Summary
Questo manoscritto descrive un protocollo dettagliato per la raccolta di dati pressione-volume dal mouse.
Abstract
Comprendere le cause e la progressione della malattia di cuore rappresenta una sfida significativa per la comunità biomedica. La flessibilità genetica del mouse fornisce un grande potenziale per esplorare funzione cardiaca a livello molecolare. Le ridotte dimensioni del mouse non presentare alcune sfide per quanto riguarda l'esecuzione di fenotipizzazione cardiaca dettagliata. La miniaturizzazione e altri avanzamenti nella tecnologia hanno fatto molti metodi di valutazione cardiaca possibile nel topo. Di questi, la raccolta simultanea di dati di pressione e di volume fornisce un quadro dettagliato della funzione cardiaca che non è disponibile attraverso qualsiasi altra modalità. Qui una procedura dettagliata per la raccolta di pressione-volume di dati loop è descritto. Incluso è una discussione dei principi alla base delle misure e le potenziali fonti di errore. anestesiologico e approcci chirurgici sono discusse in dettaglio in quanto sono entrambi fondamentali per ottenere la misura emodinamica di alta qualitàS. I principi dello sviluppo protocollo emodinamica e gli aspetti rilevanti di analisi dei dati sono anche indirizzati.
Introduction
Le malattie cardiovascolari continua ad essere una causa importante di mortalità e morbilità in tutto il mondo 1. Malattie del cuore rappresentano sfide particolarmente difficili per lo sviluppo di nuove terapie. I progressi della genetica prevedono la possibilità di identificare una moltitudine di potenziali contributori genetici allo sviluppo di malattie cardiache. La natura integrativa del sistema cardiovascolare richiede che tali obiettivi genetici essere convalidati in modelli animali intatti. I costi genetici flessibilità e bassa abitative del mouse hanno portato alla ribalta per la valutazione del ruolo fisiologico di un dato gene. Le piccole dimensioni del mouse presenta alcune sfide uniche per la valutazione della funzione cardiaca. Ci sono diverse modalità che possono fornire informazioni sulla funzione cardiaca, ma solo la misurazione simultanea della pressione ventricolare e del volume consente pressione-volume (PV) analisi di circuiti della funzione ventricolare. PV loop tuttofunzione cardiaca ow da analizzare indipendente dalla sua connessione al sistema vascolare; un fattore importante nel determinare il ruolo funzionale di un particolare elemento genetico.
La valutazione di loop pressione-volume è stato utilizzato sia sperimentalmente e clinicamente per molti anni e vasta letteratura esiste per quanto riguarda l'analisi di questi insiemi di dati 2,3. L'adattamento della tecnologia a circuito FV al mouse è un avanzamento importante per la comprensione della fisiologia cardiaca murino 4-6. Catetere basato tecniche dei circuiti PV coppia un trasduttore di pressione e l'uso di conduttanza di stimare il volume ventricolare. Il volume ventricolare viene determinata esaminando le variazioni di un campo elettrico generato dal catetere. Questo metodo modelli ventricolo come un cilindro, la cui altezza è definita dalla distanza tra gli elettrodi sul catetere e il raggio è calcolato per conduzione di un campo elettrico attraverso il sangueil ventricolo 7-9. Il segnale conduttanza misurata dal catetere presenta due componenti. La prima è la conduzione attraverso il sangue; questo varia con il volume del ventricolo e costituisce il segnale principale utilizzato per determinare il volume ventricolare. Il secondo componente risulta dalla conduzione attraverso e lungo la parete del ventricolo. Questo è chiamato conduttanza parallelo e deve essere rimosso al fine di determinare il volume ventricolare assoluto. Ci sono due sistemi commercialmente disponibili per la raccolta di dati pressione-volume nel laboratorio di ricerca e il metodo utilizzato per calcolare e rimuovere la conduttanza parallelo è la differenza principale tra loro 6,10,11. cateteri conduttanza richiedono l'iniezione di soluzione salina ipertonica per il calcolo della conduttanza parallelo. Questa iniezione cambia transitoriamente la conducibilità del sangue nel ventricolo, mentre la conducibilità della parete rimane costante. Da questi dati è possibile determinare lacomponente del segnale conduttanza che proviene dal sangue e ciò deriva dalla parete ventricolare. Questo approccio presuppone che conduttanza parallelo non varia durante il ciclo cardiaco. Il metodo ammissione si basa su cambiamenti di fase nel campo elettrico di valutare il contributo della parete ventricolare al segnale complessivo volume. Questo metodo si basa su una serie di costanti predeterminate per la conducibilità del sangue e miocardio per determinare il volume finale, ma rende misure continue di conduttanza parallelo durante il ciclo cardiaco. Entrambi questi sistemi forniscono buone stime del volume ventricolare sinistro e le differenze tra loro non sono suscettibili di essere fisiologicamente significativo. Il modello cilindrico del ventricolo e altre ipotesi rendono questi approcci catetere a base non è accurato come altre modalità, ma questa tecnica è fornita su base battito-per-battito che è essenziale per la valutazione del carico misure indipendenti della funzione cardiaca.
La procedura descritta qui è usato nel mio laboratorio e ha fornito dati per un gran numero di studi che esaminano i meccanismi fisiopatologici fondamentali di distrofica cardiomiopatia 12-18. La procedura descritta di seguito è uno dei due che può essere utilizzato per ottenere dati di loop PV. Mentre molti dei principi sono applicabili per entrambi gli approcci, questo protocollo si concentrerà su un approccio apicale open-petto; un protocollo torace chiuso è stato dettagliato altrove 19,20. Mentre la procedura verrà descritta in dettaglio, gli importanti principi generali sono per esporre il cuore con danneggiamento minimo sia il cuore o polmoni. Durante il protocollo è importante ricordare che questa è una procedura non-sopravvivenza e che avere una buona esposizione del cuore è criticamente importante per il corretto posizionamento del catetere.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Prima di eseguire le procedure descritte in questo protocollo, ottenere l'approvazione da parte del comitato cura degli animali e uso istituzionale locale.
1. Impostazione del Rig Sperimentale
Nota: Questa procedura viene eseguita su animali anestetizzati e la qualità dei dati è proporzionale alla qualità del sostegno offerto anestetico all'animale. Questo primo particolare sezione sarà l'attrezzatura e le procedure necessarie per fornire anestesia per il mouse durante l'esecuzione di questo protocollo.
- Selezionare un protocollo anestetico. anestetici inalatori hanno molte proprietà benefiche per l'esecuzione di analisi PV-ciclo, anche se alcuni protocolli iniettabili sono stati utilizzati come bene. Vedi la discussione per ulteriori informazioni sulla scelta di un regime anestetico.
- Fissare bombole di ossigeno compressi al tavolo chirurgico o muro vicino al sito chirurgico.
- Se si utilizza anestetici inalatori, usare un vaporizzatore per assicuraredosaggio corretto. Calibrare vaporizzatori ogni anno per assicurarsi che stanno fornendo la dose appropriata di gas anestetico. Collegare vaporizzatori a un flussometro che permette il controllo della velocità alla quale il gas entra nel circuito di anestetico. Fissato a 0,5-1,0 L / min.
- Utilizzare un collettore per consentire il flusso diretto di gas anestetico 1) camera di induzione, 2) una maschera, e 3) il ventilatore. Di evacuazione dei gas anestetici è estremamente importante e deve essere effettuata da un sistema attivo che o prese d'aria in una cappa aspirante (o altre infrastrutture edificio simile) o attraverso un contenitore progettato per rimuovere gas anestetici.
Nota: verificare con i funzionari della sanità del lavoro locali per garantire il rispetto di tutte le normative locali. - Mantenere la temperatura corporea utilizzando rilievi di riscaldamento e / o lampade di riscaldamento. Continuamente monitorare la temperatura corporea con un termometro rettale. Ciò consentirà aumenta o diminuisce proattive nel riscaldamento per garantire una temperatura corporea fisiologica (ͭ6; 37 ° C) durante la raccolta dei dati emodinamici.
- Fornire supporto liquido per contrastare la perdita di sangue e perdita di volume insensibili.
- Preparare una soluzione al 10% di albumina in 0,9% NaCl prendendo 1 ml di 25% di albumina e aggiungendo 1,5 ml di NaCl allo 0,9% in una siringa.
- Preparare un basso volume residuo del catetere intravascolare.
- Utilizzare le pinze per schiacciare il centro di plastica di un 0,5 pollici ago da 30 gauge. Utilizzando porta aghi, afferrare l'ago e rimuovere l'hub. Raschiare l'adesivo restante dall'ago utilizzando una pinza emostatica. Inserire l'estremità smussata dell'ago in un tratto di tubo Microbore. Utilizzare meno di 20 pollici di lunghezza per il tubo.
- Utilizzare una pompa a siringa per consentire volumi accurati da consegnare.
- Garantire un'adeguata ventilazione per la raccolta di dati fotovoltaici di alta qualità. Ci sono una varietà di ventilatori topo disponibili per l'acquisto. ventilatori a pressione controllata forniscono l'ambiente chiuso richiesto per inalanti ungas nesthetic e fornire un migliore controllo della ventilazione durante la procedura.
- Assicurarsi che le pressioni inspiratori sono limitati a <15 cm H 2 O per evitare barotrauma. Impostare il ventilatore per fornire l'impulso inspiratorio durante il 35% del ciclo respiratorio. L'uso di pressione positiva di fine espirazione (PEEP) a livello del 4 - 5 cm H 2 O migliorerà notevolmente la ventilazione del mouse, impedendo atelettasia del polmone e sostenere lo scambio di gas.
- Limitare lo spazio distale morti alla Y-giunto nel circuito ventilatorio. Questo è fondamentale perché il volume corrente del mouse è molto piccolo e qualsiasi spazio morto sottrae dalla consegna di aria fresca ispirata.
- Creare un tubo endotracheale del mouse di dimensioni (ET) tagliando la punta di un calibro 20 a permanenza del catetere intravascolare. Questo fornisce un punto rastremata per facilitare l'inserimento. Posizionare l'estremità tagliata nella Y-giunto del circuito anestetico.
- Utilizzare tubi flessibili in respiratoriacircuito. Qualsiasi memoria strutturale nel tubo creerà forze esterne che hanno il potenziale per tirare il tubo endotracheale fuori delle vie aeree del mouse.
- Sia il mouse determinare la frequenza respiratoria utilizzando il tasso più basso che sopprime l'unità respiratoria endogena. Inizia a un ritmo relativamente lento respiratoria di circa 60 respiri al minuto.
Nota: Con una ventilazione adeguata il mouse dovrebbe fare il minimo sforzo per respirare. Tuttavia, se la ventilazione è insufficiente, l'accumulo di CO 2 nel sangue avvierà sforzo respiratorio del mouse. Se questo si osserva, l'aumento della frequenza respiratoria è un modo straight-forward per aumentare la ventilazione alveolare. È spesso necessario aumentare la frequenza respiratoria in risposta ad aumenti del carico di lavoro cardiaco associato stimolazione del recettore beta-adrenergico. - Una volta che il circuito respiratorio è preparato, pressione testare il sistema inserendo la punta del tubo endotracheale (ET)con un dito. Assicurare una pressione delle vie aeree di ≈10 cm H 2 O. Questo test deve essere eseguito prima di ogni procedura.
2. approccio chirurgico
- Utilizzare piccole pinze e forbici e altre attrezzature da tabella 1. Tutti gli strumenti sono abbastanza piccole per consentire un facile utilizzo in campo chirurgico ingrandita. Utilizzare uno stereomicroscopio chirurgico per fornire un adeguato ingrandimento per diversi aspetti della procedura chirurgica.
- Utilizzare una cauterizzazione per massimizzare l'emostasi durante la procedura.
Nota: Ci sono un paio di ampie classi di cauterizzazione. Termocauterio riscalda un elemento metallico sottile che taglierà attraverso il tessuto muscolare e fermare le emorragie. Questi sistemi sono inizialmente relativamente poco costoso; tuttavia è importante notare che l'estremità del filo sono fragile e relativamente costosa. sistemi di elettrocauterizzazione sono più costosi da acquistare inizialmente, ma le punte sono molto robusto e non avranno bisogno di essere sostituired. - Induzione e preparazione chirurgica
- Ottenere il peso corporeo del topo.
- Posizionare il mouse in una camera di induzione che viene riempito con 5% isoflurano.
Nota: Il mouse non può sopravvivere più di pochi minuti in questo contesto. Solo 45 - 60 secondi sono necessari per il mouse a perdere le sue riflesso di raddrizzamento (sforzi per capovolgere quando sono immessi sulla sua schiena o di lato). - Una volta che il riflesso di raddrizzamento è perso, ridurre la concentrazione isoflurano al 2% e aprire il gas anestetico alla maschera.
- trasferire rapidamente il mouse al tavolo operatorio e metterlo in decubito dorsale con il suo naso all'interno della maschera.
- Se si utilizza elettrocauterizzazione, utilizzare una garza imbevuta di soluzione salina per accoppiare elettricamente il mouse per il pad messa a terra del sistema di elettrocauterizzazione.
- Fissare gli arti con nastro adesivo chirurgico. Questo nastro offre proprietà adesive anche se bagnato.
- Inserire una termosonda rettale per il corpo centrale di monitoraggiotemperatura. Fissare con nastro adesivo.
- Applicare un depilatoria al collo e petto del mouse. Attendere 2 - 3 min per il depilatoria al lavoro, e quindi rimuovere il pelo da queste aree utilizzando un applicatore con punta di cotone e / o salviette di laboratorio.
Nota: Drappeggi del campo chirurgico non è necessaria, in quanto questo è una procedura non sopravvivenza, ma può essere desiderabile per limitare l'esposizione del chirurgo al pad di terra cauterizzazione, se utilizzato. - Una volta che il mouse viene preparata per la chirurgia, valutare il piano chirurgica del mouse eseguendo un toe-pinch. Una volta assicurato di una profondità anestetico adeguato il mouse è pronto per la prima incisione.
- Ottenere il controllo delle vie aeree tramite intubazione orale o tracheotomia. Tracheotomia è un approccio conveniente che è relativamente semplice da eseguire.
Nota: Durante questa descrizione procedurale tutte le direzioni e orientamenti saranno relative al chirurgo.- Fare un'incisione al Level della tacca sternale che si estende dalla ≈ 5 millimetri a destra della linea mediana a ≈ 5 mm a sinistra della linea mediana.
- Effettuare una seconda incisione si estende lungo il bordo destro della prima incisione, estendendo rostrally ad un livello ≈ 2 millimetri caudalmente alla fine della mandibola.
- Effettuare una terza incisione estendentesi dall'estremità rostrale della seconda incisione verso ≈ 5 millimetri a sinistra della linea mediana. Ritrarre il lembo cutaneo conseguente a sinistra per esporre i tessuti sottostanti.
- Separare le ghiandole salivari parotidi e sottomandibolari sulla linea mediana per via smussa. Questo esporrà i muscoli sottostanti sovrastante la trachea.
- Senza mezzi termini separare la muscolatura sternohyoideus destra e sinistra per esporre la trachea.
- Passare un pezzo ≈10 cm di 3-0 sutura seta sotto la trachea, avendo cura di non includere l'esofago.
- Identificare posizione per la tracheotomia: appena caudale alla laringe c'è un divario prima del primo anello tracheale, questa è un'ideal percorso per eseguire la tracheotomia.
- Regolare il collettore per fornire gas anestetico per il ventilatore e accendere il ventilatore.
- Controllare eventuali perdite collegando la punta del tubo endotracheale (ET) con un dito. Assicurare una pressione delle vie aeree di ≈10 cm H2O.
- Utilizzando un ago calibro 20 come un bisturi, incidere la trachea. Rendere l'incisione relativamente ampia, come il tubo ET riempirà gran parte del lume tracheale.
- Muovendosi rapidamente, togliere la maschera e con attenzione inserire il tubo endotracheale in trachea. Non forzare i tessuti sono molto fragili e sfondare la parete della trachea possono causare un pneumotorace.
NOTA: immediatamente dopo l'inserimento, escursioni torace dovrebbero diventare evidenti. - Fissare il circuito ventilatorio con del nastro adesivo per evitare che il tubo endotracheale di essere tirato fuori.
- Legare un singolo nodo semplice nel 3-0 di sutura per formare una tenuta attorno al tubo ET.
Nota: A questo punto petto excursions deve essere chiaramente evidente. Se non è solitamente il posizionamento del tubo endotracheale all'interno della trachea che è il problema. Tirare il tubo ET indietro e cercare di riposizionarla, concentrandosi all'orientamento della trachea come guida.
- Preparazione della Vena giugulare sito
- Ritrarre le ghiandole salivari di sinistra rostrale-laterale esponendo la vena giugulare esterna.
- Bisect il muscolo sottile (sternomastoideus) che coprono la vena con dissezione smussa. Ciò esporre la superficie esterna della vena giugulare.
- cancellare con cautela grossi pezzi di tessuto, anche se la cautela deve essere usata come le pareti della vena sono molto sottili. Una volta che questo compito è completo, coprire la vena giugulare con le ghiandole salivari per preservarlo per incannulamento tardi.
- toracotomia; entra nello spazio pleurico senza danneggiare il cuore o polmoni
- Rimuovere gran parte della pelle che copre il torace si estende il bordo destro dellaincisione cutanea originale fino al livello del processo xifoideo, poi attraverso la linea mediana di ≈ 1,5 cm a sinistra della linea mediana.
Nota: Si deve prestare attenzione durante il taglio attraverso i vasi mammari esterni, che possono essere una fonte significativa di sanguinamento. Cauterizzare questi vasi prima di tagliarli in gran parte evitare questa emorragia. - Utilizzando smussa, ritrarre il lembo cutaneo lateralmente per esporre la muscolatura sottostante.
- Isolare l'inserimento del grande pettorale sul lato destro vicino alla parte caudale dello sterno mediante pinza vaso dilatazione. Cauterize e tagliare il muscolo.
- Tagliare il grande pettorale lungo il suo attaccamento allo sterno. Cauterizzare la bordi tagliati al fine di garantire l'emostasi.
- Successivo minare la gran dorsale sullo stesso lato, che è un grande foglio di muscolo che copre la faccia laterale del mouse. Cauterize e tagliare questo muscolo e poi rientrare alla fine del taglio craniale. Questo può richiedere un po 'smussatodissezione.
Nota: Le coste sono ora chiaramente evidente e il cuore possono anche essere visibile in alcuni ceppi di topi. Nella maggior parte dei topi, entrando petto nella parte caudale del quarto spazio intercostale fornirà un buon accesso al cuore. Il quarto spazio intercostale è il secondo spazio più caudale. - Per entrare nel torace, usare un paio di pinze taglienti a sezionare con attenzione verso il basso attraverso gli strati muscolari intercostali.
- Una volta che lo spazio pleurico è stato aperto, inserire con attenzione i dilatatori dei vasi punta smussata. Utilizzando i dilatatori dei vasi di fornire dolce forza verso l'alto sulla parete toracica, utilizzare i smussato forbici primavera fine di incidere con attenzione il resto dei muscoli intercostali.
- In primo luogo tagliare lateralmente, facendo attenzione a non tagliare il lobo polmonare sotto. Successivo estendere l'incisione mediale, ma rimanere 3 - 4 mm lateralmente della linea mediana per evitare l'arteria mammaria interna.
Nota: I vasi mammari interni corrono parallele allo sternoe può portare a una significativa perdita di sangue se tagliare accidentalmente. - cauterize cautela il bordo tagliato dei muscoli intercostali, utilizzando un applicatore con punta di cotone piccolo a rotolare il tessuto verso l'alto per permettere il contatto con il tessuto cauterizzazione taglio senza venire a contatto con i polmoni o cuore.
- Posizionare un salina imbevuto piccolo cotone punta dell'applicatore attraverso l'incisione rivolta verso la linea mediana. Fornire una delicata trazione verso l'alto per tirare la parete toracica lontano dalle strutture sottostanti. Iniziare cauterizzare parete toracica al bordo mediale dell'incisione e termina ≈ 1 centimetro laterale della linea mediana sul lato sinistro.
- Anticipo l'applicatore a sinistra in modo che sia costantemente sotto la punta cauterizzazione.
- Una volta che il tessuto è completamente cauterizzato, usare le forbici per tagliare con cura attraverso lo sterno. L'apice del cuore deve essere chiaramente visibile a questo punto.
- Utilizzando smussa, interrompere il pericardio e identificare la vena cava caudale.
- Controllare per la prova di qualsiasi sanguinamento e cauterizzare ora. Una volta che tutti sanguinamento è stato affrontato, rimuovere con attenzione ogni drappeggio, il pad cauterizzazione di messa a terra, e la soluzione salina garza imbevuta.
- Rimuovere gran parte della pelle che copre il torace si estende il bordo destro dellaincisione cutanea originale fino al livello del processo xifoideo, poi attraverso la linea mediana di ≈ 1,5 cm a sinistra della linea mediana.
- Posizionamento del catetere giugulare Vena
- Collegare il catetere fatto in fase 1.6.2 alla siringa contenente il 10% di albumina facendo scivolare con cautela il tubo nel corso di un ago da 30 gauge.
- Iniziare infondendo albumina attraverso il catetere.
- Orientare il catetere in modo tale che l'ago si trova sulla vena giugulare da solo, con l'ago smussata. Se necessario, utilizzare un supporto dell'ago per ruotare l'ago nel tubo per spostare la smussatura il corretto orientamento.
- Quando il catetere è completamente lavata interrompere l'infusione.
- Afferrare l'ago catetere con una pinza. Con l'altra mano, utilizzare una pinza di tessuto per ritrarre la ghiandola salivare per permettere la visualizzazione della vena giugulare. Esercitare una leggera trazione ai tessuti circostanti la giugulare distalevena creando tensioni sulla parete del vaso. Utilizzando un angolo basso di approccio, inserire delicatamente l'ago nella vena. Avanzare la punta dell'ago 3 - 4 mm nel recipiente.
- Prima di rilasciare l'ago catetere fissare il tubo di catetere con un pezzo di nastro, questo limiterà qualsiasi movimento dell'ago, una volta rilasciato.
- Rilasciare l'ago e tirare delicatamente lo stantuffo della siringa per confermare che il catetere è nel lume del vaso, visualizzando il sangue nella linea.
- Una volta posizionato correttamente fissare il catetere con colla chirurgica per attaccare l'ago per le ghiandole salivari sottostanti.
- Calcolare il volume totale da infondere. Se non ci fosse significativa perdita di sangue un volume di 5 ml / g di peso corporeo sarà sufficiente. Se ci fosse una significativa perdita di sangue infondendo 6-6,5 ml / g può essere richiesto. Impostare la portata tale che l'intero infusione sarà completata in 10 - 15 minuti.
- PV catetere posizionamento nelVentricolo sinistro
- Durante la procedura chirurgica descritta sopra, posizionare il catetere PV in una siringa contenente una soluzione salina per lasciarlo equilibrare.
- Appena prima del posizionamento, spostare la siringa e il catetere vicino al mouse. Con la punta del catetere a circa la stessa altezza come il cuore, azzerare la lettura di pressione.
- Usando una soluzione salina imbevuto piccolo cotone punta dell'applicatore, manovrare il cuore per permettere la visualizzazione dell'apice.
- Utilizzando un ago calibro 25, fanno un'incisione più vicino al centro dell'apice possibile.
- Dopo la rimozione dell'ago, inserire rapidamente il catetere attraverso l'incisione. Non ci vuole molta forza per inserire il catetere, in modo da dar prova di moderazione quando si avanza il catetere nel ventricolo. A volte è necessario eseguire un'incisione stab aggiuntivo. Se è necessario, provare a eseguire la successiva incisione vicino alla posizione iniziale per minimizzare i danni al cuore.
None: Una volta che il catetere viene fatto avanzare nel ventricolo la posizione finale è di fondamentale importanza. Il tracciato pressione ventricolare sarà evidente da una bassa pressione diastolica (<10 mmHg) e una pressione elevata sistolica (> 80 mmHg a questo punto). Idealmente, il catetere viene centrata nel ventricolo con gli elettrodi esterni solo all'interno del ventricolo. regolazioni fini della posizione del catetere possono essere eseguite osservando i dati PV-ciclo, alla ricerca di un tracciato a forma di scatola con ≈ 90 ° angoli tra le parti.
3. Dettagli procedurali
Nota: Una volta che il catetere è a posto un breve periodo di stabilizzazione (10 - 15 minuti) è necessaria per consentire all'animale di riprendersi da alcune delle stress chirurgico acuto e per dare il tempo per l'infusione di liquidi. Dopo questo periodo di stabilizzazione il protocollo reale può iniziare.
- Una volta che il catetere PV è posto e manipolazione chirurgica è cessata,abbassare il isoflurano al ≈ 1% come la necessità di un piano chirurgica profonda di anestesia è diminuito.
- Durante questo periodo, monitorare attentamente il mouse per assicurare un livello adeguato di anestesia viene mantenuta. valutare con attenzione ogni movimento; movimento dei muscoli respiratori suggerisce un livello di ipoventilazione e può essere risolto aumentando la frequenza respiratoria del ventilatore. Movimento di arti o spasmi di baffi sono segni che il mouse sta diventando troppo leggero e richiede più anestetico.
Nota: Ci sono una varietà di permutazioni di trattamenti che possono essere utilizzati in combinazione con questo protocollo. Molti di questi trattamenti richiederà l'infusione di farmaci. È essenziale per gestire efficacemente il volume spazio morto. interruttori soluzione può essere compiuta facendo scorrere il tubo del catetere dall'ago di una pompa a siringa all'altra. Facendo questo poco prima della fine dell'infusione anteriore permette il tubo del catetere sia loadedcon il successivo droga. È necessario conoscere il volume all'interno del tubo del catetere per determinare la temporizzazione dell'interruttore soluzione. L'introduzione di una piccola bolla d'aria nella linea permette la temporizzazione precisa dell'interruttore di infusione da determinare; questa bolla infuso nella circolazione venosa è ben tollerato.
- Durante questo periodo, monitorare attentamente il mouse per assicurare un livello adeguato di anestesia viene mantenuta. valutare con attenzione ogni movimento; movimento dei muscoli respiratori suggerisce un livello di ipoventilazione e può essere risolto aumentando la frequenza respiratoria del ventilatore. Movimento di arti o spasmi di baffi sono segni che il mouse sta diventando troppo leggero e richiede più anestetico.
- Modificare le condizioni di carico del cuore abbassando il precarico e l'aumento del post-carico.
- Ridurre precarico bloccando il ritorno venoso al cuore. In questa preparazione, visualizzare e occludono la vena cava caudale mentre passa dal diaframma al cuore. Eseguire questa occlusione uniformemente e in tempi relativamente brevi, di durata non superiore a 2 - 3 sec. Aumentare post-carico del ventricolo sinistro transitoriamente eseguendo un lieve compressione addominale della durata di 1 - 2 sec.
- Durante queste variazioni di carico del cuore, pausa respirazioni di eliminare ogni manufatto introdotto dal ventilatore.
- Calibrare il segnale di volume con °cateteri conduttanza e. Queste procedure non sono necessari con cateteri utilizzando la tecnologia ammissione.
- Dopo il protocollo sperimentale iniettare 5 - 10 ml di soluzione salina ipertonica (20% NaCl) per calcolare la conduttanza parallelo.
- Raccogliere il sangue rimuovendo il catetere e prelievo di sangue dal ventricolo sinistro in una siringa eparinizzata. Inserire questo sangue in cuvette di volume noto e utilizzare il catetere per misurare la conduttanza.
- Utilizzare le misure cuvetta conduttanza per convertire il segnale conduttanza a volume e la conduttanza parallela è necessario definire il volume assoluto misurato dal catetere.
- Una volta che il protocollo è completa, eutanasia il mouse rimuovendo cuore dopo transezione della vena cava e gli allegati aortiche.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Per convenzione, volume viene tracciata sull'asse X e la pressione sul l'asse Y come in Figura 1. I cicli di pressione-volume risultanti dalla pressione tramato contro di volume deve essere simile a un rettangolo, i bordi verticali rappresentano variazioni isovolumic di pressione (vale a dire, quando entrambi valvole mitrale e aortica sono chiusi). Il orizzontale inferiore rappresenta riempimento ventricolare attraverso la valvola mitrale e la porzione orizzontale superiore rappresenta ventricolare svuotamento attraverso la valvola aortica. In pressioni ventricolari sano wild type sinistro del mouse di 90 - 110 mmHg sono attesi con la massima dP / dt di 8.000 - 12.000 mmHg / sec (vedi Tabella 1 per gamme di normali parametri emodinamici). I valori normali previsti nella tabella si basano sui valori ottenuti dalla wild type C57BL / 10 e C57BL / 6 topi; Tuttavia, è importante notare che ci sono differenze significative tra i ceppi 21. La procedura outlined qui concentra sull'uso di un'incisione stab apicale per posizionare il catetere all'interno del ventricolo sinistro. Un altro approccio popolare è quello di inserire il catetere retrograda attraverso la valvola aortica seguente inserimento del catetere in arteria carotide destra. L'approccio retrograda come il vantaggio che può essere eseguita con una cassa chiusa, con conseguente mantenimento delle normali pressioni intra-toracica; Tuttavia, gli animali vengono frequentemente aerati durante questa procedura che limita questo vantaggio. I limiti approccio petto chiusi controllano più l'orientamento del catetere all'interno del ventricolo, mentre l'approccio torace aperto fornisce una maggiore capacità di manovrare il catetere all'interno del ventricolo. Un potenziale problema con l'inserimento retrograda del catetere è il potenziale per la traccia ostruzione. Il diametro dell'aorta del mouse varia da 0,8 a 1,2 mm 22,23, il diametro dei cateteri pressione-volume commercialmente disponibili varia da 0.33 (1.0 French) a 0,47 mm (1,4 FreNCH). Le dimensioni relative di questi cateteri nel contesto di un grande e piccolo dell'aorta sono descritte nella Figura 2. La frazione di efflusso bloccato dal catetere attraversa l'aorta può diventare un problema significativo in piccoli cuori e dovrebbero essere presi in considerazione quando si esegue studi di loop PV in piccoli cuori. Ci sono diversi manufatti di misurazione che può complicare l'analisi dei dati fotovoltaici, uno dei più comuni è catetere intrappolamento. Ciò è evidente come un picco di pressione alla fine della sistole probabilmente risultante dalla compressione diretta del trasduttore di pressione da un muscolo papillare o un'altra struttura dinamica all'interno ventricolo (Figura 3). Questo è un problema, perché la maggior parte metodi per la funzione sistolica determinare utilizzano la pressione massima. La pressione sistolica e massima derivata della pressione (dP / dt) dal set di dati con catetere intrappolamento devono essere esaminati attentamente e l'analisi possono avere bisogno di essere modificati per ottenere dati significativi.
loop pressione-volume possono essere utilizzati in un'ampia varietà di protocolli per valutare la funzione cardiaca. Questi includono le valutazioni di riserva cardiaca tramite 12,14,16,17 stimolazione β-adrenergico. Un'ampia varietà di farmaci può essere infuso per valutare eventuali effetti acuti sulla fisiologia cardiaca. Controllo delle vie aeree permette anche per la somministrazione di miscele di gas alterati che permettono gli effetti dell'ipossia e / o acidosi sulla funzione cardiaca da affrontare direttamente 24-27. Inoltre, l'analisi di questi dati fotovoltaici può anche fornire una valutazione dettagliata delle proprietà passive del ventricolo sinistro, che possono essere modificate in modo significativo in vari stati di malattia 12.
| Parametro | Intervallo normale |
| Pressione sistolica | 90-110 mmHg |
| pressione diastolica | 4 - 10 mmHg |
| Massima dP / dt | 8.000 - 12.000 mmHg / sec |
| Minimo dP / dt | -8,500 - -12.000 MmHg / sec |
| Tau | 5 - 6 sec |
| Frequenza cardiaca | 550-600 bpm |
| gittata cardiaca | 10 - 13 ml / min |
| Frazione di eiezione | 40 - 60% |
Tabella 1. I valori normali per Selected Parametri emodinamici.
Figura 1: Rappresentante Loops pressione-volume da un selvaggio dati Tipo C57BL / 10 mouse rappresentante che è stato raccolto utilizzando le procedure descritte in thi.s manoscritto. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Rappresentazione schematica della importanza del diametro dell'aorta e potenziale ostruzione del flusso traccia Schema delle dimensioni relative dell'aorta mouse e il cateteri pressione-volume disponibili in commercio per i topi.. Questi dati sottolineano l'importanza di considerare deflusso pista ostruzione al momento di valutare i topi più piccoli che utilizzano un approccio di inserimento del catetere retrogrado. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ci sono tre passaggi critici di questa procedura: 1) il posizionamento del tubo endotracheale e ventilazione appropriata, 2) posizionamento del catetere IV giugulare, e 3) il corretto posizionamento del catetere PV nel ventricolo sinistro. Determinare la frequenza respiratoria appropriata è una parte importante di fornire un supporto ventilatorio. topi coscienti generalmente mantengono ventilazione alveolare con rapidi respiri. In generale, i topi ventilati avranno volumi correnti molto più grandi. Pertanto è richiesto un tasso più lento respiratoria. Questo è importante in quanto troppo poco la ventilazione si tradurrà in acidosi respiratoria e troppa ventilazione porterà ad alcalosi respiratoria, entrambe le condizioni che alterano la funzione cardiaca. Un modo semplice di ottimizzare la frequenza respiratoria è quello di prendere spunti da sforzo respiratorio del mouse e utilizzare la frequenza respiratoria più basso che elimina lo sforzo respiratorio dal mouse anestetizzato.
Una caratteristica fondamentale del ciclo PVanalisi è di mantenere un livello sufficiente di anestesia senza significative depressione della funzione cardiaca. Ci sono molti regimi anestetici che possono essere applicati con successo per eseguire PV analisi di circuiti. Questi possono essere suddivisi in due grandi categorie: anestetici inalatori e iniettabili. All'interno di quest'ultimo gruppo sono una varietà di miscele che possono essere utilizzati, tuttavia, molte di queste miscele hanno potenziali effetti cardio-depressiva 19. Dei cocktail iniettabili, anestetici uretano basato il minore impatto cardio-depressivi 4,19. Fare attenzione a limitare l'esposizione del personale di uretano in quanto è un sospetto cancerogeno 28. Isoflurano e sevoflurano sono gli agenti anestetici inalatori attualmente disponibili. Entrambi questi agenti hanno effetti cardio-depressivi a dosi sufficienti per la manipolazione chirurgica. È importante sottolineare che, anestetici per via inalatoria possono essere titolati per effetto. Questo permette una dose analgesica maggiore durante la preparazione chirurgica e quindi un minore sedatDose ive per la misurazione della funzione cardiaca, minimizzando così gli effetti cardio-depressivo di questi composti.
Se i parametri emodinamici sono inferiori ai livelli normali, ci sono diverse cause comuni. In primo luogo è basso volume di sangue, secondaria alla perdita di sangue o evaporazione. Questa complicanza è generalmente affrontato con la somministrazione di liquidi descritto nella sezione 2.7. Come indicato al punto 1.5, il mantenimento della temperatura corporea è molto importante anche per la valutazione della funzione emodinamica. Così attento monitoraggio è essenziale, un sistema di feedback digitale può essere utile per il mantenimento della temperatura corporea durante la registrazione. Assicurare che l'anestetico è stato correttamente ridotta durante la fase di misura è anche un aspetto importante del miglioramento delle prestazioni cardiaca.
Misurare parametri indipendenti dal carico della contrattilità è uno dei vantaggi principali di analisi di circuiti PV. Il tempo reale raccolta simultanea di pressione e volume dati fornisce la capacità unica di misurare i cambiamenti emodinamici in risposta alle diverse condizioni di carico sul cuore. Questa analisi permette la funzione contrattile del cuore per essere isolato dalle azioni dei vasi. Riduzioni di precarico attraverso l'occlusione del ritorno venoso sono stati utilizzati per valutare le misure indipendenti dal carico di contrattilità in molti modelli animali e l'uomo 4,7,12-16,18,29-32. In piccoli roditori, questa procedura si traduce in un curvilineo telesistolico relazione pressione-volume 4,31,33. Questo probabilmente deriva dalla riduzione della perfusione coronarica che accelera notevolmente il declino della funzione sistolica 34. Nel topo, 2 - 3 sec di dolci risultati compressione addominale uno spostamento verso destra della PV loop. Ciò è dovuto sia un aumento della post-carico e precarico 12. Aumenti risultato postcarico prolungato in un aumento della funzione contrattile, un fenomeno chiamato effetto Anrep 35. Comunque, ilbreve durata della compressione addominale utilizzato in questi studi indicano che l'effetto Anrep non influenza la funzione cardiaca con questa procedura. In altri studi, costrizione aortica acuta nei cani è stato dimostrato per aumentare la funzione contrattile, ma questo è stato ipotizzato il risultato di effetti della ridotta perfusione sistemica 36. Anche la durata e la gravità della interruzione del flusso aortico risultante dalla compressione addominale, come qui descritto, non è sufficiente ad aumentare significativamente la funzione contrattile secondaria a ipo-perfusione dei tessuti sistemici. L'analisi dei cicli fotovoltaici ottenuti per compressione addominale allineare bene con loop PV ottenuti subito dopo la vena cava caudale occlusione. Insieme, queste osservazioni dimostrano che la compressione addominale transitorio qui descritto non altera significativamente la contrattilità del cuore. Inoltre, questa procedura fornisce un importante metodo per valutare le proprietà passive del cuore su un ampio range di volumi telediastolico.
L'analisi delle misure indipendenti dal carico richiede la selezione di specifiche PV loop da includere nell'analisi. E 'estremamente importante che ciò avvenga in modo coerente in tutta una serie di dati sperimentali. Ventilazione a pressione positiva crea un artefatto emodinamica attraverso respiratorie alterazioni a carico del precarico al ventricolo sinistro 37. Per evitare questo artefatto, loop fotovoltaici devono essere raccolti durante brevi periodi di apnea (3 - 4 sec). Le pause nella respirazione sono particolarmente utili in quanto forniscono un migliore controllo dei cambiamenti sperimentali in carico sul cuore. E 'importante mantenere questi periodi di apnea brevi per evitare ipoventilazione. Le procedure descritte in questo manoscritto raccolgono dati indipendenti dal carico di due procedimenti distinti, vena cava caudale occlusione e la compressione addominale, raccolti approssimativamente allo stesso tempo. I loop isolati da queste due procedure dovrebbero essere combinati e analizzati together quanto entrambi misurano la funzione dello stesso cuore sotto, all'incirca, le stesse condizioni. Ci sono alcuni principi da considerare nel selezionare i loop per l'analisi. Evitare battiti aritmici. Il battito dopo un battito caduto è sempre anormalmente grande e battiti prematuri sono anormalmente piccola; entrambi saranno perturbare l'analisi dei dati. Evitare battiti dove la pressione è in declino ma il volume è costante. Questi sono comuni nel topo dopo l'occlusione della vena cava caudale e sono probabilmente secondario alla scarsa perfusione del miocardio. Infine, includere solo i dati di battute subito dopo il cambiamento di carico; i battiti durante il periodo di recupero sono probabilmente influenzati da alterazioni nell'attività nervoso simpatico secondarie a variazioni della pressione arteriosa sistemica derivanti dalla manipolazione delle condizioni di carico del cuore.
analisi del ciclo PV fornisce una valutazione estremamente dettagliata della funzione cardiaca. Quando viene applicato in combinazione con il flex geneticabilità e le spese di alloggio bassi del mouse è in grado di fornire un mezzo pratico per valutare la fisiologia cardiaca a livello molecolare. Ci sono diverse limitazioni importanti che devono essere considerati quando si decide di eseguire questi test. In primo luogo, si tratta di una procedura invasiva in cui sono anestetizzati topi, che può incidere aspetti importanti della funzione cardiaca. Inoltre, l'interpretazione dei dati di ciclo fotovoltaico richiede una comprensione dettagliata della fisiologia cardiaca sia per identificare i modelli all'interno dei dati e le potenziali variabili confondenti. Inoltre, poiché questi test sono terminali non possono essere utilizzati per valutare lo stesso del mouse ripetutamente. I volumi ventricolari derivati da cateteri FV tendono ad essere meno accurati rispetto ai volumi ventricolari anatomici forniti da RMN. Ciò non è sorprendente come cateteri fotovoltaici modellare il ventricolo come un cilindro, che è chiaramente una stima del volume complessivo del ventricolo. Il vero punto di forza è la capacità di raccogliere queste informazioni volume a un alto frefrequenza, permettendo così l'analisi battito-per-battito delle variazioni di volume ventricolare.
La raccolta e l'analisi dei dati FV dal mouse può essere impegnativo, ma il metodo fornisce informazioni sulla funzione cardiaca che non è disponibile tramite qualsiasi altro metodo. Questa procedura fornisce il quadro più completo della funzione cardiaca a disposizione e il suo utilizzo nel modello murino fornirà una piattaforma importante per la determinazione delle basi molecolari di complessi stati di malattia cardiaci come l'insufficienza cardiaca e cardiomiopatie ereditarie. Questo manoscritto fornisce informazioni dettagliate sugli aspetti più critici di eseguire questa procedura. Tuttavia, come tutte le procedure complicate, questo richiede pratica per costruire le competenze di microchirurgia che sono necessarie per eseguire correttamente questi esperimenti.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
L'autore desidera ringraziare il finanziamento da NHLBI (K08 HL102066 e R01 HL114832).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Dumont 5/45 (2) | Fine Science Tools | 11251-33 | |
| Vessel Dilating Forceps | Fine Science Tools | 18153-11 | |
| Castroviejo Micro Dissecting Spring Scissor | Roboz Instruments | RS-5668 | |
| Octogon Forceps - Serrated/Curved | Fine Science Tools | 11041-08 | |
| Octogon Forceps - Serrated/Straight | Fine Science Tools | 11040-08 | |
| Dissector Scissors- Heavy Blade | Fine Science Tools | 14082-09 | |
| Transpore Surgical Tape | 3M | 1527-1 | |
| 3-0 Silk Suture | Fine Science Tools | 18020-30 | |
| TOPO Ventilator | Kent Scientific | TOPO | |
| Martin ME 102 Electrosurgical Unit | Harvard Apparatus | PY2 72-2484 | |
| Syringe Pump | Lucca Technologies | GenieTouch | |
| Stereomicroscope with boom stand | Nikon | SMZ-800N | |
| Thermocouple Thermometer | Cole Parmer | EW-91100-40 | |
| T/Pump Warm Water Recirculator | Kent Scientific | TP-700 | |
| ADVantage Pressure-Volume System | Transonic | ADV500 | |
| Data Acquision and Analysis | DSI | Ponemah ACQ-16 |
References
- Mozaffarian, D., et al. Heart disease and stroke statistics--2015 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 131 (4), e29-e322 (2015).
- Katz, A. M. Influence of altered inotropy and lusitropy on ventricular pressure-volume loops. J Am Coll Cardiol. 11 (2), 438-445 (1988).
- Kass, D. A., Maughan, W. L. From "Emax" to pressure-volume relations: a broader view. Circulation. 77 (6), 1203-1212 (1988).
- Georgakopoulos, D., et al. In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (4 Pt 2), H1416-H1422 (1998).
- Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
- Feldman, M. D., et al. Validation of a mouse conductance system to determine LV volume: comparison to echocardiography and crystals. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (4), H1698-H1707 (2000).
- Baan, J., et al. Continuous measurement of left ventricular volume in animals and humans by conductance catheter. Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).
- Salo, R. W., Wallner, T. G., Pederson, B. D. Measurement of ventricular volume by intracardiac impedance: theoretical and empirical approaches. IEEE Trans Biomed Eng. 33 (2), 189-195 (1986).
- Wei, C. L., et al. Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole. IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).
- Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Exp Physiol. 98 (6), 1092-1101 (2013).
- Kottam, A., Dubois, J., McElligott, A., Henderson, K. K. Novel approach to admittance to volume conversion for ventricular volume measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2514-2517 (2011).
- Meyers, T. A., Townsend, D. Early right ventricular fibrosis and reduction in biventricular cardiac reserve in the dystrophin-deficient mdx heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308 (4), H303-H315 (2015).
- Townsend, D., Yasuda, S., Li, S., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Emergent dilated cardiomyopathy caused by targeted repair of dystrophic skeletal muscle. Mol Ther. 16 (5), 832-835 (2008).
- Townsend, D., et al. Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure. Mol Ther. 15 (6), 1086-1092 (2007).
- Strakova, J., et al. Dystrobrevin increases dystrophin's binding to the dystrophin-glycoprotein complex and provides protection during cardiac stress. J Mol Cell Cardiol. 76, 106-115 (2014).
- Yasuda, S., et al. Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer. Nature. 436 (7053), 1025-1029 (2005).
- Townsend, D., Daly, M., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. Age-dependent dystrophin loss and genetic reconstitution establish a molecular link between dystrophin and heart performance during aging. Mol Ther. 19 (10), 1821-1825 (2011).
- Townsend, D., Yasuda, S., McNally, E., Metzger, J. M. Distinct pathophysiological mechanisms of cardiomyopathy in hearts lacking dystrophin or the sarcoglycan complex. FASEB J. 25 (9), 3106-3114 (2011).
- Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).
- Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect. J Vis Exp. (100), e52618-e52618 (2015).
- Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiol Genomics. 42A (2), 103-113 (2010).
- Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283 (5), H1829-H1837 (2002).
- Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).
- Palpant, N. J., Day, S. M., Herron, T. J., Converso, K. L., Metzger, J. M. Single histidine-substituted cardiac troponin I confers protection from age-related systolic and diastolic dysfunction. Cardiovasc Res. 80 (2), 209-218 (2008).
- Palpant, N. J., D'Alecy, L. G., Metzger, J. M. Single histidine button in cardiac troponin I sustains heart performance in response to severe hypercapnic respiratory acidosis in vivo. FASEB J. 23 (5), 1529-1540 (2009).
- Palpant, N. J., et al. Cardiac disease in mucopolysaccharidosis type I attributed to catecholaminergic and hemodynamic deficiencies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H356-H365 (2011).
- Townsend, D. Diastolic dysfunction precedes hypoxia-induced mortality in dystrophic mice. Physiol Rep. 3 (8), e12513 (2015).
- Schmähl, D., Port, R., Wahrendorf, J. A dose-response study on urethane carcinogenesis in rats and mice. Int J Cancer. 19 (1), 77-80 (1977).
- Freeman, G. L., Little, W. C., O'Rourke, R. A. The effect of vasoactive agents on the left ventricular end-systolic pressure-volume relation in closed-chest dogs. Circulation. 74 (5), 1107-1113 (1986).
- Reyes, M., et al. Enhancement of contractility with sustained afterload in the intact murine heart: blunting of length-dependent activation. Circulation. 107 (23), 2962-2968 (2003).
- Segers, P., et al. Conductance catheter-based assessment of arterial input impedance, arterial function, and ventricular-vascular interaction in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1157-H1164 (2005).
- Townsend, D., et al. Chronic administration of membrane sealant prevents severe cardiac injury and ventricular dilatation in dystrophic dogs. J Clin Invest. 120 (4), 1140-1150 (2010).
- Sato, T., Shishido, T., et al. ESPVR of in situ rat left ventricle shows contractility-dependent curvilinearity. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (5 Pt 2), H1429-H1434 (1998).
- Sunagawa, K., et al. Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart. Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).
- Cingolani, H. E., Pérez, N. G., Cingolani, O. H., Ennis, I. L. The Anrep effect: 100 years later. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H175-H182 (2013).
- Baan, J., van der Velde, E. T. Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs. Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).
- Rankin, J. S., Olsen, C. O., et al. The effects of airway pressure on cardiac function in intact dogs. Circulation. 66 (1), 108-120 (1982).
