Summary
Qui si descrive la procedura dettagliata di intestinale ischemia-riperfusione nei topi che causa ferite riproducibili senza la mortalità per favorire la standardizzazione di questa tecnica in tutto il campo. Questo modello di intestinale danno da ischemia-riperfusione può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni e di rigenerazione.
Abstract
ischemia intestinale è una condizione pericolosa per la vita associata con una vasta gamma di condizioni cliniche, tra cui l'aterosclerosi, trombosi, ipotensione, enterocolite necrotizzante, il trapianto di intestino, traumi e l'infiammazione cronica. Intestinal ischemia-riperfusione (IR) infortunio è una conseguenza di ischemia mesenterica acuta, causata dal flusso sanguigno insufficiente attraverso i vasi mesenterici, causando danni intestinali. Riperfusione dopo ischemia può esacerbare ulteriori danni dell'intestino. I meccanismi di danno IR sono complessi e poco conosciuta. Pertanto, modelli sperimentali piccoli animali sono fondamentali per comprendere la fisiopatologia di lesioni IR e lo sviluppo di nuove terapie.
Qui si descrive un modello murino di danno IR intestinale acuta che fornisce lesioni riproducibili del piccolo intestino, senza mortalità. Ciò si ottiene ischemia inducendo nella regione dell'ileo distale temporalmente occludinag i rami collaterali periferici e terminali dell'arteria mesenterica superiore per 60 minuti utilizzando clip microvascolari. Riperfusione per 1 ora, o 2 ore dopo i risultati di lesioni a danno riproducibile dell'intestino esaminato da analisi istologica. La corretta posizione delle clip microvascolari è fondamentale per la procedura. Pertanto, il video clip fornisce una dettagliata descrizione visiva step-by-step di questa tecnica. Questo modello di lesione intestinale IR può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni e di rigenerazione.
Introduction
L'intestino è molto sensibile alla interruzione del flusso di sangue che provoca ischemia e epiteliale danni. Riperfusione dopo ischemia fornisce ri-ossigenazione dei tessuti, e può promuovere ulteriormente la patologia. Pertanto, intestinale danno da ischemia e riperfusione è associata ad una vasta gamma di patologie, tra cui enterocolite necrotizzante, il rigetto nel trapianto di intestino tenue, complicanze della chirurgia addominale aneurisma aortico, bypass cardiopolmonare, e infiammatoria cronica dell'intestino 1,2. Lesioni intestinali IR, ischemia mesenterica particolarmente acuta, è una condizione di pericolo di vita con conseguente morbilità e mortalità 3.
Anche se poco conosciuta, intestinale ischemia-riperfusione (IR) danno è pensato per essere associate a cambiamenti nella flora intestinale, nonché la produzione di specie reattive dell'ossigeno e citochine infiammatorie e chemochine 1,4-6. Questo porta alla attivazione sia inNate e meccanismi immunitari adattivi che promuovono l'infiammazione dei tessuti e lesioni 1,7,8.
I modelli animali sono fondamentali per la comprensione dei meccanismi di danno IR, in quanto consentono un facile guadagno-e la perdita-di-funzione di esperimenti genetici. Diversi modelli animali di IR sono state sviluppate che includono occlusione vascolare completo, a basso flusso ischemia, e segmentato occlusione vascolare (riassunto in una recente revisione globale 9). Ischemia intestinale causata da occlusione vascolare completa di mesenterica superiore (SMA) è un modello semplice e comunemente usato di IR in grandi animali e roditori 9-11. Tuttavia, diverse aree del intestino hanno diversa suscettibilità al danno. Inoltre, la vasta gamma di anestetici, analgesici, tecniche di occlusione, così come incoerenza nella durata del danno ischemico e risultato del recupero in gradi variabili di danno confondendo la nostra comprensione della biologia di IR attraverso Studie multiplas. La tabella 1 mostra queste incongruenze negli studi IR murini. Il più grande svantaggio di utilizzare i tempi d'ischemia più brevi (30-45 minuti) si rivolge la finestra di recupero su cui possono essere osservate differenze discernibili tra casi e controlli. lieve lesione all'epitelio può essere risolto un'ora dopo riperfusione, quindi specializzata metriche patologiche possono essere necessari per trovare le differenze di restituzione epiteliale. Al contrario, danni eccessivi, come visto da 100 min di lesione ischemica può comportare la denudement completa dell'epitelio, qualora la restituzione non è più possibile, aumentare il tasso di mortalità, e tempo di recupero. Pertanto, qui si descrive la procedura dettagliata di IR intestinale nei topi che causa ferite riproducibili senza la mortalità per favorire la standardizzazione di questa tecnica in tutto il nostro campo. Questo modello di lesione intestinale IR può essere utilizzato per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni e di rigenerazione.
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Protocol
Gli studi sugli animali sono stati eseguiti in accordo con l'Istituto Nazionale di Salute e linee guida sono state approvate dalla cura degli animali Istituzionale e utilizzare Comitato dell'Istituto Trudeau. 8-12 settimane di età topi C57BL / 6 sono stati utilizzati per lo studio.
1. Preparazione per la chirurgia
- Preparare e sterilizzare gli strumenti chirurgici.
- Preparare il sistema di anestesia isoflurano-based con cono, e pad riscaldata. Assicurarsi pad riscaldata non è surriscaldato (<39 ° C).
- Assicurarsi che il isoflurano evacuazione dei gas filtro viene posizionato correttamente a garantire le luci di scarico sul fondo del contenitore non sono bloccati o occlusa in alcun modo. Pesare gas scavenging bomboletta prima procedura e il peso documento sul contenitore. Eliminare il contenitore quando il peso contenitore supera i 50 g di peso accumulato (~ 12 ore).
2. Anestesia
- Anestetizzare mouse con 3% isoflurano in una camera di induzione (1 L / minO 2).
- Valutare profondità dell'anestesia da una incapacità di rimanere in posizione verticale, perdita di movimento intenzionale volontaria, la perdita del riflesso corneale, rilassamento muscolare, e la perdita di risposta alla stimolazione reflex (punta o la coda pizzico con pressione costante).
- Valutare la frequenza respiratoria e il modello osservando parete toracica e addominale movimenti. In anestesia ottimale, la frequenza respiratoria dovrebbe essere ~ 55-65 respiri al minuto.
- Rimuovere mouse dalla camera di induzione e radere rapidamente l'area addome del mouse.
- Per prevenire l'essiccamento della cornea, posizionare blanda pomata oftalmica negli occhi.
- Posizionare il mouse sul tappetino riscaldato e collegarlo tramite cono di sistema di anestesia. Assicurarsi membrana cono lattice naso si inserisce saldamente sopra la testa del mouse e non vi è alcuna perdita di isoflurano.
- Ridurre tasso isoflurano al 1,5%, e iniettare buprenorfina (0,1 mg / kg) e ketamina (10 mg / kg) per via sottocutanea per impedire avvolgimento del dolore in cascata.
- pulire °e pelle della zona operazione con un tampone di cotone sterile imbevuto di soluzione chirurgica Betadine seguita da etanolo al 70%.
3. Chirurgia
- Fare un cm laparotomia linea mediana 3-5 con le forbici di funzionamento. zona di operazione di copertura con tampone non aderente sterili inumidito con soluzione fisiologica. Isolare cieco e ileo ed esporre l'arteria mesenterica superiore utilizzando tamponi di cotone inumidito con soluzione salina.
- Per facilitare l'applicazione di clip, fare piccole incisioni nel mesentere circostante l'arteria mesenterica superiore con iris belle scissors.To fare questo, alzare delicatamente l'intestino con una pinza medicazione e tagliare mesentery su entrambi i lati dell'arteria mesenterica superiore alla posizione clip desiderata (Figura 1A). Quindi, aggiungere alcune gocce di soluzione salina sterile per l'area di posizione della clip desiderata prima di applicare clip.
Nota: per eseguire l'intervento chirurgico farsa, seguire la procedura chirurgica fino al punto 3.2. Non applicare clip. Invece, mantenere il tessuto umido con aggiunta s caldoaline come descritto nel 3,6 per 1 ora. In seguito, passare al punto 4.1, - Occlude i primi rami ordine dell'arteria mesenterica superiore con clip microvascolari (70 g forza) utilizzando una clip applicatore per creare una regione 5-7 cm dell'ileo ischemico adiacente cieco (Figura 1B). Anche se la posizione dei vasi è conservatore, ci potrebbero essere lievi differenze tra i topi (vedere esempi nella Figura 1). Pertanto, 2 o 3 clip sono solitamente richiesti (vedi la posizione dei clip su figura 1A, D, E, frecce nere).
Nota: utilizzare clip del vaso di alta qualità. clip ad alta pressione può danneggiare i vasi e prevenire la rigenerazione mentre clip a bassa pressione (<30 g) non possono bloccare completamente il flusso di sangue. - Bloccare il flusso di sangue attraverso l'intestino collaterale utilizzando due clip microvascolari tutti navi (40 g forza), demarking regione dell'intestino ischemico (Figura 1). L'occlusione dei vasi collaterali è necessario perevitare afflusso di sangue dai vasi sanguigni adiacenti (vedi la posizione dei clip su figura 1A, D, E, frecce verdi).
- Opzionale: Aggiungere la soluzione di eparina (6 USP unità / ml), per prevenire la coagulazione del sangue. Gocciolata aggiungere 0,5 ml di soluzione di eparina per l'intestino isolato.
- Wet pad non aderente salviettine delicate sterili con soluzione salina pre-riscaldato a 37 ° C e si applicano a zona chirurgica. Assicurarsi che salviettine rimane umido durante l'intera procedura.
- Mantenere ischemia per 60 min usando 1-1,5% anestesia isoflurano in tutto. Se la procedura ischemia è eseguita correttamente, la regione ischemica cambia in vino rosso in colore in circa 30 min. Si noti che i vasi sanguigni distali alla posizione della clip sono ingrandite durante l'ischemia (figura 1, pannelli di destra) che indica l'occlusione di successo.
- Seguire da vicino il mouse durante la fase di ischemia. Continuare ad applicare soluzione salina per il pad non aderente che copre il sito chirurgico.
- marchioi bordi della zona ischemica pipettando 20 ml di Gill`s 3 ematossilina sul tessuto per agevolare la raccolta del tessuto ischemico e tessuto sano adiacente dal medesimo mouse per il confronto (Figura 1E, pannello di destra).
4. Fase riperfusione
- Alla fine della ischemia aggiungere qualche goccia di soluzione salina sull'area fermaglio e rimuovere delicatamente clip microvascolari con clip applicatore. Poi, spingere delicatamente l'intestino torna alla cavità addominale con punte di cotone inumidito saline. Rimuovere pad non aderente e chiudere la parete addominale e la pelle con 9 mm in acciaio inox clip ferita. Se riperfusione viene eseguita più di 3 ore, utilizzare una sutura Vicryl assorbibile per chiudere la parete addominale prima di applicare clip ferita sulla pelle.
- Mantenere topi in una gabbia pulita riscaldata per tempo desiderato (30 min, 60 min, 120 min, o 180 min) per la fase di riperfusione.
- Controllare gli animali, almeno ogni 30 min per assicurare la stabilità.
- Euthanize topi da CO 2 overdose seguita da dislocazione cervicale al momento desiderato seguendo riperfusione.
- Aprire cavità addominale e raccogliere il tessuto intestinale ischemico per ulteriori analisi. Harvest sano tessuto normale adiacente al tessuto danneggiato come controllo interno per tenere conto di qualsiasi reazione sistemica di un infortunio.
Nota: Questo controllo è più appropriato rispetto alla farsa topi di controllo operato perché i topi sham operato non subiscono una reazione sistemica al danno IR-indotta. - Lavare contenuto intestinale con 30 ml siringa con l'ago collegato sonda gastrica riempito di soluzione salina e poi tagliare l'intestino in senso longitudinale. Se è richiesto un campione di intestino per l'analisi di espressione genica, tagliare un frammento di 1,5 millimetri longitudinalmente, e utilizzare il pezzo rimanente per l'analisi istologica.
- Per l'analisi istologica, preparare un rotolo svizzero con un paio di pinze a rotolare la intestine.
- Per mantenere la forma arrotolata, posizionare i pezzi di intestino tra imbottiture biopsia in cassette di tessuto (Figura 2). Mettere le cassette in 10% formalina tamponata.
- Fix tessuto in formalina per almeno 24 ore. Sostituire formalina con il 70% di etanolo per altre 24 ore. Conservare tessuto in 70% di etanolo indefinitamente a temperatura ambiente.
- Incorporare in paraffina, taglio 5 sezioni micron e macchia con ematossilina ed eosina utilizzando un protocollo standard (Figura 3).
6. punteggio
- Punteggio ottenuto il murino danno da ischemia-riperfusione come riassunto nella tabella 2. Scegliere un metodo di punteggio appropriato.
- Opzionale: Dividere il campo visivo in quattro sezioni poiché la gravità del danno varia in tutta la sezione.
- Calcolare la media di ogni sezione da punteggi ottenuti alla cieca.
- Confrontare il grado del tessuto danneggiato tra casi e di controllo nonché di the indenne tessuto utilizzando un test di Kruskal-Wallis, seguito dal test di confronto multiplo di un Dunn.
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Representative Results
Abbiamo ottimizzato il protocollo sperimentale di chirurgia IR avere riproducibile lesioni IR indotta dell'ileo nei topi. I risultati rappresentativi sono dimostrati in questa sezione.
La Figura 1 mostra alcuni esempi di posizione clip microvascolari per indurre ischemia dell'ileo. frecce nere indicano la posizione dei principali clip occlusione primi rami ordine di mesenterica superiore. Le frecce verdi indicano la posizione della clip supplementari per bloccare afflusso di sangue dai vasi collaterali. Nota aumento delle dimensioni dei vasi occlusi distali nella posizione di clip e il cambiamento di colore della regione ischemica di intestinte. Dopo la rimozione delle clip a fine vasi sanguigni ischemia riguadagnare il flusso di sangue e ritornare alle dimensioni normali.
La Figura 2 mostra un esempio di una cassetta tessuto contenente rotoli svizzeri preparati da concontrollo e regioni ischemiche dell'ileo dopo 1 ora di ischemia, seguito da un 1 ora di riperfusione. Un pezzo di milza è stata inclusa per facilitare il posizionamento di controllo e IR intestino durante la lavorazione e la colorazione. Si noti la differenza di colore tra il controllo e il tessuto ischemico.
La figura 3 mostra rappresentante ematossilina ed eosina di controllo e regioni ischemiche dell'ileo dopo 1 ora di ischemia o 1 ora di ischemia seguita da 2 ore di riperfusione. Si noti i gravi danni dell'epitelio dopo 1 ora di ischemia caratterizzata da emorragica villi, denudement dell'epitelio con parziale a completa ablazione del cripte, e l'infiltrazione di cellule immunitarie (asterisco). Dopo 2 ore di danni da riperfusione villi e infiammazione persistono (asterisco), ma non c'è emorragia dei tessuti.
La figura 4 mostra un esempio di analisi di cy infiammatoriaespressione tokines a 1 ora e 2 ore dopo ischemia-riperfusione nell'intestino ischemica e di controllo. Nota upregulation dell'espressione dell'mRNA del TNF, IL-1b, IL-6 e CXCL2 a 1 ora e 2 ore dopo ischemia-riperfusione confrontato con il controllo tessuto sano.
Figura 1: induzione di ischemia mediante clip vascolari (A) Luogo isolato dell'intestino contenente cieco e ileo.. I piccoli tagli nel mesentere circostante l'arteria mesenterica superiore sono fatti per facilitare l'applicazione clip. (B) applicazione Clip microvascolare con clip di applicatore. (C) Posizione del clip microvascolari su arteria mesenterica superiore per indurre ischemia. (D, E). Esempi di struttura vascolare e posizionamento clip diversi topi. Le frecce indicano l'area ischemica di ileo segnato da ematossilina. <a href = "https://www.jove.com/files/ftp_upload/53881/53881fig1large.jpg" target = "_ blank"> Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2:.. Preparazione del tessuto per l'analisi istologica del tessuto cassetta contenente panini svizzeri preparati dalle regioni ischemiche e di controllo del ileo dopo 1 ora di ischemia seguita da un 1 ora di riperfusione Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Colorazione ematossilina-eosina di ileo dopo ischemia ematossilina e eosina di controllo e ischemici regioni del ileo dopo 1 ora di ischemia, o 1 ora di ischemia.seguito da 2 ore di riperfusione. Bar = 500 micron (pannelli superiori), 200 micron (pannelli inferiori). Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 4: L'espressione di citochine infiammatorie durante l'ischemia-riperfusione Espressione di CXCL2, TNF, IL-6, IL-1b è stata misurata a 1 ora e 2 ore dopo l'ischemia-riperfusione nel tessuto ischemico (IR) e il tessuto di controllo normale (C). adiacente alla regione ischemica mediante real-time PCR. n = 3 - 8 topi per gruppo, * p <0,05; ** P <0.01; *** P <0.001. Le barre di errore rappresentano SEM prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
| Specie murini | Anestesia / Analgesia | Metodo di occlusione dell'arteria | tempo di ischemia | Tempo dopo riperfusione | Riferimento | |||
| ratti Sprague-Dawley | pentobarbital di sodio | Occlusione di SMA e dell'arteria celiaca mediante clip da aneurisma o morsetto | 45 min | 2 ore | 12 | |||
| C57Bl6 / 129 | 2% alotano | Occlusione di arteriole mesenterica, e prossimale e porzioni distali del tessuto ischemico. | 30 a 130 min | 6 ore | 13 | |||
| C57BL / 6 | Ketamina, Isoflurane | L'occlusione di SMA con clip per aneurisma. L'occlusione di circul garanziazione al prossimale e zona distale. | 1 ora | 1,5 ore | 4,8,11 | |||
| C3H / Hej | pentobarbital di sodio | Occlusione con clip da aneurisma o morsetto | 40 min | 6 ore | 14 | |||
| C56BL / 6 | isoflurane | L'occlusione di un'arteria SMA e ileocolica con clip da aneurisma o morsetto | 100 min | 1, 2, 4, 24 hr | 15 | |||
| C57BL / 6 | uretano | Occlusione con clip da aneurisma o morsetto | 45 min | 60 min | 16 | |||
Tabella 1: Variazioni di Metodologia lesioni murino intestinale IR-indotta
| Sistema "3" Istologia scoring | Riferimento | ||
| Grado 0: mucosa normale | 13,17,18 | ||
| Grado 1: spazio sottoepiteliale alla punta dei villi | |||
| Grado 2: spazio sottoepiteliale più esteso | |||
| Grado 3: sollevamento epiteliale lungo i lati dei villi | |||
| Grado 4: Denuded villi | |||
| Grade 5: perdita di tessuto dei villi | |||
| Grade 6: Cripta livello del miocardio | |||
| Grade 7: infarto transmucosale | |||
| Grade 8: infarto transmurale | |||
| Grado 0: mucosa normale | 4,8,11,19-21 | ||
| Grado 1: Desquamazione delle cellule sulle punte villi | |||
| Grado 3: Villi erano assenti, ma cripte erano ancora facilmente rilevabile | |||
| Grado 4: completa assenza di strutture epiteliali e necrosi transmurale | |||
| Grado 0: villi Normale | 6,22-31 | ||
| Grado 1: Villi con distorsione punta | |||
| Grado 2: Calice cellule e gli spazi Gugenheims 'mancano | |||
| Grado 3: Villi con interruzione di leopardo delle cellule epiteliali | |||
| Grado 4: Villi con vista, ma intatto lamina propria con desquamazione delle cellule epiteliali | |||
| Grade 5: lamina propria è essudando | |||
| Grade 6: Villi che Display emorragia o di villi che sono denudata | |||
| Grado 0: Istologia normale 32,33 | |||
| Grado 1: Lieve rottura dell'epitelio superficiale | |||
| Grado 2: epiteliale lesioni perdita di cellule a punta villi | |||
| Grado 3: vasocongestione mucose, emorragie e necrosi focale con perdita di meno della metà dei villi | |||
| Grado 4: Danni estende a più di metà dei villi | |||
Tabella 2: Istologia punteggio Sistemi lesioni murino intestinale IR-indotta
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Discussion
Lo sviluppo di modelli murini di intestinale lesioni IR hanno notevolmente migliorato la comprensione dei meccanismi di danno tissutale e aiutato nello sviluppo di potenziali strategie terapeutiche per ridurre al minimo i danni ai tessuti 7,9,11,34. I passaggi critici di questo protocollo sono il corretto posizionamento delle clip microvascolari, corretta tempistica della valutazione ischemia e propria istologica di lesioni IR.
La durata di ischemia è fondamentale per la successiva danno epiteliale. Il tempo tipico necessario per indurre lesioni IR riproducibili senza la morbilità e la mortalità dei topi sperimentale è 45-60 minuti seguita da una riperfusione 2-3 ore. Lunghi periodi di ischemia può risultati in perdita completa dell'epitelio e aumento della mortalità. Ad esempio, in un modello suino di ischemia digiunale, 60 min occlusione provoca una perdita parziale della Villa dell'epitelio, mentre occlusione 120 min portato alla perdita completa di villi dell'epitelio 35. iomportantly,-germi e topi geneticamente manipolati possono mostrare una maggiore sensibilità al danno IR, e il tempo di conseguenza ottimale di ischemia e di riperfusione può avere bisogno di essere ottimizzato in esperimenti preliminari. Anche se il tempo tipico per la valutazione dei danni ai tessuti dopo la riperfusione è di 2-3 ore, tempo più lungo (12 ore) è richiesto per l'analisi di cellule staminali intestinali mobilitazione 36. Inoltre, i cambiamenti nella microflora commensale e TLR / segnalazione Nod-mediata possono influenzare in modo significativo il risultato del danno di IR 4,8,37-39.
La corretta posizione della clip microvascolari è essenziale anche per lesioni IR riproducibile. Qui si descrive il modello di lesioni IR dell'ileo distale murino. parti distinte dell'intestino sono noti per mostrare diversa sensibilità al danno IR. Ad esempio, digiuno è più sensibile al danno IR di ileo e colon 9,34,40. In effetti, il modello ischemia-riperfusione del digiuno occludendo SMA con un unicoclip viene comunemente utilizzato per studiare i meccanismi di danno IR (vedi rif. 9 per una revisione globale dei diversi metodi di IR-infortunio negli animali). Tuttavia, la posizione precisa del clip e l'analisi delle diverse sezioni dell'intestino, oltre a diversi metodi di anestesia varia tra questi studi, rendendo difficile riprodurre (vedere Tabella 1). Un'ulteriore complicazione di lesioni IR del digiuno è elevata mortalità in quanto la posizione del clip vascolari vicino alla radice della SMA colpisce afflusso di sangue alla vasta area di intestino. Pertanto, in questo studio abbiamo sviluppato un protocollo per indurre lesioni IR coerente di ileo terminale, che è facile da riprodurre. Per indurre lesioni IR riproducibile ileo, la posizione corretta di clip vascolari è critica. Questo risultato è ottenuto occludendo i rami periferici e collaterali della mesenterica superiore grado artery.The di lesioni IR può essere valutata valutazione delle sezioni ematossilina eosina usando originale Chiu / Park o sistemi di punteggio modificati 11,18,34,41,42. Inoltre, la valutazione dei danni ai tessuti può essere eseguita utilizzando terminale deossinucleotidil transferasi biotina-dUTP nick end-etichettatura (TUNEL) colorazione del DNA frammentato, o attivo della caspasi-3 colorazione immunoistochimica, analisi dei neutrofili misurando l'attività mieloperossidasi o valutazione immunoistochimica di neutrofili utilizzando Gr -1, o Ly6G anticorpi colorazione 7,11. Citochine e chemochine infiammatorie, come IL-1b, TNF, IL-6, CXCL1, CXCL2, CCL2 possono essere valutati mediante real-time PCR 2,4,8. Un esempio di analisi di espressione di citochine infiammatorie è mostrato nella figura 4.
E 'importante notare che, nonostante l'alta riproducibilità e l'accessibilità delle lesioni IR dell'ileo, questo modello non può riflettere tutti i segni clinici della malattia umana, in condizioni di malattia particolarmente croniche e condizioni con occlusione parziale dell'arteria mesenterica superiore 9 9,43. Pertanto, i modelli che utilizzano animali di grossa taglia, come i maiali sono stati sviluppati 9,44. Un'attenta selezione del modello animale seconda condizione umana in fase di studio è critica. In sintesi, si descrive un modello semplice e robusto di lesioni IR intestinale che può essere utilizzata per studiare i meccanismi cellulari e molecolari di lesioni epiteliali e rigenerazione.
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Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto dal russo Science Foundation, concessione n. 14-50-00060 e LLC RUSCHEMBIO. Questo lavoro è stato sostenuto anche dal Crohn e Colite Foundation of America concedere 294.083 (a AVT), e dal NIH concedere RO1 DK47700 (CJ).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Heated Pad | Sunbeam | E12107-819 | Alternative: Braintree Scientific heated pad |
| Table top research anesthesia Machine | Vasco | UCAP 0001-0000171 | Alternative: Parkland Scientific, V3000PS |
| Nose Cone | Parkland Scientific | ARES500 | |
| Scavenger canister and replacement cartridge | Parkland Scientific | 80000, 80120 | |
| Induction Chamber | Surgivet | V711802 | |
| Isoflurane | Piramal Healthcare | NDC 66794-013-10 | Controlled substance, contact IACUC |
| Animal clipper | Oster | Oster Golden A5 078005-050-003 | |
| Ophthalmic ointment | Webster | 8804604 | |
| Buprenorphine | McKesson | 562766 | Controlled substance,contact IACUC |
| Ketaset (Ketamine HCl) | Pfizer | NADA 45-290 | Controlled substance, contact IACUC |
| Cotton tips | Puritan medical products | 806-WC | Autoclave before use |
| Betadine | Purdue Products | 67618-150-17 | 10% Povidone-Iodine |
| Sterile saline solution | Aspen | 46066-807-60 | Adjust to room temperature before use |
| IR rodent thermometer | BIOSEB | BIO-IRB153 | |
| Micro vascular clips, 70 g | Roboz Surgical | RS5424, RS5435 | Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion |
| Micro vascular clips, 40 g | Roboz Surgical | RS6472 | Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion |
| Clip applying forceps | World Precision Instruments | 14189 | Alternative: Roboz #RS-5410 or #RS-5440 |
| Gill's 3 hematoxylin | Thermo Scientific | 14-390-17 | |
| Surgical staples, Reflex 9 mm | Cell Point Scientific | 201-1000 | |
| Autoclip applier | Beckton Dickinson | 427630 | |
| Byopsy foam pad | Simport | M476-1 | |
| Tissue cassette | Fisher Healthcare | 15182701A | Histosette II combination lid and base |
| 10% buffered formalin | Fisher Scientific | 245-684 | |
| Surgical iris scissors | World Precision Instruments | 501263-G SC | Alternative: Roboz RS6816 |
| Operating scissors | World Precision Instruments | 501219-G | Alternative: Roboz RS6814 |
| Dressing forceps | Roboz Surgical | RS-5228, RS-8122 | Alternative: World Precision Instruments 1519-G |
| Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50 mg | Sigma | 2106 | |
| Reflex wound clip removing forceps | Roboz Surgical | RS-9263 | Alternative: World Precision Instruments: 500347 |
| Mice C57BL/6J mice | Jackson Laboratory | Stock No 0664 | |
| Telfa non-adherent dressings, 3 x 4, sterile | Coviden | 1050 | |
| Fisherbrand transfer pipets | Fischer Scientific | 13-711-5AM | Use pipets to dropwise add saline |
References
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