Introduction
En utrolig mengde av mangfold som finnes i hodet skjelettet blant virveldyr, spesielt blant fiskene. I mange tilfeller er dette mangfoldet letter ulike fôringsstrategier 1-4, og kan innebære store endringer i både ekstern og intern kraniofaciale mønster. Den branchial skjelettet er plassert innvendig i halsen på en fisk og omgir det meste av munnhulen. Den branchial skjelettet består av 5 serielt homologe segmenter, fremre hvorav fire støtter gjellene. Sammen disse fem segmenter fungere som et grensesnitt mellom fisk og maten fem. Variasjon i et mangfold av egenskaper, inkludert gill rakers, svelgtann, og branchial bein bidra til effektiv beite på ulike typer mat.
Stingsild har gjennomgått en adaptiv stråling etter forfedrenes oseaniske former kolonis innsjøer og bekker i hele den nordlige halvkule. Skiftet i kostenfra små dyreplankton i havet til større byttedyr i ferskvann har ført til dramatisk trofisk variasjon i flere kraniofaciale trekk 6. Mens mange studier har fokusert på eksterne kraniofaciale forskjeller i stingsild 7 - 13 viktige kraniofaciale endringer utvikle seg gjentatte ganger i den interne branchial skjelettet. Evnen til å skape fruktbare hybrider mellom morfologisk distinkte stingsild populasjoner gir en utmerket mulighet til å kartlegge genetiske grunnlaget for utviklet seg endringer i branchial skjelettet.
En trofisk egenskap av økologisk betydning er fordelingen av gjelle rakers, periodiske dermal bein som linje fremre og bakre ansiktene til branchial bein og brukes til å filtrere byttedyr. Fisk som vanligvis lever av små byttedyr tendens til å ha lengre og tettere mellomrom gill rakers forhold til fisk som lever av større byttedyr 14,15. Variasjon i gjelle rakers har blitt rapportert både mTVen på og mellom arter 14-19, og aspekter ved gjelle raker mønster bidra til trofiske nisjer og trenings 16. Tiår med forskning har grundig dokumentert gjelle raker antall og lengde variasjon i threespine stingsild 17 - 21; Men disse studiene typisk fokusere på den første raden av gill rakers. Nyere arbeider har vist modularitet i den genetiske kontrollen av gill rytterens tall over branchial skjelettet 22,23 og over en enkelt rad i gjelle raker avstand 23 og lengde 24 fremhever betydningen av å studere mer enn ro en eller en enkelt gill raker å forstå utviklings genetiske grunnlaget for gill rytterens reduksjon.
En andre trofiske egenskap av både økologisk og biomedisinsk betydning er fordelingen av svelgtann. Tennene i fisk kan ligge både i den orale kjeve og i branchial skjelett, kjent som svelgtann. Oral tenner brukes primært for prey fange mens svelgtann brukes til tygging og byttedyr manipulasjon 25-27. Begge settene danne via felles utviklingsmekanismer og anses utviklings homolog 28. Interessant modularitet oppstår der noen arter, for eksempel sebrafisk, mangel muntlig og rygg svelget tenner 29, mens andre arter har flere tann ceratobranchials, pharyngobranchials, og noen ganger toothed basihyal og hypobranchials 30. I stingsild, er svelgtann funnet ventralt på den femte ceratobranchial og dorsally på fremre og bakre pharyngobranchials 31. Kinematikk på stingsild fôring viser oral kjeve brukes primært for byttedyr fangst og legge til rette for suging fôring ni forlater tygging til svelget kjeven. I ciklider, lavere svelget kjeve morfologi varierer dramatisk 32,33 og har vist seg å være tilpasningsdyktige og korrelert med trofisk nisje 34. multiple ferskvann stingsild bestander har utviklet seg dramatiske økninger i ventral svelget tann nummer 23,35,36. Nyere arbeider har vist at utviklings genetiske grunnlaget for dette utviklet seg tann gevinsten er stor grad tydelig i to uavhengig avledet bestander av ferskvanns stingsild 36. I motsetning til pattedyr tenner, fisk fornye sine tenner kontinuerlig gjennom hele voksenlivet 37. Begge disse tidligere beskrevet høye tannferskvannsbestander har utviklet en akselerert tann erstatningsrate, noe som gir en sjelden virveldyr system for å studere genetiske grunnlaget for regenerering 36.
En tredje trofiske egenskap som har utviklet seg gjentatte ganger i ferskvann stingsild er lengre epibranchial og ceratobranchial bein, de branchial bue segment homologer i øvre og nedre kjeve, henholdsvis 38. Lengre branchial bein gi en større munnhulen og trolig er adaptive for å tillate større byttedyr å være consumed. Videre i annen fisk, epibranchial bein er viktig for depresjonen i rygg svelget tannplatene 25. Som gill rakers og svelgtann, de branchial bein er interne og dermed vanskelig å enkelt visualisere eller tallfeste.
Her presenterer vi en detaljert protokoll for å dissekere og flat-montere branchial skjelettet, noe som gir enkel visualisering og kvantifisering av en rekke viktige kraniofaciale egenskaper. Mens denne protokollen beskriver en stingsild disseksjon, fungerer den samme metoden på en rekke andre fisker.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
All fisk arbeidet ble godkjent av Institutional Animal Care og bruk komité ved University of California i Berkeley (protokoll nummer R330). Eutanasi ble utført ved anvendelse av nedsenkning i 0,025% Tricaine-S bufret med 0,1% natrium-bikarbonat 39. Alle trinn utføres ved romtemperatur.
1. Forberedelse
Merk: Utfør trinn 1,1-1,5 i koniske rør eller scintillasjonsglass som kan forsegle tett og bli lagt horisontalt. Fisk trenger ikke å være konstant rystet, men forsøke å blande løsningen så ofte som mulig ved forsiktig å invertere eller risting stativ av rør eller ampuller for å eksponere alle sider av fisken til fargeløsning og tillate flekken for å trenge inn i vev jevnt. Ikke plasser en stor gruppe med fisk på en plattform shaker, som den tunge vekten av væsken vil bryte shaker.
- Fix enten fersk avlives fisk eller fisk som er lagret i etanol med 10% nøytral bufret formalin (NBF) over natten. Alternativt kan du bruke 4% paraaldehyd i 1 x PBS-oppløsning i stedet for 10% NBF.
Merk: Hvis trekke ut DNA, klipp en liten del av hale eller brystfinner før fiksering og butikk i etanol. - Kast fix riktig i en kjemisk hette og erstatte med vann fra springen (som er ~ pH 7,0) i 2 timer. Unngå å bruke de-ionisert vann som det kan ofte være sure og kan avkalke ben.
- Fjerne vann og flekken fisk med 0,008% Alizarin Red S i 1% KOH i vann i 24 timer. For fisk mindre enn 20 mm standard lengde, bruke 0,004% Alizarin Red S. (Lag en 100x (0,8%) stamløsning av Alizarin Red S som deretter kan utvannet).
- Fjern flekken (sette i riktig avfallsbeholder i hette) og plasser fisk i vann fra springen for noen timer. Endre vann etter behov til vann skyll er det meste klart.
- Fjern vann og legg fisken i 50% glyserol, 0,25% KOH for mild clearing og påfølgende disseksjon.
Merk: Dette farging protokollen er endret fra tidligere beskrevne metoder 40,41.
Merk: Se figur 1 for en gjennomgang av relevant hodet skjelettlidelser morfologi.
Figur 1:. Stickleback hodet skjelettlidelser morfologi Alizarin rød farget trepigget stingsild hodet avbildes med fluorescens under en rhodamine B filtersett. Nyttig morfologi er merket: Op = opercle, Subop = subopercle, BSRS = branchiostegal stråler, preop = preopercle, Infraorb 1-3 = infraorbital 1-3 (også kalt circumorbitals eller suborbitals), Dent = dentary, Premax = premaxilla, Max = kjeve , Nas = nasal, Lat. ethm = lateral ethmoid, Psph = parasphenoid, Fron = frontal bein. For en mer detaljert beskrivelse av stingsild hodet skjelettet, se Anker (1974) 31. Klikk her for å se en større versjon avdette tallet.
- Legg fisken flate (figur 2A) og sett skarp # 5 urmakeri tang inn i siden av øyet ved en 45 ° vinkel for å punktere membranen som dekker øyet.
- Skrelle membranen bort fra øyet, i likhet med peeling en yoghurt lokk (figur 2B).
- Sett åpne tang bak øyet, ta tak i den optiske nerven bak øyet, og fjern (figur 2C) øyet. Må ikke punkteres øyet som det vil lekke melanin. Hvis punktert, kan melanin bli vasket bort under senere trinn.
- Gjenta på andre siden.
- Starter fra bakre, plasserer en liten dissekere saksebladet under opercle klaff, dra saksebladet dorsally ovenfor opercle, og deretter klippe bløtvev gjennom til øyehulen (figur 2D). Skjær rygg til opercle bein.
- Skjær pannebenet (dorsal til øyehulen) (figur 2E).
- Skjær linjen parasphenoid benet rundt tHan sentrum av øyehulene (figur 2F).
- Gjenta opercle kutt på den motsatte siden.
- Sett tang under opercle og sakte skrelle ansiktet vekk fra kroppen, trimming noen bløtvev fortsatt festet (figur 2G - H). Pass på å ikke forstyrre den første raden av gill rakers.
- Med tang, løsne ceratohyals på begge sider fra midtlinjen basihyal mens peeling bort og fjerne fremre kraniofaciale skjelettet (hele kjeven inkludert dentary, premaxilla, og maxilla, hele hyoid skjelettet inkludert utvendig dermal opercle, preopercle, subopercle, og branchiostegal stråler og den underliggende rygg og ventral endochondral elementer, og den fremre delen av hodeskallen inkludert nasal, lateral ethmoid og infraorbital bein, se figur 1 og 2I).
- Bekken pigger kan foldes ut fra kroppen, og kan tjene som et håndtak for pinsett til å gripe tak of når den er tilstede. Pigger på plass. For å låse opp ved å dra forsiktig ryggraden med pinsett direkte bort fra fisk kroppen, deretter forsiktig bøye posteriorly å presse ryggen flatt mot fisk.
- Sett lukket tang posterior og ventral til branchial skjelettet (like nedenfor gut tube) og dra pinsett anteriorly, erte hverandre de resterende muskler og leddbånd festet til branchial skjelettet (Figur 2J - K).
- Ved hjelp av tips av lukkede tang, skrape bort musklene som fester rygg branchial skjelettet til ventral braincase i en posterior til anterior retning (figur 2L).
- Gjenta 2.9 og 2.10 på den motsatte siden.
- Gripe bunnen av tarmen røret og trekke anteriort for å fjerne branchial skjelett og tarmrøret (figur 2 M - N).
- Separer tarmen røret ved å gjøre et snitt vinkelrett til den bakre enden av den femte ceratobranchial (figur 2o
- Etter fjerning av eventuelle gjenværende beinrester fra braincase på den dorsale side av branchial skjelettet, sett saks inn i branchial kurven for å lage en dorsal snitt (skjære fremre til bakre) mellom de bilaterale sett av dorsal tannplater (figur 3A - D). Sørg for kutt er sentrert for å unngå å skade ryggtannplatene.
- Lag to grunne tverrgående snitt i den gummiaktige tarmlumen ved den bakre enden av branchial skjelett (fremre ende av tarmen tube) for å hjelpe til med å åpne branchial skjelett (figur 3E).
- Plassere fisk og alle vev brikker i en krukke og plassere branchial skjelettet til et mikrosentrifugerør med 50% glycerol, 0,25% KOH for å fortsette milde lysning, eller 100% glycerol dersom ingen ytterligere rensing er nødvendig. Merk krukker og tuber med en unik identifikator slik at de kan spores. Mengden av clearing som kreves er i stor grad en funksjon av størrelsen på fisken, stor voksen fisk (over 40 mm i standard lengde) vanligvis kreve ekstra clearing.
Figur 2:. Stickleback branchial skjelett disseksjon Alizarin rød farget trepigget stingsild fisk klar for disseksjon. Øyet er depigmentert fra omfattende rydding. Blå piler indikerer bevegelsesretningen. (A) Lateral oversikt over stingsild hode, er anterior mot høyre. (B) fjerning av membranen som dekker øyet. (C) Fjerning av øyet. (D) Dorsal kuttet over opercle. (E) Frontal bein kuttet. (F) Parasphenoid kuttet. (G - I) Fjerning av ansikts skjelettet. (J) Fjerning av ventral branchial skjelett bløtvev tilkoblinger. (K - L) Fjerning av rygg branchial skjelett tilkoblinger. (<strong> M - N) Fjerning av branchial skjelettet. (O) Skill gut røret fra branchial skjelettet. Se trinn 2.1 til 2.16 for mer informasjon. Scale bar = 5 mm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
3. Branchial Skeleton Re-farging (om nødvendig)
- Å farge branchial skjelettet mørkere eller klar vev mer, fjerne 50% glycerol, 0,25% KOH-løsning og vask med 1% KOH to ganger (en fem minutters vask, etterfulgt av en andre 24-timers vask under rysting horisontalt på en plattform shaker).
- Fjern 1% KOH og re-flekken med 0,008% Alizarin Red S i 1% KOH i 24 timer.
- Fjern flekken og erstatte med 1% KOH i 24 timer.
- Fjern KOH løsning og erstatte med 50% glyserol, 0,25% KOH.
4. Montering Branchial Skeleton
- Fjern branchial skjelettfra 50% glycerol, 0,25% KOH eller 100% glycerol og sted nær bunnen av en 22 mm x 60 mm glass dekkglass med ryggsiden opp (figur 3F). Tilsett noen dråper 50% glycerol, 0,25% KOH eller 100% glycerol på toppen av branchial skjelett. Ved overgangen fra 50% glycerol, 0,25% KOH til 100% glycerol, endring oppløsning i et mikrosentrifugerør og rist i> 5 min forut for montering for å stabilisere vev.
- Rull ut to små kuler av modelleire og legg på hver ende av dekkglass til å fungere som avstandsstykker.
- Løst plassere et andre dekkglass på toppen med nok trykk til å flate fremre branchial skjelettet (figur 3G).
- Skrell åpne igjen rygg klaff inkludert rygg tann plater, flate, og skyv mellom dekk (figur 3H).
- Gjenta teknikk med rett rygg klaff og presse hele branchial skjelett bort fra kanten av dekkglass (Figur 3I).
- Endrefritt, hold begge rygg klaffene åpne med pinsett og legg nøye dekkglass på, flatere branchial skjelettet i en jevn bevegelse.
- Alternativt, montere branchial skjelettet opp-ned på en dekkglass, utsyinging hver dorsal side ut lateralt så tyngdekraften ikke tillater branchial skjelettet for å lukke opp igjen. Deretter dekker med andre 22 mm x 60 mm glass dekkglass og invertere prep.
Merk: Ulike monterings teknikker tendens til å fungere bedre eller verre for hver enkelt. Prøv hver og se hva som føles mest komfortabel.
- Trykk lett på toppen dekk å flate leire baller nok til å holde branchial skjelettet montert flatskjerm, men tar seg ikke å knuse prøven.
- Under monteringsprosessen, kan ceratobranchials rotere og dekke en rad av rakers. Bøte på dette ved å skyve tang mellom dekk og re-orientere ceratobranchials eller hele branchial skjelett.
- Oppbevares forbereder flatt i lysbilde skuffer på room temperatur. Montert i 100% glycerol, kan preps lagres mellom bro over dekkglass i minst ti år. Rene tenger og sakser med isopropanol eller etanol og dekktips.
Figur 3:. Flat montere branchial skjelettet Manipulasjon og montering av branchial skjelettet er vist. Blå piler indikerer bevegelsesretningen. (A) Branchial skjelett ryggsiden opp. (B - D) Rotasjon og snitt mellom ryggtannplatene. (E) Lateral snitt i mykt vev for ytterligere å åpne undersiden av tarmen røret. (F) Branchial skjelett er lagt på bunnen av et dekkglass klar for montering. (G) For det andre dekkglass plassert på den fremre halvdelen av branchial skjelett (ovenfor ryggtann plater). (H - I)Flat montering av branchial skjelettet ved å åpne rygg tann plate flaps og skyve mellom to dekkglass. Se trinn 4.1 til 4.6 for flere detaljer. Scale bar = 5 mm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denne protokollen gir en dissekert og flat montert branchial skjelett (figur 4), hvor en rekke viktige trofiske egenskaper kan kvantifiseres. Fra en dorsal visning, kan alle rader av gjelle rakers, alle svelget tann plater, og nesten alle branchial bein være lett visualisert og kvantifisert 22 - 24,35,36,38,42. Alizarin Red S fluorescerer også på en rhodamin eller lignende rødt filter som tillater dobbel merking med andre markører (for eksempel transgene GFP 42) og en alternativ metode for visualisering. Fluorescens blekner raskt i lys, så lagre forbereder i mørket hvis fluorescerende avbildning eller fenotyping er planlagt. Fra en ventral visning, kan gjellene visualiseres og deres pigmentering kvantifisert 43. Preps kan lagres i 100% glycerol i mange år.
4.jpg "/>
Figur 4:. Representant stingsild branchial skjelett To eksempler på farget og ryddet branchial skjeletter vises. (A) Lysfelt bilde som viser benet som er merket rødt. (B) Fluorescent bilde under en rhodamine B filtersett. Eksempler på rakers, tenner og bein er merket med vinkeltegn, pilspisser, og stjerner, henholdsvis. Skala barer = 2 mm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Potassium Hydroxide (KOH) | EMD | PX1480-1 | |
| Glycerol | Sigma-Aldrich | G7893-4L | |
| 10% Neutral Buffered Formalin (NBF) | Azer Scientific | NBF-4-G | |
| Alizarin Red S | EMD | AX0485-3 | |
| Microscope Cover Glasses 22 mm x 60 mm | VWR | 16004-350 | |
| 100 mm x 10 mm Glass Petri Dish | Kimble Chase | 23064-10010 | To dissect samples on |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Ellsworth Adhesives | 184 SIL ELAST KIT 0.5KG | Can be poured into glass or plastic Petri dishes to make dissecting plates |
| Modeling Clay | Sargent Art | 22-4000 | 1 lb cream |
| Scintillation Vials (case of 500) | Wheaton | 986586 | Borosilicate Glass with Screw Cap |
| Forceps-Dumont #5 Inox (Biologie tip) | FST | 11252-20 | Dumostars are an alternative |
| Dissecting Scissors | FST | 15003-08 | Alternate sizes are available depending on size of sample |
| Dissecting Microscope | Leica | S6E with KL300 LED | Many other models work nicely, having a flat base helps |
| Microcentrifuge Tubes 1.7 ml | Denville | C2170 | |
| Cardboard slide tray | Fisher | 12-587-10 |
References
- Cooper, W. J., Westneat, M. W. Form and function of damselfish skulls: rapid and repeated evolution into a limited number of trophic niches. BMC Evol. Biol. 9 (24), (2009).
- Albertson, R. C., Kocher, T. D. Genetic and developmental basis of cichlid trophic diversity. Heredity. 97 (3), 211-221 (2006).
- Martin, C. H., Wainwright, P. C. Trophic novelty is linked to exceptional rates of morphological diversification in two adaptive radiations of cyprinodon pupfish. Evolution. 65 (8), 2197-2212 (2011).
- Wainwright, P. C., et al. The evolution of pharyngognathy: A phylogenetic and functional appraisal of the pharyngeal jaw key innovation in labroid fishes and beyond. Syst. Biol. 61 (6), 1001-1027 (2012).
- Sibbing, F. Food capture and oral processing. Cyprinid Fishes. , 377-412 (1991).
- Bell, M., Foster, S. The Evolutionary Biology of the Threespine Stickleback. , Oxford University Press. New York. (1994).
- Kimmel, C. B., et al. Evolution and development of facial bone morphology in threespine sticklebacks. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (16), 5791-5796 (2005).
- Mcgee, M. D., Wainwright, P. C. Convergent evolution as a generator of phenotypic diversity in threespine stickleback. Evolution. 67 (4), 1204-1208 (2013).
- McGee, M. D., Schluter, D., Wainwright, P. C. Functional basis of ecological divergence in sympatric stickleback. BMC Evol. Biol. 13, 277 (2013).
- McGuigan, K., Nishimura, N., Currey, M., Hurwit, D., Cresko, W. A. Quantitative genetic variation in static allometry in the threespine stickleback. Integr. Comp. Biol. 50 (6), 1067-1080 (2010).
- Caldecutt, W. J., Bell, M. A., Buckland-Nicks, J. A. Sexual dimorphism and geographic variation in dentition of threespine stickleback, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 2001 (4), 936-944 (2001).
- Berner, D., Moser, D., Roesti, M., Buescher, H., Salzburger, W. Genetic architecture of skeletal evolution in european lake and stream stickleback. Evolution. 68 (6), 1792-1805 (2014).
- Jamniczky, H. a, Barry, T. N., Rogers, S. M. Eco-evo-devo in the study of adaptive divergence: examples from threespine stickleback (Gasterosteus aculeatus). Integr. Comp. Biol. 55 (1), 166-178 (2015).
- Magnuson, J., Heitz, J. Gill raker apparatus and food selectivity among mackerels, tunas, and dolphins. Fish. Bull. 69 (2), 361-370 (1971).
- Kahilainen, K. K., et al. The role of gill raker number variability in adaptive radiation of coregonid fish. Evol. Ecol. 25 (3), 573-588 (2011).
- Arnegard, M. E., et al. Genetics of ecological divergence during speciation. Nature. 511 (7509), 307-311 (2014).
- Gross, H. P., Anderson, J. M., Gross, H. P., Anderson, J. Geographic variation in the gillrakers and diet of European threespine sticklebacks, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 1984 (1), 87-97 (1984).
- Hagen, D., Gilbertson, L. Geographic variation and environmental selection in Gasterosteus aculeatus L in the Pacific Northwest, America. Evolution. 26 (1), 32-51 (1972).
- McPhail, J. D. Ecology and evolution of sympatric sticklebacks (Gasterosteus): morphological and genetic evidence for a species pair in Enos Lake, British Columbia. Can. J. Zool. 62 (7), 1402-1408 (1984).
- Schluter, D., McPhail, J. D. Ecological character displacement and speciation in sticklebacks. Am. Nat. 140 (1), 85-108 (1992).
- Robinson, B. Trade offs in Habitat-specific foraging efficiency and the nascent adaptive divergence of sticklebacks in lakes. Behaviour. 137 (7), 865-888 (2000).
- Glazer, A. M., Cleves, P. A., Erickson, P. A., Lam, A. Y., Miller, C. T. Parallel developmental genetic features underlie stickleback gill raker evolution. Evodevo. 5 (1), (2014).
- Miller, C. T., Glazer, A. M., et al. Modular skeletal evolution in sticklebacks is controlled by additive and clustered quantitative trait loci. Genetics. 197 (1), 405-420 (2014).
- Glazer, A. M., Killingbeck, E. E., Mitros, T., Rokhsar, D. S., Miller, C. T. Genome assembly improvement and mapping convergently evolved skeletal traits in sticklebacks with Genotyping-by-Sequencing. G3. 5, 1463-1472 (2015).
- Wainwright, P. Functional morphology of the pharyngeal jaw apparatus. Fish Physiol. Fish Biomech. , 77-102 (2006).
- Hulsey, C. D., Fraser, G. J., Streelman, J. T. Evolution and development of complex biomechanical systems: 300 million years of fish jaws. Zebrafish. 2 (4), 243-257 (2005).
- Lauder, G. Functional design and evolution of the pharyngeal jaw apparatus in euteleostean fishes. Zool. J. Linn. Soc. 77, 1-38 (1983).
- Fraser, G. J., et al. An ancient gene network is co-opted for teeth on old and new jaws. PLoS Biol. 7 (2), e1000031 (2009).
- Stock, D. Zebrafish dentition in comparative context. J. Exp. Zool. B. Mol. Dev. Evol. 308, 523-549 (2007).
- Liem, K., Greenwood, P. A functional approach to the phylogeny of the pharyngognath teleosts. Am. Zool. 21 (1), 83-101 (1981).
- Anker, G. C. Morphology and kinetics of the head of the stickleback, Gasterosteus aculeatus. Trans. Zool. Soc. London. 32 (5), 311-416 (1974).
- Meyer, A. Morphometrics and allometry in the trophically polymorphic cichlid fish, Cichlusomu citrinelfum: Alternative adaptations and ontogenetic changes in shape. J. Zool., Lond. 221, 237-260 (1990).
- Huysseune, A. Phenotypic plasticity in the lower pharyngeal jaw dentition of Astatoreochromis alluaudi (Teleostei: Cichlidae). Arch. Oral Biol. 40 (11), 1005-1014 (1995).
- Muschick, M., Indermaur, A., Salzburger, W. Convergent Evolution within an adaptive radiation of cichlid fishes. Curr. Biol. 22 (24), 2362-2368 (2012).
- Cleves, P. A., et al. Evolved tooth gain in sticklebacks is associated with a cis-regulatory allele of Bmp6. Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (38), 13912-13917 (2014).
- Ellis, N. A., et al. Distinct developmental and genetic mechanisms underlie convergently evolved tooth gain in sticklebacks. Development. (142), 2442-2451 (2015).
- Tucker, A. S., Fraser, G. J. Evolution and developmental diversity of tooth regeneration. Semin. Cell Dev. Biol. 25-26, 71-80 (2014).
- Erickson, P. A., Glazer, A. M., Cleves, P. A., Smith, A. S., Miller, C. T. Two developmentally temporal quantitative trait loci underlie convergent evolution of increased branchial bone length in sticklebacks. Proc. R. Soc. B. 281, (2014).
- Leary, S., et al. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals. , American Veterinary Medical Association. Schaumburg, IL. (2013).
- Bell, M. A. Evolutionary phenetics and genetics. Evol. Genet. Fishes. , 431-528 (1984).
- Taylor, W. R., Van Dyke, G. C. Revised procedures for staining and clearing small fishes and other vertebrates for bone and cartilage study. Cybium. 9 (2), 107-119 (1985).
- Erickson, P. A., et al. A 190 base pair, TGF-β responsive tooth and fin enhancer is required for stickleback Bmp6 expression. Dev. Biol. 401 (2), 310-323 (2015).
- Miller, C. T., et al. cis-Regulatory changes in Kit ligand expression and parallel evolution of pigmentation in sticklebacks and humans. Cell. 131 (6), 1179-1189 (2007).
- Aigler, S. R., Jandzik, D., Hatta, K., Uesugi, K., Stock, D. W. Selection and constraint underlie irreversibility of tooth loss in cypriniform fishes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (21), 7707-7712 (2014).
- Pasco-Viel, E., et al. Evolutionary trends of the pharyngeal dentition in Cypriniformes (Actinopterygii Ostariophysi). PLoS One. 5 (6), e11293 (2010).
