Summary

Oppdager Cortex Fragmenter Under Bakteriell Spore Spiring

Published: June 25, 2016
doi:

Summary

Herein, we describe a colorimetric assay to detect the presence of reducing sugars during bacterial spore germination.

Abstract

The process of endospore germination in Clostridium difficile, and other Clostridia, increasingly is being found to differ from the model spore-forming bacterium, Bacillus subtilis. Germination is triggered by small molecule germinants and occurs without the need for macromolecular synthesis. Though differences exist between the mechanisms of spore germination in species of Bacillus and Clostridium, a common requirement is the hydrolysis of the peptidoglycan-like cortex which allows the spore core to swell and rehydrate. After rehydration, metabolism can begin and this, eventually, leads to outgrowth of a vegetative cell. The detection of hydrolyzed cortex fragments during spore germination can be difficult and the modifications to the previously described assays can be confusing or difficult to reproduce. Thus, based on our recent report using this assay, we detail a step-by-step protocol for the colorimetric detection of cortex fragments during bacterial spore germination.

Introduction

Endospores er metabolsk sovende former for bakterier som gjør at bakterier til å vedvare i ugunstige miljøer. I mange sporedannende bakterier, er sporedannelse indusert av næringsmangel, men denne prosessen kan kontrolleres ved endringer i pH, eksponering for oksygen eller andre belastninger 1. Mens i deres metabolsk sovende sporeform, bakterier motstå UV-stråling, uttørking, høyere temperaturer, og frysing 2. Det meste av kunnskapen om sporulation prosessen kommer fra studier i modellorganisme, Bacillus subtilis. Den sporulering Prosessen begynner med DNA-replikasjon og dannelsen av en aksial filament 3,4. En asymmetrisk septum deler deretter cellen i to ulikt størrelse avdelinger. Jo større kupé, moren celle, omslutter mindre rommet, den forespore. Både mor celle og forespore koordinere genuttrykk å modne spore og moren cellen til slutt lyserer, slippe Dormant spore i det omkringliggende miljøet en.

Spore struktur og sammensetning er konservert på tvers av mange bakteriearter. Spore kjernen har et lavere vanninnhold enn den vegetative celle og er rik med dipikolinsyre (DPA) 1,2. I løpet av sporedannelse, er DPA pumpes inn i spore kjerne i bytte for vann. Rundt kjernen er en indre spore membran der, i de fleste sporedannende bakterier, er reseptorer som kjenner igjen de små molekyler som stimulerer spiring (germinants) ligger 2. Ligger like utenfor spore indre membran er et lag med cellevegg av peptidoglykan. En spesialisert peptidoglykan lag (cortex) omgir celleveggen peptidoglykan, og er sammensatt av mange av de samme komponentene som celleveggen peptidoglykan [vekslende N-acetylglukosamin (NAG) og N-acetylmuraminsyren (NAM)]. Men omtrent 50% av NAM-rester i cortex har blitt konvertert til muramic-δ-laktam 5,6 </sopp>. Under sporespiringen, er disse muramic-δ-laktam-residuer gjenkjent av spore cortex lytiske enzymer (SCLEs), og dermed gir hjernebarken som skal nedbrytes (en prosess vesentlig å fullføre spiring), men ikke celleveggen. Rundt cortex er en ytre membran og flere lag med kappeproteiner 2.

Å styre prosessen med spiring er kritisk viktig for sporedannende bakterier. Spiring startes når spiren reseptorer samhandle med sine respektive germinants 2. I mange sporedannende bakterier, er disse germinants er aminosyrer, sukkere, nukleotider, ioner eller kombinasjoner av disse to. C. difficile sporespiringen initieres ved kombinasjoner av enkelte gallesyrer, [f.eks taurocholinsyre (TA)] og aminosyrer (f.eks glycin) 7-10. Selv om det er forskjeller mellom C. difficile spiring sti og trasé studert i andre sporedannendebakterier, såsom B. subtilis, felles for alle er den absolutt krav for å nedbryte spore cortex for å tillate en vegetativ celle for å vokse fra den spirende spore 2,8. Cortex degradering kan oppnås ved den SCLEs CwlJ / SleB (som finnes i B. subtilis) eller SleC (som finnes i mange Clostridia). Cortex hydrolyse reduserer begrensningen på celleveggen og den spore. Dette tillater full kjerne rehydrering, et nødvendig skritt for å reaktivisere mange av de proteinene som er nødvendige for cellenes stoffskifte to.

Når sporene spire, kan den sovende spore endringer fra en fase-lys tilstand til en fase-mørk tilstand og denne prosessen måles ved en endring i optisk tetthet (OD) ved 600 nm 11. En tidligere rapport tyder på at mye av denne endringen i OD skyldes frigjøring av DPA fra spore 12. Under vår siste undersøkelse, forsøkte vi å sammenligne tidspunktet for C. difficile spore spiring og overvåketfrigjøring av DPA og cortex fragmenter 9. For denne studien var det avgjørende å overvåke utgivelsen av cortex fragmenter som de begynte å bli utgitt av spirende sporer.

Den kolorimetrisk analyse som er brukt her er basert på en metode for påvisning av sukkere med reduserende ender utviklet Ghuysen et al., 13. Fordi andre har beskrevet protokoller for påvisning av reduserende sukker 14 eller har modifisert disse protokollene 15, kan den litteratur på området være forvirrende. Her har vi detalj en trinn-for-trinn fremgangsmåte for den kolorimetriske deteksjon av reduserende sukker frigjort fra spirende C. difficile sporer. Selv om denne studien bruker C. difficile sporer, de reduserende sukkere som frigjøres under spiring av sporer fra andre sporedannende bakterier er i stand til å bli detektert med denne protokollen 9,16,17.

Protocol

1. Generering Samples Heat aktivere C. difficile sporer ved 65 ° C i 30 min og butikken på is. Merk: C. difficile spores kan bli produsert og renset som beskrevet tidligere 7,9,10. Klargjør spiring løsningen ved X + 1 ml, hvor X er antall prøver som skal tas i løpet av analysen. Merk: spiring løsningen er spesifikk for de arter av bakterier Spore blir studert. For å analysere C. difficile sporespiringen, anvendte vi en oppløsning av 10 mM …

Representative Results

Tabell 1 viser typiske resultater ved hjelp av NAG standarder. Data brukes til å generere en standardkurve. Tabell 2 viser typiske resultater fra en spiring analyse i spiring buffer supplert med 100 mM glycin og 10 mM TA (spiring fremmende betingelser) eller 100 mM glycin bare (ikke-spirebetingelser). I fravær av TA, C. difficile sporene ikke spirer, og det er liten endring i nærvær av cortex fragmenter i oppløsningen. Imidlertid, i nærvæ…

Discussion

Ved stimulering, sporer som gjennomgår prosessen for spiring mister sine motstandsegenskaper uten behov for makromolekylære syntese. Når spore spiring utløses, spore kjernen utgivelser DPA i bytte for vann 2. På grunn av det høye innholdet av DPA sovende spore, er det spore kjernen under intens osmotisk trykk og den spesialiserte peptidoglykan, cortex, bidrar til å hindre at kjernen sveller ved å opptre, formodentlig som en barriere for utvidelse 2.

Fremgangsmå…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Prosjektet er beskrevet er støttet av Award Antall 5R01AI116895 fra National Institute of Allergy og smittsomme sykdommer. Innholdet er utelukkende ansvaret til forfatterne og representerer ikke nødvendigvis de offisielle visningene av National Institute of Allergy og smittsomme sykdommer eller National Institutes of Health.

Materials

2.0 mL screw cap tube USA scientific 1420-3700
p1000 eppendorf pippet Eppendorf
p200 eppendorf pippet Eppendorf
p20 eppendorf pippet Eppendorf
100-1250uL pipet tips VWR 89079-486
1-200uL pipet tips VWR 89079-458
N-acetyl-D-glucosamine Sigma A3286-25G
Hydrochloric Acid – 10N BDH-Aristar BDH3032-3.8LP
Acetic Anhydride Alfa Aesar L04295
Sodium Bicarbonate BDH BDH0280-500G
Potassium Tetraborate tetrahydrate Alfa Aesar 39435
Sodium Hydroxide BDH BDH8019-500G
4-(Dimethylamino)benzaldehyde Sigma 156477-100G
Saturated Phenol Fisher BP1750-400
2-Mercaptoethanol Aldrich M6250-100ML
SpectraMax M3 Molecular Devices
Acetic Acid, Glacial BDH BDH3098-3.8LP
Heated, Circulating Water Bath VWR Scientific Model 1136
Microtest 96 Falcon 353072 96 well clear tissue culture plates
Culture tubes VWR 89000-506
Lyophilizer
Heat Blocks
Vortex Machine

References

  1. Al-Hinai, M. A., Jones, S. W., Papoutsakis, E. T. The Clostridium sporulation programs: diversity and preservation of endospore differentiation. Microbiol Mol Biol Rev. 79, 19-37 (2015).
  2. Setlow, P. Germination of spores of Bacillus species: what we know and do not know. J Bacteriol. 196, 1297-1305 (2014).
  3. Tan, I. S., Ramamurthi, K. S. Spore formation in Bacillus subtilis. Environ Microbiol Rep. 6, 212-225 (2014).
  4. Fimlaid, K. A., Shen, A. Diverse mechanisms regulate sporulation sigma factor activity in the Firmicutes. Curr Opin Microbiol. 24, 88-95 (2015).
  5. Popham, D. L., Helin, J., Costello, C. E., Setlow, P. Analysis of the peptidoglycan structure of Bacillus subtilis endospores. J Bacteriol. 178, 6451-6458 (1996).
  6. Atrih, A., Zollner, P., Allmaier, G., Foster, S. J. Structural analysis of Bacillus subtilis 168 endospore peptidoglycan and its role during differentiation. J Bacteriol. 178, 6173-6183 (1996).
  7. Sorg, J. A., Sonenshein, A. L. Bile salts and glycine as cogerminants for Clostridium difficile spores. J. Bacteriol. 190, 2505-2512 (2008).
  8. Paredes-Sabja, D., Shen, A., Sorg, J. A. Clostridium difficile spore biology: sporulation, germination, and spore structural proteins. Trends Microbiol. 22 (7), (2014).
  9. Francis, M. B., Allen, C. A., Sorg, J. A. Spore cortex hydrolysis precedes DPA release during Clostridium difficile spore germination. J Bacteriol. 197 (14), (2015).
  10. Francis, M. B., Allen, C. A., Shrestha, R., Sorg, J. A. Bile acid recognition by the Clostridium difficile Germinant Receptor, CspC, is important for establishing infection. PLoS Pathog. 9, e1003356 (2013).
  11. Moir, A., Smith, D. A. The Genetics of bacterial spore germination. Annu. Rev. Microbiol. 44, 531-553 (1990).
  12. Zhang, P., Kong, L., Wang, G., Setlow, P., Li, Y. Q. Combination of Raman tweezers and quantitative differential interference contrast microscopy for measurement of dynamics and heterogeneity during the germination of individual bacterial spores. Journal of biomedical optics. 15, 056010 (2010).
  13. Ghuysen, J. -. M., Tipper, D. J., Strominger, J. L. Enzymes that degrade bacterial cell walls. Methods Enzymol. 8, 685-699 (1966).
  14. Park, J. T., Johnson, M. J. A submicrodetermination of glucose. J Biol Chem. 181, 149-151 (1949).
  15. Thompson, J. S., Shockman, G. D. A modification of the Park and Johnson reducing sugar determination suitable for the assay of insoluble materials: its application to bacterial cell walls. Anal Biochem. 22, 260-268 (1968).
  16. Paredes-Sabja, D., Setlow, P., Sarker, M. R. SleC is essential for cortex peptidoglycan hydrolysis during germination of spores of the pathogenic bacterium Clostridium perfringens. J Bacteriol. 191, 2711-2720 (2009).
  17. Paredes-Sabja, D., Sarker, M. R. Effect of the cortex-lytic enzyme SleC from non-food-borne Clostridium perfringens on the germination properties of SleC-lacking spores of a food poisoning isolate. Can J Microbiol. 56, 952-958 (2010).
  18. Hindle, A. A., Hall, E. A. Dipicolinic acid (DPA) assay revisited and appraised for spore detection. The Analyst. 124, 1599-1604 (1999).
  19. Kort, R., et al. Assessment of heat resistance of bacterial spores from food product isolates by fluorescence monitoring of dipicolinic acid release. Appl Environ Microbiol. 71, 3556-3564 (2005).
  20. Elson, L. A., Morgan, W. T. A colorimetric method for the determination of glucosamine and chondrosamine. The Biochemical journal. 27, 1824-1828 (1933).
  21. Ramirez, N., Abel-Santos, E. Requirements for germination of Clostridium sordellii spores in vitro. J. Bacteriol. 192, 418-425 (2010).
  22. Akoachere, M., et al. Indentification of an in vivo inhibitor of Bacillus anthracis spore germination. J. Biol. Chem. 282, 12112-12118 (2007).
  23. Duncan, C. L., Strong, D. H. Improved medium for sporulation of Clostridium perfringens. Appl Microbiol. 16, 82-89 (1968).
  24. Heffron, J. D., Lambert, E. A., Sherry, N., Popham, D. L. Contributions of four cortex lytic enzymes to germination of Bacillus anthracis spores. J Bacteriol. 192, 763-770 (2010).
  25. Meador-Parton, J., Popham, D. L. Structural analysis of Bacillus subtilis spore peptidoglycan during sporulation. J Bacteriol. 182, 4491-4499 (2000).
  26. Lambert, E. A., Popham, D. L. The Bacillus anthracis SleL (YaaH) protein is an N-acetylglucosaminidase involved in spore cortex depolymerization. J Bacteriol. 190, 7601-7607 (2008).
  27. Wang, S., Shen, A., Setlow, P., Li, Y. Q. Characterization of the Dynamic Germination of Individual Clostridium difficile Spores Using Raman Spectroscopy and Differential Interference Contrast Microscopy. J Bacteriol. 197, 2361-2373 (2015).

Play Video

Cite This Article
Francis, M. B., Sorg, J. A. Detecting Cortex Fragments During Bacterial Spore Germination. J. Vis. Exp. (112), e54146, doi:10.3791/54146 (2016).

View Video