобы не загрязнить перчатки, касаясь свиней, людей, или неодушевленных предметов.
- Используйте руку в перчатке, чтобы удалить стерильные 5,08 см × 5,08 см (2 в. × 2 в.) Хлопок марлевый тампон из упаковки. Стерильные марлевые прокладки следует использовать всякий раз, когда это возможно. Индивидуально обернутые марлевые прокладки удобнее в использовании, чем те, завернутые с двумя марлевыми подушечками на упаковке.
- Держите хлопок марлевый тампон с кончики пальцев одной руки подвергая столько площадку как можно для отбора проб.
- Протрите через марлевый тампон морде свиньи, принимаядополнительная забота, чтобы войти внешних ноздри, если это возможно. Соберите видимые выделения из носа (примерно 1 мл) с той же марлевым тампоном.
- Используя ту же руку, сложите марлевым тампоном на себя, чтобы облегчить размещение в пробирку, содержащую вирусную транспортную среду.
- Использование другой стороны, снимите крышку из флакона и поместите сложенную марлевую прокладку в пробирке. Напомним флакон и встряхнуть флакон, чтобы обеспечить перемешивание марлевой подушечкой и вирусной транспортной среде.
- Снимите перчатки и место в соответствующую емкость. Изменить перчатки между каждой свиньи.
- Убедитесь, флакон идентификатор. Запись идентификации свиней количество, возраст, пол, клинические признаки, и другие замечания будут сочтены необходимыми следователя.
- Охладите образцы сразу после сбора. Рассмотреть вопрос аликвот образца до замораживания, чтобы предотвратить многократные циклы замораживания-оттаивания. Как можно скорее после сбора, разместить образцы на сухом льду для транспортировки в лабораторию. Хранить при -80 флаконов° C до испытания не инициируется.
3. Обнаружение Вирус гриппа А нуклеиновых кислот
- Оттепель образцы в 37 ° С по сухому борта бане в течение 5 мин, а затем закончить оттаивания образцов на скамейке верхней при комнатной температуре в течение 20-30 мин. Одновременное добавление нескольких ампул с шариками вызовет ванны для нагрева; следует проявлять осторожность, чтобы не перегреть флаконов.
- Удалить 100 мкл вирусной транспортной среде для выделения РНК.
- Использование высокой пропускной (96-луночный планшет формата) магнитного бисера платформы для извлечения РНК из большого количества образцов. 31
- Используйте в режиме реального времени обратной транскриптазы ПЦР для быстрого обнаружения гриппа вирус. 31
4. Выделение Вирус гриппа А носовые салфетки из
- Растаяйте образцы, как описано выше в разделе 3.1
- Лечить размороженные образцы с сульфатом гентамицина (1000мкг / мл), амфотерицин В (22,5 мкг / мл), и сульфата канамицина (325 мкг / мл).
- Посев в Madin Darby-почки собаки (MDCK) эпителиальные клетки, как описано выше. 32
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Успешное применение этого метода дает рОТ-ПЦР результаты, которые, в сопровождении с использованием внутреннего контроля во время экстракции РНК и ПЦР-рОТ, шоу образцы не содержат ингибиторы ПЦР с любого экологического мусора подобрал во время отбора проб. После прививки образца, выделение вируса скважин должны быть свободны от видимой окружающей среды мусора из образца. Существует разумное согласие между результатами рОТ-ПЦР и результатов выделения вируса с пониманием, что ПЦР часто дает более высокую скорость ИФО положительно, чем выделения вируса из-за ПЦР обнаруживает вирусную нуклеиновую кислоту, не обязательно жизнеспособный вирус.
Результаты показывают, что носовые салфетки полезной альтернативой носовой мазки, которые в настоящее время методика отбора проб золотой стандарт для IAV. Эдвардс и др. Выполняется сравнение рыло салфеток и носовых мазков, собранных у свиней в сельскохозяйственных ярмарках в Соединенных Штатах в течение 2013 года в этом исследовании, свиньи были отобраны как с носовоготампоны и салфетки носовые и образцы тест параллельно с рОТ-ПЦР и выделения вируса. Эдвардс и др. сообщили согласование и для обнаружения и изоляции IAV по рОТ-ПЦР и выделения вируса в культуре клеток была продемонстрирована путем сравнения 553 парных носовых тампон и протрите носовые образцов. Из этих 30 исследованных образцов, 93,5% (517/553) результатов испытаний рОТ-ПЦР в соответствии (Таблица 1) и 92,4% (511/553) были в согласии с помощью выделения вируса в клетках MDCK (таблица 2). 21 По оценкам чувствительности рОТ-ПЦР для назального салфеток сравнению с носовых мазков было 92,9%, а по оценкам ИФО чувствительность изоляции для носовых салфеток по сравнению с носовыми выделениями был 82,9%. Edwards и др., Уже отмечалось, что назальные салфетки, что были положительными как по рОТ-ПЦР и выделения вируса в среднем более низкое значение CT (24.32), чем носовые салфетки, что были положительны по рОТ-ПЦР, но отрицательными для выделения вируса (КТ = 31,96). 21
Таблица 1: Обнаружение рОТ-ПЦР вируса гриппа А из носовых тампонов и рыло салфеток, собранных из свиней на 29 графств ярмарках (с Эдвардс и др (2014) Утилита рыла уничтожить образцы для вируса гриппа А наблюдение в выставочных свиного населения гриппом и.. другими респираторными вирусами 8 (5), 574-579.
Таблица 2: Выделение вируса гриппа А из носовых тампонов и рыло салфеток, собранных из свиней на 29 графств ярмарках (с Эдвардс и др (2014) Утилита рыла смывов для вируса гриппа А наблюдение в выставочных свиного населения гриппом и другими респираторными вирусами.. 8 (5), 574-579.)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Сбор образцов из свиней с использованием полиэфирных наконечником носовые тампоны оказался полезным в проведении ИФО наблюдение; Однако, использование процедуры носовой тампон препятствует усилиям наблюдения из-за необходимости использования сети для пресечения. Носовые салфетки представляют собой уточнение современных методов отбора проб свиной, чтобы минимизировать нагрузку на людей и свиней во время сбора образца. Хотя метод был разработан для и утверждена в настройках выставка свиней, она может быть легко применяться в других ситуациях, когда обнаружение прижизненной из IAV свиней необходимо (т.е. коммерческий свиньи, живые рынки животных, биомедицинские исследования и т.д.)
Как отмечалось выше, основным фактором этого способа отбора проб была популяция выставка свиной. Во время сельскохозяйственных ярмарок, свиней владельцы конкурировать, чтобы заработать денежные премии и известность на основе общего состава свиньи. Неофициальные данные показывают, что, если свинья не показать также, оwners может отнести его к уровню напряжения свиньи во время сдержанности и отбора проб. Носовые салфетки полезны для усилий видеонаблюдения, которые включают выборки отдельных животных в условиях, требующих низкой стресс животных. Возможность избежать наметом и заметно тревожные свиней при выполнении носовой протрите технику улучшилось общественное признание усилий видеонаблюдения ИФО в выставке свиней. 33 Низкий стресс характер носовой методом протирания и делает его хорошо подходит для коммерческих свинофермах. Кроме того, носовые протрите метод может помочь снизить затраты, потому что это требует меньше персонала и не требует специальной подготовки.
В дополнение к носовой мазки, другой обычно используется форма обнаружения возбудителя в коммерческой свиней включает позволяя свиней, которые размещены вместе, чтобы жевать на ватный веревки, который был помещен в их пера. Они депозит устные жидкости, которые могут быть собраны из веревки. 27,34,35 ротовой жидкости сбора произвоРезультаты CES, основанные на образцах, собранных из группы животных и ограничения для распространенности патогенов или передачи исследований. Кроме того, изоляция ИФО из устных жидкостей был бедным. 29 Устные жидкости были использованы для индивидуального свиней, но требуется время, чтобы повесить веревки и свиньи, чтобы насытить веревки может быть неэффективным для кадровых ресурсов. 36 Использование носовые салфетки позволяет для Быстрое оценка отдельных животных. Возможность и обнаружить и изолировать ИФО из носовых салфеток обеспечивает явное преимущество над устных жидкостей. Как и другие методы отбора проб, носовые салфетки могут быть наиболее эффективными в пик выделения вируса.
Есть некоторые ограничения, связанные с носовой салфеткой метод, который следует рассматривать, прежде чем внедрять процедуру. Свиньи любопытные животные, которые искоренить их мордами. Часто есть больше мусора собирают на носовой уничтожить, по сравнению с носовых мазков, из-за влажной, грязной средесалфетки контакты на внешней свиньи рыло. Контакт между носовой протрите подложку и свинья ограничивается более внешней поверхности дыхательных путей, чем носовых мазков, ситуация, которая часто приводит к непреднамеренным осаждения окружающей мусора (т.е. постельные принадлежности, корма, навоз и т.д.) на носовой салфетки. Эти загрязнители окружающей среды может препятствовать ПЦР или вызвать клеточную токсичность при вирусных попыток изоляции. Чистота места отбора проб и уровней экологической мусора может должны быть оценены, прежде чем приступить носовой протрите протоколы. Возникновение загрязнения окружающей среды носовых салфеток также означает, что IAV обнаружены с такой метод может быть пролита тестируемого животного в, а присутствовала в окружающей среде. В то время как способность приписать ИФО изолировать на конкретного животного не может быть проблемой для надзорной деятельности или стада на основе диагностики, это может быть ограничение, чтобы рассмотреть для лабораторного основе TRansmission исследования.
Другой вопрос, что нужно решить, прежде чем выбрать этот метод является увеличение хранения и транспортировки пространство, что большое число носовых смывов потребует. Флаконы для обтирания намного больше, чем стандартные 2 мл криогенных флаконах хранения, используемых для хранения носовой тампон и займет примерно три-четыре раза больше морозильного пространство для длительного хранения и кулер пространства для транспортировки в лабораторию. Хранение образцов в течение длительных периодов времени при комнатной температуре, в холодильнике или замораживания-оттаивания образцов будет все привести к снижению вирусной жизнеспособности. Особую осторожность нужно проявлять осторожность при оттаивании эти образцы. Поскольку марля впитывает много вирусной транспортной среды, образцы будут перегреваться быстро в сухом борта ванны. Случайно перегрева образцов в процессе оттаивания может также привести к снижению жизнеспособности вируса. Кроме того, из-за снижения восстановление ИФО в пробирке из салфеток компеared в мазках, рекомендуется носовой не салфетки можно использовать в ситуациях, требующих высокой чувствительности для жизнеспособного восстановления вируса. 30
Успешное использование IAV надзора в свиней по носовой методом протирания может привести к большей легкости отбора проб, повышенной принятия мер надзора, и меньше стресса на животных. В будущем, это может быть полезно для отбора проб свиней после вступления на справедливое или низкой стресс-тестирования отдельных свиней в коммерческих свиного стада. Этот метод может быть исследована для использования обнаружения других респираторных патогенов свиней. Потому что свиной играют решающую роль в появлении новых штаммов ИФО, продолжал активное наблюдение за IAV свиней является критическим. Таким образом, этот метод может помочь в обнаружении и эпидемиологического расследования возникающих новых штаммов IAVS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BBL Brain Heart Infusion | Becton, Dickinson and Company | 211059 | |
| Penicillin G Sodium Salt | MP Biomedicals, LLC | 021194537 | 1500 u/mg |
| Streptomycin Sulfate | AMRESCO LLC | 0382 | |
| Gentamicin Solution | Mediatech, Inc. | 30-005-CR | 50 mg/ml |
| Amphotericin B Solution | Fisher | S 24 25 | 250 ug/ml |
| Kanamycin Sulfate | Teknova | K2105 | 5000 ug/ml |
| TPP Rapid Filtermax System | TPP Techno Plastic Products AG | 99150 | |
| Nalgen Diagnostic Bottles | Thermo Scientific | 342002-9025 | HDPE with white PP closure |
| Dermacea Gauze Sponge, 8 ply | Covidien | 441211 | 5.08 cm × 5.08 cm (2 in. × 2 in) |
| Nitrile Exam Gloves | Saftey Choice | 19-170-010 (A-D) |
References
- Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications. J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).
- Nelson, M. I., Vincent, A. L. Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface. Trends Microbiol. 23, (2015).
- Zhou, N. N., et al. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).
- Webby, R. J., et al. Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States. J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).
- Vincent, A., et al. Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research. Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).
- Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana. J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).
- Zhou, N. N., et al. Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs. Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).
- Corzo, C. A., et al. Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).
- Lorusso, A., et al. Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008. J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).
- Loving, C. L., et al. Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v. J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).
- Smith, G. J., et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).
- Vijaykrishna, D., et al. Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine. Science. 328 (5985), 1529 (2010).
- Ducatez, M. F., et al. Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).
- Jhung, M. A., et al. Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States. Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States. Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).
- Killian, M. L., et al. Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair. Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).
- Wong, K. K., et al. Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).
- Bowman, A. S., et al. Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012. Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33 (2012).
- Wells, D. L., et al. Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission. JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).
- Bowman, A. S., et al. Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012. Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).
- Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).
- Gray, G. C., et al. Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).
- Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W. Ch. 40, Influenza virus. Diseases of Swine. Zimmerman, J. J. , Wiley-Blackwell. 557-571 (2012).
- Culhane, M. R., Detmer, S. E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. Methods in Molecular Biology. Spackman, E. Animal Influenza Virus, Methods in Molecular Biology; 1161. 259-263 (2014).
- Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. Animal Restraint for Veterinary Professionals. , Mosby. (2006).
- Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples. J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).
- Goodell, C. K., et al. Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time. Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).
- Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).
- Edwards, J. L., et al. Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations. Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).
- Zhang, J., Harmon, K. M. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 277-293 (2014).
- Zhang, J., Gauger, P. C. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. Animal Influenza Virus. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 265-276 (2014).
- Bowman, A. S., et al. The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature. Zoonoses Public Health. , (2015).
- Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections. J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).
- Prickett, J., et al. Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions. J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).
- Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. Collection of oral fluid from individually housed sows. J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).
