Summary
Este modelo novedoso para posterior trasplante ortotópico extremidad en el ratón, la aplicación de una técnica de manguito no de sutura para la anastomosis super-microvascular, proporciona una herramienta poderosa para la investigación inmunológica in vivo mecanicista relacionada con alotrasplante compuesto vascularizado (VCA).
Protocol
Todos los experimentos se llevaron a cabo de conformidad con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio del Instituto Nacional de Salud (NIH) y fueron aprobados por el Comité de la Universidad Johns Hopkins y Uso Animal Care (JHUACUC). Los procedimientos específicos se realizaron bajo el protocolo ACUC MO13M108 aprobado.
1. Operación del Donante
- Administrar analgesia en el punto de tiempo apropiado para cada formulación farmacológica antes de la cirugía. De acuerdo con el cuidado de los animales y el uso del protocolo aprobado el uso de 0,1 mg / kg de peso corporal por vía subcutánea de buprenorfina 1 hora antes de la incisión de la piel.
- Sedar al donante con isoflurano aplica a través de una cámara unida a un vaporizador de isoflurano al 4%; mantener sedación y anestesia en 2% a través de un cono de nariz. Realizar toe retirada pizca reflexión para controlar la profundidad de la anestesia antes de la iniciación del procedimiento.
- Use mascarillas, batas y guantes desechables de aislamiento.
- Afeitar el ar quirúrgicaea, en particular, la extremidad posterior y la ingle, y de preparación con 10% de povidona - yodo.
- Utilice un paño campo estéril, instrumentos esterilizados en autoclave y un microscopio de gran aumento (40X).
- Hacer incisión en la piel de la ingle con tijeras proximalmente a la zona de la mitad del muslo y conectar circunferencialmente la incisión para demarcar la extremidad posterior del resto del cuerpo del ratón.
- Identificar y disecar la arteria femoral, la vena y el nervio. Separar las tres estructuras utilizando fórceps y micro-tijeras.
- Una vez se diseca el pedículo vascular dividir los vasos a nivel del ligamento inguinal usando micro tijeras.
- A continuación, continuar dividiéndose los individuales ventral (gracilis y los músculos del muslo medial) y grupos de músculos dorsales 20 proximal a la altura de la mitad del muslo para separar el injerto del animal donante con unas tijeras.
- Seccionar el fémur y cortar a la mitad de la diáfisis femoral con unas tijeras.
- La eutanasia a los animales por sobredosis de isoflurano folguido por dislocación cervical. Confirmar el cese de los latidos del corazón y la respiración.
- Enjuague el miembro con 2 ml heparinizada (30 IE) frío (4 ° C) de solución salina mediante el uso de un 33 G de lavado de la aguja montada en una jeringa (ver Materiales Tabla).
- Coloque un manguito de poliamida en la vena femoral y la arteria, respectivamente.
- Envolver injerto en gasa de algodón húmeda, lugar en placa de Petri y se almacena a 4 ° C hasta su inserción.
2. Receptor Operación
- La eliminación de la extremidad posterior
- Administrar analgesia en el punto de tiempo apropiado para cada formulación farmacológica antes de la cirugía. De acuerdo con el cuidado de los animales y el uso del protocolo aprobado el uso de 0,1 mg / kg de peso corporal de buprenorfina SC 1 hora antes de la incisión de la piel.
- Sedar al donante con isoflurano aplica a través de una cámara unida a un vaporizador de isoflurano al 4%; mantener sedación y anestesia en 2% a través de un cono de nariz. Realizar la retirada del dedo del pie pizca de reflexión para supervisar el departamentoh de la anestesia antes de la iniciación del procedimiento.
- Utilice la pomada veterinaria en los ojos del ratón para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia.
- Afeitar el área quirúrgica, en particular, la extremidad posterior y la ingle y de preparación con 10% de povidona - yodo.
- Hacer incisión en la piel de la ingle con tijeras proximalmente a la zona de la mitad del muslo y conectar circunferencialmente la incisión para demarcar la extremidad posterior del resto del cuerpo del ratón.
- Identificar y disecar la arteria femoral, la vena y el nervio y separar las tres estructuras utilizando fórceps y micro-tijeras.
- Una vez se diseca el pedículo vascular, sujetar los vasos femorales en el nivel del ligamento inguinal.
- Cortar los vasos distal a nivel de la arteria epigástrica superficial.
- A continuación, continuar dividiéndose los individuales ventral (gracilis y los músculos del muslo medial) y grupos de músculos dorsales 20 proximal a la altura de la mitad del muslo para separar el li trasera nativamb de los animales receptores con unas tijeras.
- Seccionar el fémur en el medio del eje femoral usando tijeras.
- Cauterizar los músculos del muslo previamente cortados transversalmente para prevenir el sangrado del sitio de la disección y por lo tanto la pérdida de sangre del receptor.
- Implantación
- Minimizar la pérdida de fluido mediante la irrigación del campo operatorio con solución salina caliente (37 ° C) y la inyección de 0,3 ml de solución salina caliente antes y después de la operación.
- Coloque el injerto de una manera que refleja la posición anatómica precisa de la extremidad posterior nativa alineando el hueso del fémur del receptor y el injerto y la conexión mediante una aguja espinal 20 G como una varilla intramedular.
- Coaptar los grupos de músculos dorsales y ventrales utilizando material de sutura absorbible (6-0 Polysorb).
- Conectar los vasos femorales utilizando la técnica de manguito no de sutura; en detalle, tire de la parte receptora de la embarcación durante los puños montados previamente en el recipiente extremos de los Graft. Utilice una sutura de nylon 10-0 y realizar un empate circunferencial para fijar el buque receptor en el manguito.
- A continuación liberar las abrazaderas. En esta etapa verificar visualmente la rotación del manguito y un posicionamiento óptimo para evitar errores de rotación y el retorcimiento de los vasos.
- Realice una hemostasia meticulosa usando cauterio electro con un enfoque particular en la interfase con el donante receptor muscular y los extremos de los huesos.
- Cierre la piel con suturas de nylon no absorbibles (6-0 Ethilon).
- Establecer las condiciones normotérmicas permitiendo que el animal se recupere en su jaula bajo una lámpara de calentamiento. Continuar el seguimiento regular durante al menos 4 horas antes de devolverlo a la instalación de la vivienda.
- Proporcionar analgesia postoperatoria con buprenorfina a una dosis de 0,1 mg / kg SC cada 6-8 horas durante 3 días.
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Representative Results
Realización de alotrasplante compuesto vascularizado en un modelo de ratón usando una técnica no sutura del manguito permite lograr una excelente y de larga supervivencia del injerto plazo y animal como se muestra en la Figura 1. Además, se representa un método fiable de obtener resultados reproducibles de rechazo gradual aloinjerto en compuesto vascularizado alotrasplante como se documenta por las imágenes que se muestran en la Figura 2. H & E histología de los tejidos obtenidos a partir de animales sometidos a rechazo subraya aún más la dinámica reproducibles de rechazo de aloinjertos en este modelo murino (Figura 3).
Figura 1. La supervivencia del aloinjerto en un ratón Combinación cepa completamente H2-coincidentes [Balb / c (H2K d) en C57BL6 (H2K b)]. Si bien todos traspl singénicohormigas (n = 10) fueron aceptados a largo plazo, los aloinjertos no tratados (n = 10) fueron rechazados de forma aguda dentro y media de 8 - 9 días. Piel grado de rechazo 3 de acuerdo con criterios de Banff se consideró completa rechazo en este estudio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Características clínicas de rechazo y la dinámica de un Totalmente H2-coincidentes [Balb / c (H2K d) en C57BL6 (H2K b)] murino ortotópico de la extremidad posterior trasplante. (A) Grado Clínico 0, (B) Grado clínico 1, ( C) grado clínico 2, (D) grado clínico 3, y (e) de grado clínico 4 rechazo, (f) sobrevivir a largo plazo del aloinjerto (POD 100) se trató con una costimulación bloqueo (antiCD40 mAb + CTLA4Ig) régimen basado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. H & E tinción de la piel y del músculo en un trasplante singénico (A) y Trasplante alogénico (B) en el POD 8, así como H & E tinción de la almohadilla plantar de la piel y del músculo en un trasplante singénico (C) y Trasplante alogénico en el POD 8 (D ) (barra de escala:. 0,1 micras) Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Vascularizado compuesto alotrasplante, tales como las extremidades superiores y el trasplante de cara para la reconstrucción de defectos de tejidos devastadores, se ha desarrollado como una opción válida de tratamiento para los pacientes que no modificables a procesos de reconstrucción convencionales. Los avances técnicos en el campo de la microcirugía reconstructiva, así como una vasta experiencia con potente inmunosupresor y terapias inmunomoduladoras en el trasplante de órganos sólidos, ahora permite la supervivencia del injerto a largo plazo en esta población de pacientes únicos 3,21. Sin embargo, los efectos secundarios significativos de la inmunosupresión a largo plazo necesarios para el mantenimiento y la supervivencia del injerto todavía limitan la aplicación más amplia de mejora, pero no para salvar vidas modalidades reconstructivos 3,22,23 éstos vida. Además, el éxito de VCAs en contraste con los trasplantes de órganos sólidos también depende de la regeneración oportuna de los nervios receptores en el aloinjerto para volver a inervan ambos músculos para la función de motor, así comocomponentes sensoriales para el tacto y la sensación de temperatura para recuperar la función. Desde el punto de vista inmunológico, como en toda la medicina de trasplantes, el objetivo primordial en el trasplante reconstructiva es alcanzar un estado de tolerancia operacional que permite la aceptación de un aloinjerto sin necesidad de inmunosupresión de mantenimiento a largo plazo 23. En este sentido, el ratón ha evolucionado para representar la principal en el sistema de modelo in vivo en la investigación inmunología de trasplante para investigar formas de lograr aloantígeno tolerancia específica en un sistema inmunológico intacto. Además, el complejo de H2 ratón se asemeja mucho al complejo MHC humano. Por lo tanto, las cepas puras y genotipo del ratón permiten modelar escenarios clínicos de ajustes de vida y de donantes cadavéricos relacionados y no relacionados mediante el empleo de diversos grados de aloantígeno una mala adaptación de una singénico a una combinación cepa totalmente alogénico. La disponibilidad de animales transgénicos y knockout animales específicos, además de todoOWS investigación de las funciones y efectos de las vías moleculares individuales y mecanismos reguladores sobre la aceptación y el rechazo inmunológico, proporcionando la posibilidad de activación selectiva o el agotamiento de los componentes celulares o proteínas. Esto es acompañado de una amplia disponibilidad de agentes de diagnóstico y terapéuticos (por ejemplo., Anticuerpos) desarrollados exclusivamente para el sistema de ratón para in vitro e in vivo 24. En general, estos aspectos hacen que el sistema murino el "patrón oro" para la investigación básica inmunología del trasplante.
Aunque ha habido varios pequeños y grandes 13,16,18,20,25,26 14,27-29 modelos animales descritos para el AVC como recientemente revisado por Brandacher et al. 30 sólo muy pocos son realmente aplicables para la investigación inmunológica mecánica básica 16 , 24,30. Debido al pequeño diámetro de los vasos de la arteria femoral y la vena del ratón, se requiere cirugía avanzada y super-miformación y habilidades para realizar la anastomosis crosurgical exitoso como el componente clave de trasplante ortotópico de las extremidades posteriores. Si bien la disección meticulosa y cuidadosa de las estructuras anatómicas es tan críticamente relevante en este modelo como en los modelos publicados anteriormente 20,31,32, la técnica del manguito ha demostrado una curva de aprendizaje menos empinada en comparación con anastomosis de sutura de los vasos submilimétricas 16,25 y se puede lograr en un par de meses de entrenamiento con la práctica diaria rigurosa. Sobre la base de nuestra experiencia, un microcirujano inexperto necesitará 30 -50 intentos de procedimiento para adquirir conocimientos suficientes y fiables para llevar a cabo este modelo con altas tasas de éxito. Para el microcirujano experimentado y altamente capacitado 15 - 30 intentos debería ser suficiente para dominar este trasplante de extremidad posterior del ratón a base de manguito model.The reduce la complejidad del procedimiento que aquí se presenta se refleja aún más por el hecho de que este enfoque requiere la eslora del buque limitada y por lo tanto la disección. Nos encontramos tomando tél vasos del donante en el ligamento inguinal y de los vasos receptores a nivel de los vasos epigástricos superficiales proporciona suficiente longitud, a pesar de la idea común de que la técnica de manguito requiere una amplia longitud adicional de ser aplicable. Por ejemplo, un enfoque publicado previamente describe la necesidad de los buques cedentes cosecha a nivel de los vasos ilíacos y los vasos destinatario externo a nivel de los vasos poplíteos 32. Además, con la técnica de manguito, la realización de la anastomosis requiere menos tiempo en comparación con la técnica de sutura y conduce a un tiempo de funcionamiento reducida general. En manos expertas, ambos procedimientos donantes y receptores se pueden completar en un promedio de 90 minutos. Esta es una mejora significativa en comparación con los métodos previamente reportados en la que extendió la duración de la anestesia destinatario sea un factor determinante para el éxito y la supervivencia perioperatoria; haciendo que la necesidad de dos cirujano acercarse a un requisito previo 31-33.Además, un mínimo o ningún sangrado de la anastomosis contribuye aún más a la reducción significativamente la pérdida de sangre y por lo tanto reduce la necesidad de la reposición de líquidos de los recipientes, como se ha descrito previamente como otro factor determinante para el éxito en este modelo 33. Por último, la técnica de manguito representa un método con una ventaja de costes significativa en comparación con los altos costos de material de micro-11-0 sutura. Por lo tanto, la técnica no sutura manguito representa el paso más crítico del protocolo subyacente. En un elegante estudio por Tung et al., Varios de miocardio diferente y solapas osteomiocutáneo incluyendo un colgajo de piel de la ingle vascularizado se han descrito con sede fuera del pedículo ratón femoral recipiente 32. Mientras que el método que aquí se presenta se centra exclusivamente en el trasplante de toda la extremidad posterior del ratón, los principios presentados pueden ser fácilmente traducidos y empleados en varios otros diseños de aleta anatómicas. Es de destacar el hecho de que mientras los anteriores autores informan automutilacióno la autofagia del injerto como una complicación significativa durante la supervivencia postoperatoria 31,32 esto no se ha observado en nuestra experiencia. Además, la recuperación rápida y el deterioro de la capacidad limitada del animal de la alimentación y el aseo subraya que la inserción ortotópico de la pierna trasplantado inflige morbilidad solamente una mínima destinatario.
El modelo descrito en esta publicación de vídeo, además, presenta ventajas claras para el ajuste de ratón en comparación con las técnicas previamente publicados. En primer lugar, como se informó anteriormente por nuestro grupo 16, la técnica de manguito se puede emplear en los vasos con un diámetro de lumen más pequeño que 1 milímetro, lo que permite para el trasplante ortotópico de un aloinjerto extremidad posterior. Este enfoque proporciona la base para el empleo de este modelo combinado, tanto en inmunológica, así como los estudios funcionales de la regeneración nerviosa relacionada con VCA 16,25. la regeneración del nervio es de importancia clave para la field del trasplante reconstructiva, ya que estos son procedimientos de ahorro de no vida, cuyo éxito depende primordialmente de la restauración de los defectos funcionales y estéticos.
El recuadro heterotópico de un colgajo osteomiocutáneo procedente de la extremidad posterior es un modelo adicional disponible para el cirujano 15. En este enfoque, sin embargo, la extirpación quirúrgica de las estructuras de interés potencial, tales como las uñas y la piel lampiña de la almohadilla de la pata, limita la versatilidad de este método en comparación con el trasplante ortotópico de un aloinjerto de las extremidades posteriores anatómicamente inalterada. Esto es de particular interés en el trasplante reconstructiva ya que estas estructuras se han descrito como el objetivo de los procesos de rechazo en pacientes atípicos inflige tensión mecánica a sus aloinjertos mano 34. Inherentemente único a un aloinjerto de tejido compuesto vascularizado es el componente de hueso, como el hueso vascularizado contiene médula ósea viable y es un constantly la renovación de la fuente de los componentes y precursores del sistema inmune del donante. Si bien esto se consideraba cautela como una posible fuente de enfermedad de injerto contra huésped (EICH), esto no se ha observado tanto en modelos animales 35,36, así como los seres humanos 37. Muy por el contrario en realidad, como se muestra en los estudios preclínicos y clínicos 36 38-40, la combinación de trasplante de órganos con el trasplante de médula ósea del donante o la transfusión de productos de células derivadas de médula ósea seleccionada en realidad muestra efectos ventajosos con respecto a la cantidad de inmunosupresión necesario 21 ; algunos protocolos han demostrado incluso tolerancia operativa sin la necesidad de inmunosupresión basado en fármacos 41.
El modelo y la metodología mostrada por esta publicación produjeron 100% de supervivencia a largo plazo en animales donantes singénicos - combinaciones de receptores (Figura 1), así como se ha demostrado a patrones bien caracterizados de Accepta injertoNCE y rechazo en las combinaciones de cepas alogénicas como se indica en las figuras 2 y 3. Por otra parte, la piel como un objetivo principal visible de rechazo en VCA, sigue un patrón reproducible de 4 escenarios clínicos distintos de rechazo se correlaciona con los de VCA humano como se indica por la clasificación de Banff de trabajo 2007 del VCA 42, haciendo que este modelo en particular traducible que contiene la piel. Por lo tanto, este modelo de ratón altamente fiable para el trasplante reconstructiva sobre todo, presenta la disponibilidad de un sistema versátil modelo inmunológica de las cepas de ratón endogámicas y transgénicas genéticamente definidas que abre las posibilidades para estudios de diagnóstico y de intervención con impacto de traslación en VCA clínica.
La necesidad de habilidades de microcirugía básicos antes de embarcarse en el dominio de la técnica descrita se puede considerar como una limitación a este modelo, sin embargo, es el mismo obstáculo principal para cualquier modelo de microcirugía ratón. Juevess, este protocolo de vídeo está destinado principalmente para proporcionar el microcirujano sazonado con un enfoque alternativo para la anastomosis microvascular en un modelo murino in vivo para alotrasplante compuesto vascularizado. Además, el modelo permite el trasplante de un componente de médula ósea vascularizado intacta, así como el uso de un modelo funcional en la investigación regeneración de los nervios.
En conclusión, hemos establecido una novela, versátil y fiable para el modelo de ratón ortotópico posterior trasplante de extremidades usando una técnica de manguito no de sutura que se abre la puerta a la mecánica básica, así como la investigación traslacional en relación con cualquier aspecto de AVC.
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Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por el Ejército, la Marina, el NIH, la Fuerza Aérea, VA y Asuntos de la Salud para apoyar el esfuerzo AFIRM II, en virtud de la adjudicación núm W81XWH-13-2-0053. El Ejército de los EE.UU. de Investigación Médica Adquisición Actividad, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702 a 5014 es la oficina de adquisición y administración de adjudicación. Las opiniones, interpretaciones, conclusiones y recomendaciones son las del autor y no necesariamente son compartidas por el Departamento de Defensa.
Los autores desean agradecer a Jessica Izzi, DVM, Caroline Garrett, DVM y Julie Watson, DVM, por su excelente apoyo veterinario durante este estudio.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Suture, 6-0 Nylon | MWI | 31849 | |
| Suture, 6-0 Polysorb | MWI | 72667 | |
| Suture, 10-0 Nylon | Aero Surgical | TK-107038 | |
| Polyimide Tubing, Size 25 | Vention Medical | 141-0023 | |
| Polyimide Tubing, Size 27 | Vention Medical | 141-0015 | |
| Microvascular Clamps (Single) | Synovis | 00396 | |
| Microvascular Clamps (Double) | Synovis | 00414 | |
| Micro-Scissors | Synovis | SAS-18 | |
| Micro-Forceps | Synovis | FRS-15 RM-8 | |
| Micro-Dilators | Synovis | FRS-15 RM-8d.1 | |
| Micro-Needledriver | Synovis | C-14 | |
| Micro-Clamp Applicator | Synovis | CAF-4 | |
| Micro-Flushing Needle | Hamilton | 10MM, 30°, 33G | |
| Lactated Ringers Solution | Fisher Scientific | NC9968051 | |
| Buprenorphine | DEA Number required; Obtained from hosptial pharmacy. | ||
| Enrofloxacin; Baytril | Bayer Health Care | 186599 | |
| Heparin | Obtained from hosptial pharmacy |
References
- Khalifian, S., et al. Facial transplantation: the first 9 years. Lancet. , (2014).
- Petruzzo, P., Dubernard, J. M. The International Registry on Hand and Composite Tissue allotransplantation. Clin. Transpl. , 247-253 (2011).
- Shores, J. T., Brandacher, G., Lee, W. A. Hand and Upper Extremity Transplantation: An Update of Outcomes in the Worldwide Experience. Plast. Reconstr. Surg. , (2014).
- Levi, D. M., et al. Transplantation of the abdominal wall. Lancet. 361, 2173-2176 (2003).
- Strome, M., et al. Laryngeal transplantation and 40-month follow-up. N.Engl.J. Med. 344, 1676-1679 (2001).
- Rose, K. G., Sesterhenn, K., Wustrow, F. Tracheal allotransplantation in man. Lancet. 1, 433 (1979).
- Hofmann, G. O., et al. Allogeneic vascularized transplantation of human femoral diaphyses and total knee joints--first clinical experiences. Transplant. Proc. 30, 2754-2761 (1998).
- Hu, W., et al. A preliminary report of penile transplantation. Eur. Urol. 50, 851-853 (2006).
- Brannstrom, M., et al. Livebirth after uterus transplantation. Lancet. , (2014).
- Sarhane, K. A., et al. Diagnosing skin rejection in vascularized composite allotransplantation: advances and challenges. Clin. Transplant. 28, 277-285 (2014).
- Schneeberger, S., Khalifian, S., Brandacher, G. Immunosuppression and monitoring of rejection in hand transplantation. Tech. Hand Up. Extrem. Surg. 17, 208-214 (2013).
- Lee, W. P., et al. Relative antigenicity of components of a vascularized limb allograft. Plast. Reconstr. Surg. 87, 401-411 (1991).
- Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast. Reconstr. Surg. 129, 867-870 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. J Vis Exp. , (2013).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. J Vis Exp. , (2014).
- Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, 1374-1380 (2010).
- Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, 682-689 (2007).
- Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. , (2010).
- Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J. Surg. Res. 93, 97-100 (2000).
- Zhang, F., et al. Development of a mouse limb transplantation model. Microsurgery. 19, 209-213 (1999).
- Schneeberger, S., et al. Upper-extremity transplantation using a cell-based protocol to minimize immunosuppression. Ann. Surg. 257, 345-351 (2013).
- Azari, K., Brandacher, G. Vascularized composite allotransplantation. Curr Opin Organ Transplant. 18, 631-632 (2013).
- Pomahac, B., Gobble, R. M., Schneeberger, S. Facial and hand allotransplantation. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, (2014).
- Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 3, a015495 (2013).
- Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast. Reconstr. Surg. 133, 133e-141e (2014).
- Shapiro, R. I., Cerra, F. B. A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb. J. Surg. Res. 24, 501-506 (1978).
- Leto Barone, A. A., et al. The gracilis myocutaneous free flap in swine: an advantageous preclinical model for vascularized composite allograft transplantation research. Microsurgery. 33, 51-55 (2013).
- Mathes, D. W., et al. A preclinical canine model for composite tissue transplantation. J. Reconstr. Microsurg. 26, 201-207 (2010).
- Barth, R. N., et al. Prolonged survival of composite facial allografts in non-human primates associated with posttransplant lymphoproliferative disorder. Transplantation. 88, 1242-1250 (2009).
- Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, 39-50 (2012).
- Foster, R. D., Liu, T. Orthotopic hindlimb transplantation in the mouse. J. Reconstr. Microsurg. 19, 49 (2002).
- Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. Development of a Mouse Model for Heterotopic Limb and Composite-Tissue Transplantation. J. Reconstr. Microsurg. 17, 267-274 (2001).
- Zhang, F., Shi, D. Y., Kryger, Z., Moon, W. Development of a mouse limb transplantation model. Microsurgery. 19 (5), 209-213 (1999).
- Schneeberger, S., et al. Atypical acute rejection after hand transplantation. Am. J. Transplant. 8, 688-696 (2008).
- Mathes, D. W., et al. Stable mixed hematopoietic chimerism permits tolerance of vascularized composite allografts across a full major histocompatibility mismatch in swine. Transpl. Int. 27, 1086-1096 (2014).
- Yamada, Y., et al. Use of CTLA4Ig for induction of mixed chimerism and renal allograft tolerance in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 14, 2704-2712 (2014).
- Sachs, D. H., Kawai, T., Sykes, M. Induction of tolerance through mixed chimerism. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, a015529 (2014).
- Kawai, T., et al. HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 358, 353-361 (2008).
- Kawai, T., Sachs, D. H. Tolerance induction: hematopoietic chimerism. Curr Opin Organ Transplant. 18, 402-407 (2013).
- Kawai, T., Sachs, D. H., Sykes, M., Cosimi, A. .B. HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 368, 1850-1852 (2013).
- Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without GVHD or engraftment syndrome in HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci. Transl. Med. 4, 124-128 (2012).
- Cendales, L. C., et al. The Banff 2007 working classification of skin-containing composite tissue allograft pathology. Am. J. Transplant. 8, 1396-1400 (2008).
