Summary
Um modelo de tumor primário do cancro da mama ortotópico e remoção cirúrgica do tumor primário para prolongar a vida do rato para gerar metástase espontânea são descritos. O crescimento do tumor e progressão são monitorados e quantificado por imagens de fluorescência da luciferase.
Abstract
A metástase é a principal causa de mortalidade de pacientes de cancro da mama. O mecanismo subjacente a metástase de células de câncer, incluindo metástase do câncer de mama, é em grande parte desconhecido e é um foco na pesquisa do câncer. Vários modelos de cancro da mama espontâneos rato metástase foram estabelecidas. Aqui, nós relatamos um procedimento simplificado para estabelecer tumor primário do cancro da mama transplantado ortotópico e resultante metástase espontânea que imitam a metástase do câncer de mama humano. Combinado com a imagiologia de tumores bioluminescência vivo, neste modelo de ratinho permite o crescimento do tumor e cinética de progressão para ser monitorizada e quantificada. Neste modelo, uma dose baixa (1 x 10 4 células) de células de cancro da mama 4T1-Luc foi injectada em ratinhos BALB / C mamário de ratinho almofada de gordura utilizando uma seringa de tuberculina. Os ratinhos foram injectados com luciferina e fotografada em vários pontos de tempo, utilizando um sistema de imagiologia bioluminescente. Quando os tumores primários cresceu para o limite de tamanho como no protocolo IACUC-aprovado (aproxoximately 30 dias), os ratinhos foram anestesiados sob um fluxo constante de 2% de isoflurano e oxigénio. A área do tumor foi esterilizada com etanol a 70%. A pele do murganho em torno do tumor foi excisada para expor o tumor, que foi removido com um par de tesouras estéreis. A remoção do tumor primário estende-se a sobrevivência dos ratos portadores de tumor 4T-1, durante um mês. Os ratinhos foram em seguida repetidamente fotografada para propagação de tumores metastáticos para órgãos distantes. Os agentes terapêuticos podem ser administrados para suprimir a metástase do tumor neste ponto. Este modelo é simples e ainda sensível em quantificar o crescimento de células de câncer de mama no sítio primário e cinética progressão para órgãos distantes, e, portanto, é um excelente modelo para o estudo do crescimento e progressão do cancro da mama, e para testar agentes anti-metástase terapêuticos e imunoterápicos in vivo .
Introduction
De acordo com a American Cancer Society, o cancro da mama é a forma mais frequentemente diagnosticado de câncer em mulheres nos Estados Unidos. A detecção precoce em combinação com terapias específicas recentemente desenvolvidos reduziu significativamente a mortalidade do cancro da mama nas últimas duas décadas. No entanto, o câncer de mama ainda é a segunda principal causa de morte relacionada ao câncer em mulheres nos Estados Unidos 1. A maioria das mortes de pacientes com câncer de mama são devido a metástase das células tumorais. Infelizmente, a maioria do cancro da mama invasivo e é frequentemente metastiza para o nódulo linfático e, subsequentemente, para órgãos distantes, incluindo osso, pulmão, fígado e cérebro. 1,2 Não existe actualmente nenhuma terapia eficaz para o cancro da mama metastático. Portanto, o desenvolvimento de agentes quimioterapêuticos e imunoterapêuticos para suprimir o cancro da mama metastático é de grande importância.
Vários cancro da mama mouse modelos de metástase espontânea têm been desenvolvidas para estudar os mecanismos moleculares subjacentes a progressão de células de tumor da mama e de metástases e para ser usados como modelos para o desenvolvimento de agentes terapêuticos. 1,3-5 No entanto, a maioria destes modelos de murganho são modelos de tumor genéticas que, ao mesmo tempo excelentes modelos para mecanicista estudos, não são adequados para testar agentes terapêuticos uma vez que a metástase leva meses a desenvolver-se estes modelos genéticos, exigindo, assim, a administração dispendiosos de longo prazo dos agentes anti-cancro. progressão tumoral 6,7 Monitorização em ratinhos vivo também é tecnicamente exigente. Em contraste, um modelo de metástases de cancro da mama transplantado tem as vantagens de progressão tumoral termo curto e fácil de seguimento da progressão do tumor em murganhos vivos. O modelo de ratinho 4T1 metástase espontânea ortotópico de cancro da mama é um modelo de tumor transplantado tal. 8 Neste modelo, as células de tumor da mama são transplantadas para a almofada de gordura mamaria de estabelecer nódulos de tumor primário. O tumor primáriopode então ser removido cirurgicamente como em pacientes com cancro da mama humano. Células de tumor 4T1 são altamente invasivo. 8,9, 3,10 Quase todos os ratinhos desenvolvem metástases em 30 dias após o transplante do tumor para dentro a almofada de gordura mamária portador de tumor. No entanto, os tumores 4T1 crescer agressivamente nos sítios primários e muitas vezes os tamanhos dos tumores exceder os limites que são permitidos na maioria dos protocolos de origem animal. Nesta fase, as metástases são muitas vezes micrometástases. Portanto, é essencial para remover tumores primários para permitir o progresso metástase para testar agentes terapêuticos. Aqui, nós relatamos o estabelecimento de um procedimento simples e ainda sensível do transplante do tumor primário, a remoção cirúrgica do tumor primário e bioluminescência quantificação baseadas em imagiologia do crescimento do tumor 4T1 e progressão in vivo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos os procedimentos seguem as diretrizes e protocolos aprovados por Georgia Regents Universidade Uso de Animais e do Comité Care.
1. Estabelecimento de Tumor cancro da mama ortotópico
- Um dia antes da experiência, a cultura de aproximadamente 2 x 10 6 células de tumor 4T1-Luc em uma placa de cultura de 10 cm em 10 ml de meio RPMI contendo 10% de FBS. Incubar a placa de cultura numa incubadora com CO 2 a 37 ° C e 5% de CO 2.
- No dia da injecção de células tumorais, remover o meio de cultura da placa de cultura com vácuo, adicionam-se 5 ml de fosfato estéril salina tamponada (PBS), pH 7,4 para o prato de cultura, e agitar suavemente o prato para lavar a superfície de cultura, remover o PBS por vácuo.
- Adicionar 2 ml de tripsina-EDTA (tripsina a 0,05% e EDTA 0,53 mM) para o prato de cultura, incubam-lo na incubadora de CO 2 a 37 ° C durante cerca de 5 min. Verificar as células em um microscópio invertido para certificar-se de que todas as células são destacadas do fundo do prato de cultura. </ Li>
- Extingue-se a tripsina por adição de 8 ml de meio contendo soro, as células de transferência para um tubo cónico de 15 ml e centrifugar as células a aproximadamente 450 xg durante 3 minutos à temperatura ambiente.
- Remover o sobrenadante pelas células de vácuo e ressuspender em 10 ml de PBS. centrifugar células a aproximadamente 450 xg durante 3 min. Remover o sobrenadante por aspiração, e ressuspender as células em 10 ml de PBS.
- Pipetar 10 ul da suspensão de células para um hemocitómetro sob a tampa de vidro. Contar as células para determinar a concentração de células. Ressuspender as células em PBS a uma densidade de 2 x 10 5 células / ml de HBSS. Transferir as células para um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml estéril e manter as células em gelo até à sua utilização.
- Use fêmea BALB / c machos de 6 - 8 semanas para a injecção de células tumorais.
- Raspar o cabelo próximo ao redor do mamilo # 3 usando um aparador de pêlos eletrônico. A injeção de 4T1 celular na glândula mamária 3 almofada de gordura gera reproducibly metástase pulmonar. Limpar a área raspada, usando o cotonete embebido em 70% etanoeu. Ressuspender as células invertendo o tubo de microcentrífuga de 2 - 3 vezes. Delicadamente aspirado de 50 ul de suspensão de células para um CC ½ 27 L 02/01 seringa de tuberculina.
- Injetar as células tumorais para a almofada de gordura mamária sob o nº 3 glândula mamária de um rato BALB / c. Coloque o rato em uma gaiola limpa e voltar a gaiola para instalação de alojamento animal. Aguarde cerca de 21 - 30 dias para o desenvolvimento do tumor. O crescimento do tumor deve ser monitorado em uma base regular de acordo com as políticas da instituição para estudos tumorais.
2. Ao vivo mouse Bioluminescência Imagem do crescimento do tumor
- camundongos imagem a cada 3 dias após a injecção de tumor ratos transferência para a unidade de imagem. Injectar 100 ul de luciferina (30 mg / ml em PBS) por via intraperitoneal (IP) a ratos antes da imagiologia. Após aproximadamente 10 min, anestesiar os ratos numa câmara de indução com 2% de isoflurano / O 2 de fluxo. Use a pinça para tocar a perna do mouse. Sem resposta ao toque confirma that o mouse é totalmente inconsciente.
- Colocar os ratinhos na câmara de imagem com contínuo isoflurano a 2% e O 2 a uma taxa de fluxo de 2 L / min. Colocar o rato de tal modo que a área de interesse (ou seja, a almofada mamária da injecção inicial do tumor) voltado para a câmara do sistema de imagem. Assegurar o nariz ea boca do mouse estão firmemente estabelecidos dentro do tubo anestésico. Os animais devem ser anestesiados por normas veterinárias na instituição.
- Adquirir imagem de bioluminescência com uma variedade de diferentes tempo de exposição. Por exemplo, definir a exposição a 30, campo de visão (FOV) de 25, altura do objeto de 1,5 cm, e obter imagens fotográficas luminescentes com baixo consumo de energia de raios-X. Defina as unidades de medida a "luminosidade".
- Utilize uma gama de cores linear automática com um máximo de cerca de unidades de 2,4 x 10 7 de radiância. Depois de adquirir imagens iniciais, ajustar as configurações e obter uma imagem otimizada-(FiguraS 3 & 4).
- Voltar ratos para limpar gaiolas e garantir ratos recuperar a consciência com a deambulação antes de retornar os animais para a instalação de habitação.
- Analisar os dados com o software de imagem estar associada ao instrumento de imagem. Usando um programa de imagem, desenhe uma linha fechada em torno da região de interesse (ROI). Use o software de imagem para determinar a intensidade esplendor do ROI. Grave as intensidades relativas de cada ROI para cada ratinho.
NOTA: intensidades de radiância mais altos indicam maiores níveis de células luminescentes, e, portanto, maior o crescimento do tumor. - Visualmente examine o mouse a cada 3 dias para efeitos adversos.
NOTA: Os ratos serão pesados uma vez por semana. Uma perda de peso de 15% de peso corporal serão considerados efeito adverso e os ratinhos portadores de tumor serão sacrificados tal como descrito no passo 5. Os ratinhos com tumores ulcerados também serão sacrificados.
3. A remoção cirúrgica dos tumores primários
NÃOTE: tesouras autoclave, pinça e os grampos de sutura e aplicador de clipes de feridas (Figura 1).
- Realizar a cirurgia num hote estéril para manter uma condição esterilizada para reduzir o risco de infecção. Um dia antes da cirurgia, raspar a área em torno dos tumores dos ratos portadores de tumor com um aparador de cabelo elétrico.
- Aproximadamente 2-4 horas antes da cirurgia, os ratos alimentam comprimidos mastigáveis carprofeno formulados para ratos a uma dose de 5 mg / kg de peso corporal.
- Colocar os ratos numa câmara contendo 2% de isoflurano em oxigénio durante cerca de 30 seg. Continuamente anestesiar o rato usando um aparelho de anestesia durante todo o período cirúrgica.
- Use uma vara de algodão estéril para aplicar vet pomada para os olhos do mouse para evitar a secura e sob anestesia. Use a pinça para tocar a perna do mouse. Sem resposta ao toque confirma que o mouse é totalmente inconsciente.
- Desinfectar a área da pele ao redor do local do tumor com três alternadatoalhetes de um matagal sabão desinfetante. Limpe a área cirúrgica com álcool a 70% wipe.
- Usar um bisturi esterilizado (Figura 1) para cortar uma pequena incisão próximo do tumor.
- Insira a ponta de um par de tesouras esterilizados para a incisão para cortar a pele em torno do tumor para expor o nódulo de tumor (Figura 2A). Segurar o tumor com fórceps estéreis e usar a tesoura para separar o tumor a partir da pele (Figura 2B). Guardar a amostra de tumor por congelação de -80 ° C ou congelador através da fixação em solução de formalina a 10% para uso futuro.
- Fechar o local cirúrgico com clipes para feridas de 9 mm, usando o aplicador auto-grampo (Figura 1). Devolver o mouse para a gaiola limpa com roupa de cama autoclavado. Os animais devem ser monitorados por diretrizes institucionais.
NOTA: O rato geralmente recupera a consciência suficiente e começa a mover-se na gaiola de aproximadamente 10 - 30 min após a cirurgia. - Administrar carprofen pararatinhos novamente 24 horas após a cirurgia. Carprofeno é para analgesia pós-cirurgia e prescrição da analgesia pós-operatória deve ser verificada por meio de consulta directa com o pessoal veterinário da instituição. Remova os clipes ferida após a ferida cicatriza (geralmente dentro de 5 - 7 dias após a cirurgia). Remova os clipes de feridas usando o removedor de auto-clip.
4. Ao vivo mouse bioluminescência imagem de metástase de tumor
- ratinhos imagem a cada 3 dias após a cirurgia tal como descrito no passo 2.
5. Validação de metástases pulmonares Usando India Ink inflação dos Pulmões portadores de tumor
NOTA: Para validar os resultados de imagem tumor vivo luciferase, execute a inflação nanquim dos pulmões do rato portador de tumor de quantificar nódulos tumorais. Células 4T1 também metástase para outros órgãos e tecidos (Figura 5) e, por conseguinte, o exame histológico destes órgãos para validar a metástase do tumor deve ser realizada, se necessário. Este lun uso de protocolog metástase como um exemplo.
- Manter os ratos em sua gaiola casa existente para a eutanásia. Quando alojados com outros animais, mudar esses ratos não sendo sacrificados a uma gaiola diferente.
- Remover a parte superior do filtro gaiola e substitua com a parte superior do filtro CO 2. Ligue o cilindro comprimido CO2 gasoso (100%), que está ligado à parte superior do filtro de CO 2. Definir a taxa de fluxo de 2 L / min e mantê-CO 2 por pelo menos 10 min. Se os ratos são ainda respiração no final de 10 min, deixar o CO2 em até pelo menos 1 min após ratinhos parar de respirar. Desligue CO 2 controle do cilindro e do medidor de vazão. Espere por mais 3 minutos e retire a parte superior do filtro.
- Coloque o rato sacrificado em sua parte traseira em uma placa de poliestireno. Pin as pernas para garantir acesso livre à traqueia. Pulverize os ratos com 70% de etanol.
- Usando uma tesoura, corte ao longo da linha média do mid-abdómen do rato através da caixa torácica e para cima em direção ao salivariar glândulas. Observe a traqueia. Use fórceps para remover tecidos que circundam a traqueia para expor a traqueia.
- Passe uma ponta de pipeta debaixo da traqueia. Segurando a ponta com uma mão, levante com cuidado a traqueia para cima e longe do corpo.
- Rodar a plataforma segurando o mouse 180 °. Use um CC ½ 27 G 1/2 seringa de tuberculina a injectar India Ink (10% nanquim e 0,1% de hidróxido de amónio) para os pulmões através da traqueia. Completamente inflar os pulmões com tinta até que uma forte resistência é sentida.
- Use uma tesoura para cortar a traqueia. Use uma pinça para segurar o mouse e inserir um outro conjunto de fórceps sob os pulmões e puxe os lobos pulmonares para fora do mouse. Lavar brevemente pulmões em um copo contendo água.
- Em uma coifa química, transferir os pulmões para um frasco de cintilação de vidro contendo 3 ml de solução de Fekete (etanol a 50%, 6% de formaldeído, e 3% de ácido acético glacial). Tapar o frasco para evitar a evaporação da solução.
NOTA: Os tecidos podem ser armazenados em solução de Fekete indefinidamente. - Após alguns minutos, observa nódulos tumorais como pontos brancos sobre os pulmões pretas (Figura 5). O nódulo tumoral branco é visível por olhos. Transferir os pulmões para um prato numa hotte e contar o número de manchas brancas. Cada mancha branca representa um único nódulo tumoral metastático.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Estabelecimento de Ortotópico Breast Cancer Modelo rato
4T1 é uma linha de células de carcinoma da mama agressivo. A injecção de tão pouco como 1 x 10 4 células para a almofada de gordura mamária pode levar à criação de um único nódulo de tumor no local da injecção (Figura 2A). Portanto, o tumor primário imita carcinoma mamário humano. Quase 100% ratinhos desenvolvem o tumor ortotópico. O tamanho do tumor pode ser quantificada utilizando-se um compasso digital ou por imagiologia de tumores vivo (Figura 3). Os tumores são detectáveis, aproximadamente, três dias após a injecção do tumor, utilizando um sistema de imagem de bioluminescência e a intensidade da luminescência aumenta à medida que aumenta de tamanho do tumor (Figura 3). Por isso, este modelo é um modelo de cancro da mama ortotópico ideal para testar a eficácia de agentes quimioterapêuticos e de imunoterapia contra todas as fases de carcinoma mamário.
A metástase espontânea
Em pacientes com câncer de mama humano, os tumores primários são removidos cirurgicamente após o diagnóstico. No entanto, um grande número de pacientes que já têm LN ou metástase distante no momento do diagnóstico. No processo, a maioria dos ratinhos desenvolveram metástases distantes LN e após 30 dias de transplante do tumor. O procedimento cirúrgico descrito remove completamente o tumor primário (Figura 2B). Sem tumores primários residuais são detectados nos locais de tumor primário 10 - 30 dias após a cirurgia (Figura 2B). A remoção cirúrgica do tumor primário estende-se o tempo de vida dos ratinhos portadores de tumor, mas não impede a metástase de tumores a várias partes dos ratinhos. Estes metástases pode ser detectado pelo método de imagem ao vivo (Figura 4). Este modelo é, portanto, um modelo de câncer de mama metastático espontânea que imita pacientes com câncer de mama humano. Este modelo é útil para: 1) estudar bre espontâneametástase do cancro AST (por exemplo, células 4T1, podem ser transfectadas com um gene de interesse para testar as funções destes genes em cancro da mama metástase espontânea); e 2) testar a eficácia de agentes quimioterapêuticos e imunoterapia contra a metástase espontânea da mama num hospedeiro imuno-competente. Os locais de e os graus de metástase pode ser detectado por imagem ao vivo (Figura 4) e validar com uma segunda abordagem (Figura 5). imagiologia luminescência pode quantificar a carga tumoral de todo o pulmão. Tinta de inflação pulmões portadores de tumores permite uma contagem precisa dos nódulos tumorais reais de cada pulmão (Figura 5), deste modo, que representa um método de quantificação de cortesia de metástases tumorais.
Figura 1. Ferramentas de cirurgia. 1.Stainless bisturi, 2. fórceps. 3. tesoura inoxidável. 4. autoclip aplicador de clipes de feridas. 5. Autoclip clipe ferida removedor. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2. O modelo ortotópico de tumor 4T1. A células. Tumorais 4T1 (1 x 10 4 células em 100 ul de PBS), as células foram injectadas na almofada de gordura mamaria. Trinta dias após a injecção do tumor, o rato foi sacrificado e analisado para o crescimento do tumor. É mostrada a ratinhos portadores de tumor com um único nódulo de tumor no local da injecção (seta amarela). B. O tumor como mostrado em A foi cirurgicamente removido. É mostrado os ratos 4T1 portadores de tumor 10 dias após a remoção cirúrgica do tumor primário. Por favor clique aqui para ver uma maiorversão desta figura.
Figura 3. Tumor Imaging ao vivo por base-luciferase Imaging Tumor vivo. 4T1 células de tumor (1 x 10 4 células em 100 ul de PBS), as células foram injectadas na almofada de gordura mamaria. O rato foi fotografada nos dias 7, 14 e 28. É mostrada a intensidade luminescente do tumor primário. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4. Visualização da progressão do tumor por base-luciferase Imaging Tumor vivo. 4T1 células de tumor (1 x 10 4 células em 100 ul de PBS), as células foram injectadas na almofada de gordura mamaria. O tumor primário foi removido cirurgicamente como shprópria na Figura 3. O rato foi depois fotografadas 17 dias após a remoção cirúrgica do tumor primário. É mostrado imagem de metástase. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5. Visualização de pulmão nódulos tumorais por India Ink inflação. O pulmão do rato portador de tumor foi inflado com tinta nanquim e fixados em solução de Fekete. Os pontos brancos são metástases pulmonares. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Muitos tipos de modelos de ratinhos transgénicos de metástases de cancro da mama têm sido desenvolvidos. 1 Estes ratinhos transgénicos têm uma incidência elevada de tumor variando entre 60 a 100%. No entanto, a incidência de metástases destes ratinhos transgénicos é muito menor do que a incidência de tumores (14 - 100%). As células de tumor metastizar para LN e pulmões na maioria destes modelos de ratinho transgénicos de metástases de cancro da mama. A latência metástase varia de modelo para modelo e varia de 2 a 8 meses. 6,11-16 Estes modelos de ratinho transgénicos de metástases de cancro da mama são excelentes sistemas para estudar os mecanismos genéticos e moleculares subjacentes a metástase do cancro da mama. No entanto, a baixa incidência de metástases e metástase latência longa limitar a utilidade desses modelos no teste de agentes anti-cancro.
O implante ortotópico de células 4T1 na almofada de gordura mamaria, com a formação de tumores primários e subsequente crescimento metastático, resembles múltiplos estágios de câncer de mama maligno, incluindo a formação do tumor primário, metástases em linfonodos e metástases órgão distante. Além disso, o transplante singénico evita imunológica reacção hospedeiro-versus-enxerto permitindo que o estudo da contribuição do microambiente do tumor, incluindo o sistema imunológico, para a progressão do tumor maligno. Este modelo também é útil para estudar a resposta imune anti-tumor hospedeiro. Portanto, a injecção de células 4T1 de almofada de gordura mamaria representa um método rápido e quantitativo para estudar a metástase do cancro da mama.
O modelo de tumor 4T1 transplante ortotópico tem uma incidência de tumor de 100% em menos de 30 dias e 100% de incidência de metástases em menos de 60 dias (Figura 2-4). Além disso, ao contrário da maioria dos modelos de ratinho transgénicos de metástases de cancro da mama, células de tumor 4T1 também metastizar para o osso (Figura 4), assim, assemelha-se a metástase do cancro da mama humano.
expressi estávelna de luciferase de codificação de ADNc em células 4T1 tumorais permite a monitorização da progressão do crescimento do tumor e em ratos vivos ao longo do tempo (Figura 3). A carga tumoral e metástase cinética pode ser quantificada com base na intensidade da luminescência. Além disso, os locais de metástases também podem ser identificados pela imagiologia de luciferase (Figura 4) e validado com uma abordagem complementar (Figura 5). Por isso, este modelo de metástase espontânea do cancro da mama é um excelente modelo para determinar a eficácia de agentes anti-metástases in vivo.
A maior parte da cirurgia envolve fecho de cortes com suturas. Aqui, observamos que grampos de sutura inoxidável funcionam bem (Figura 1). O clipe de ferida pode ser facilmente esterilizada e facilmente aplicada com o aplicador Autoclip (Figura 1). Os grampos de sutura pode ser facilmente removido com o removedor de clipe (Figura 1), após o que a ferida tenha sido curado. Temos observiu nenhuma infecção com esta técnica cirúrgica em mais de 20 cirurgias.
Uma limitação deste modelo é a taxa de crescimento rápido do tumor. Maioria dos ratos metástases de rolamento morre em 1 - 2 meses após a cirurgia devido à extensa carga metástase. Outra limitação é que 4T1 é uma linha de células de rato e a sua resposta a drogas experimentais podem diferir para a resposta de células humanas. Isto deve ser considerado no projeto do estudo para o teste droga experimental.
Em resumo, temos aperfeiçoado um procedimento simples e ainda sensível de câncer de mama ortotópico modelo de metástase espontânea. Este modelo imita a metástase do câncer de mama humano. A cinética de progressão tumoral pode ser monitorizada ao longo do tempo e quantificado. Este modelo é um ideal não só para estudar o crescimento do cancro da mama e metástase, mas também para testar a eficácia de agentes quimioterapêuticos e imunoterapêuticos 17 na supressão de metástase espontânea do cancro da mama.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ami-X Imaging System | Spectral Instruments Imaging Inc. Tucson, AZ | ||
| IsoTec SurgiVet | Anesthesia Service & Equipment , Inc., Atlanta, GA | ||
| AutoClip Physicians Kit | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427638 | |
| 9 mm AutoClip Applier | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427630 | |
| 9 mm AutoClip Remover | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427637 | |
| 9 mm AutoClip Wound Clip | Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD | 427631 | |
| Sharp-Pointed Dissecting Scissors | Fisher | 8940 | |
| Dissecting Fine-Pointed Forceps | Fisher | 8875 | |
| 1/2 CC 27 G 1/2 tuberculin syringe | Becton Dickinson and Co. NJ | 305620 | |
| RPMI 1640 medium | Mediatech Inc | 10-040-CV | |
| PBS | Mediatech Inc | 21-040-CV | |
| 70% Ethanol | Ultrapure-usa.com | ||
| Trypsin-EDTA | Mediatech Inc | 25-040-CI |
References
- Fantozzi, A., Christofori, G. Mouse models of breast cancer metastasis. Breast Cancer Res. 8, 212 (2006).
- Weigelt, B., Peterse, J. L., van 't Veer, L. J. Breast cancer metastasis: markers and models. Nat Rev Cancer. 5, 591-602 (2005).
- Kocaturk, B., Versteeg, H. H. Orthotopic injection of breast cancer cells into the mammary fat pad of mice to study tumor growth. J Vis Exp. , (2015).
- Stewart, T. J., Abrams, S. I. How tumours escape mass destruction. Oncogene. 27, 5894-5903 (2008).
- Lopez, J. I., et al. CD44 attenuates metastatic invasion during breast cancer progression. Cancer Res. 65, 6755-6763 (2005).
- Khanna, C., Hunter, K. Modeling metastasis in vivo. Carcinogenesis. 26, 513-523 (2005).
- Cuevas, B. D., Winter-Vann, A. M., Johnson, N. L., Johnson, G. L. MEKK1 controls matrix degradation and tumor cell dissemination during metastasis of polyoma middle-T driven mammary cancer. Oncogene. 25, 4998-5010 (2006).
- Danna, E. A., et al. Surgical removal of primary tumor reverses tumor-induced immunosuppression despite the presence of metastatic disease. Cancer Res. 64, 2205-2211 (2004).
- Tao, K., Fang, M., Alroy, J., Sahagian, G. G. Imagable 4T1 model for the study of late stage breast cancer. BMC Cancer. 8, 228 (2008).
- Hu, X., et al. Deregulation of apoptotic factors Bcl-xL and Bax confers apoptotic resistance to myeloid-derived suppressor cells and contributes to their persistence in cancer. J Biol Chem. 288, 19103-19115 (2013).
- Kwan, H., et al. Transgenes expressing the Wnt-1 and int-2 proto-oncogenes cooperate during mammary carcinogenesis in doubly transgenic mice. Mol Cell Biol. 12, 147-154 (1992).
- Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease. Mol Cell Biol. 12, 954-961 (1992).
- Almholt, K., et al. Reduced metastasis of transgenic mammary cancer in urokinase-deficient mice. Int J Cancer. 113, 525-532 (2005).
- Gallego, M. I., Bierie, B., Hennighausen, L. Targeted expression of HGF/SF in mouse mammary epithelium leads to metastatic adenosquamous carcinomas through the activation of multiple signal transduction pathways. Oncogene. 22, 8498-8508 (2003).
- Lin, S. C., et al. Somatic mutation of p53 leads to estrogen receptor alpha-positive and -negative mouse mammary tumors with high frequency of metastasis. Cancer Res. 64, 3525-3532 (2004).
- Ridgeway, A. G., McMenamin, J., Leder, P. P53 levels determine outcome during beta-catenin tumor initiation and metastasis in the mammary gland and male germ cells. Oncogene. 25, 3518-3527 (2006).
- Zimmerman, M., Hu, X., Liu, K. Experimental metastasis and CTL adoptive transfer immunotherapy mouse model. J Vis Exp. , (2010).
