Introduction
Есть много прецизионных испарители доступны для ветеринарного применения , которые действуют между расходом 0,5-10 л / мин 2. Эти скорости потока не являются идеальными для грызунов, так как диапазон высок по сравнению с их небольшим минутного объема дыхания. Высокие скорости потока не рекомендуется использовать в ветеринарной практике из - за их продвижение гипотермии и сушки 3,4 дыхательных путей. Кроме того, многие общие ветеринарные руководства испарителем производитель предупреждают, что высокие скорости потока, может привести к увеличению возникновения колебаний противодавления. Кроме того , было показано , что многие стандартные испарители становятся неточными ниже скорости потока 500 мл / мин, и этот показатель рассматривается как минимальная скорость потока в области ветеринарии 5-7.
Животное может поддерживаться на Т-образный контур или модифицированный Bain схему с использованием скорости потока , как низко как минутный объем 1,5-2,2 раза животного 8-10. Эти скорости потока считаются sufficienт , чтобы предотвратить возвратное дыхание с истекшим сроком годности газов и предотвратить увеличение концентрации двуокиси углерода в крови 8. Используя эту рекомендацию скорости потока 30 г мыши может поддерживаться при скорости потока, как низко как 52 мл / мин, почти в десять раз меньше принятого мл / мин минимум традиционного испарителем 500.
В то время как традиционный испарителем зависит от потока газа и атмосферного давления для пассивного анестетика парообразования, прямая инъекция испарителем измеряет общий поток свежего газа и впрыскивает пар непосредственно в газовый поток 2. Некоторые испарители с прямым впрыском используют шприцевой насос для введения анестетика в газовый поток. Компьютеризованного управления позволяют этим системам автоматически регулировать скорость впрыскивающего впрыскивать объем жидкого агента, необходимого для достижения желаемой концентрации анестезирующего средства. Шприцем, приводимым испарители доступны и одобрены для клинического применения в педиатрии и, и многие подобные конфигурации рассматриваются какэстетическая сохранения устройств в клинической практике 11-16. Вскоре после их утверждения, анестезирующие CONSERVING устройства с испарителей шприцевой насос были адаптированы для использования в исследованиях на животных 8,17,18. В отличие от традиционного испарителем, прямая система впрыска с использованием шприцевой насос не ограничен минимальным расходом, чтобы поддерживать точность. По этой причине, эта технология идеально подходит для использования в грызуна анестезии и других случаях, когда низкие скорости потока необходимы. Преимущества и потенциальная экономия затрат , связанных с этим проектом испарителем вдохновил разработку новых систем анестезии , разработанных специально для грызунов 1,19,20. Эта новая система также включает в себя встроенный воздушный насос, что позволяет пользователю управлять анестезией, не требуя источника сжатого газа. В качестве дополнительного преимущества, система предварительно откалиброван для использования как с изофлуран и севофлурана. С введением этой испарительной технологии в области лабораторных животных, ят теперь можно давать наркоз мелких лабораторных животных при скорости потока ближе к рекомендуемым уровням без необходимости в сжатом газе.
Protocol
Все исследования были завершены в соответствии с нормативными и ведомственным руководящим принципам. Животное аспекты данного исследования были оценены путем использования программы Kent Scientific Corporation животных, утвержденных по уходу и использованию комитета Purdue животных (PACUC) путем, и осуществляется в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных 22.
Примечание: Система цифровой анестезии с низким потоком, используемый в этом протоколе оснащен встроенным пульсоксиметром.
1. Настройка системы Анестезия с низким расходом воды со встроенным модулем Пульсоксиметр
- Для Isoflurane Доставка
- Выберите источник газа-носителя. Чтобы использовать внутренний воздушный насос, открутить впускной порт на задней части, что позволяет внутренний насос впуска воздуха в помещении.
- Подключите угольный фильтр для выхлопных газов.
- Подключите Y адаптер к передней части низкого потока, цифровой системы анестезии. Используйте цветные скрепки, чтобы соединить белые ветви к тон нос конуса, и синие ветви к индукции камеры.
- Закрыть белый клип зажимы и открытые синий клип зажимы, чтобы направить поток воздуха в камеру.
- Выберите 2 мл шприц.
- Для физиологическом мониторинга, Использование встроенного пульсоксиметром
- Подключите Пульсоксиметр датчик лапу к порту на задней стороне системы анестезии с низким потоком, с надписью "AUX".
2. Настройка параметров
- Для наркотизации
- Включите питание системы анестезии, а также получить доступ к меню настройки. Нажмите Настройка для доступа Главное меню> Анестезия> Настройка в красном цвете.
- Выберите анестетик. Нажмите Set Up , чтобы выделить тип ANEST в красном цвете. С помощью клавиш со стрелками вверх и вниз, чтобы выбрать Isoflurane.
- Установить размер шприца. Нажмите Set Up , чтобы выделить Сыр Size. С помощью клавиш со стрелками вверх и вниз, чтобы выбрать 2 мл шприц.
- Установите пустую позицию. Нажмите Set Up для чighlight Set Empty в красном цвете. Безопасный пустой, полностью выжатой стеклянного шприца в шприце Retention Block путем размещения шприца таким образом, что шприц зажиме сидит на металлическом воротнике шприца. Нажмите стрелки вверх или вниз для перемещения Pusher блок так, чтобы толкатель Блок делает легкий контакт с верхней части поршня шприца. Нажмите выберите, чтобы установить пустую позицию.
- Нажмите Set Up , чтобы выделить Удалить красным цветом. Удалите шприц и заполнить шприц с изофлуран использованием бутылки верхнего адаптера.
- Подключите Шприц к системе анестезии.
- Премьер-анестетик доставки труб. Нажмите Set Up , чтобы выделить Prime Tube в красном цвете. Нажмите вниз, пока анестетик проходит через шприц и в черную штуцером на блоке испарителя.
- Включение анестезии. Нажмите Set Up , чтобы выделить Включить в красный цвет. С помощью клавиш со стрелками вверх и вниз , чтобы выбрать Да. Нажмите Пуск / Назад для возврата в главное меню.
- Выберите Aпитания ИК- и минутный объем. Нажмите Set Up , чтобы выделить поступающего воздуха в красный цвет. С помощью клавиш со стрелками вверх и вниз выберите Внутренний насос. Нажмите Set Up , чтобы выделить Минутное Vol в красном цвете. Установка скорости потока 250 мл / мин.
- Физиологическую мониторинга
- Установить минимальный обнаруженный частоту сердечных сокращений для мыши (240). Нажмите Настройка , чтобы получить доступ к главному меню> MouseStat. Используйте стрелки вверх и вниз , чтобы установить минимальную частоту сердечных сокращений .
3. Начинайте Анестезия Доставка
- Побудить мышь
- Нажмите кнопку Пуск / Назад дважды, чтобы войти в режим запуска и начать поток воздуха.
- Поместите мышь в индукционной камере, закрывая крышку плотно. Регулятором Концентрация анестетика до 3%.
- Монитор пока мышь не достигнет желаемой плоскости анестезии, определяемой потерей рефлекса выпрямления. Регулировать концентрацию анестетика по мере необходимости.
- После того, как животное теряет восстанавливающих рефлексй достаточно наркозом, поверните диск концентрации Анестезия до 0%. Авторы ранее обнаружили , что позволяет воздушный поток для промывки индукции камеры 30-60 сек достаточно для продувки камеры без необходимости переключения обезболивающий глубину 1.
- Быстро открыть белые зажимы, чтобы направить воздух на лицевую маску и закройте синие зажимы, ведущие к индукции камеры.
- Откройте камеру подальше от исследователя, удалить мышь, и сразу же подходят носовой конус.
- Центрирование животное на инфракрасном согревающей площадку, установленный для поддержания температуры тела при 37 ° С с помощью ректального зонда на петле обратной связи.
- Когда мышь устойчиво на носовом обтекателе, регулировать концентрацию изофлюрана до 1,5% или по мере необходимости для поддержания поворотом ручки Концентрация анестетика.
- Уменьшить объем минут для технического обслуживания. Минимальный расход для поддержки животного равна 1,5-2,2 раза минутного объема животного (на 30 г мыши,минимум 52 мл / мин). Обратитесь к инструкциям изготовителя по рекомендованной скорости потока настройки характерных для стиля носового конуса и корректировать по мере необходимости. Нажмите Настройка, чтобы получить доступ к главному меню, а затем нажмите Настройка, пока минуту Том не будет выделен красным цветом. С помощью клавиш со стрелками вверх и вниз для регулировки целевого потока. Нажмите Пуск / Назад, чтобы вернуться к главному экрану.
- Подтвердить глубину анестезии, как определяется отсутствием абстинентного рефлекса во время межпальцевых крайнем случае. Применение глазной мази для глаз, чтобы предотвратить сухость во время анестезии.
4. Начинайте Физиологический мониторинг
- Поместите датчик над подушку задней лапы. Расположите датчик так, чтобы красный свет под лапой и освещает лапу. С помощью стрелок вверх и вниз на экране, чтобы отобразить oxiwave. Животное теперь безопасно под наркозом с использованием низкого расхода, шприц приводом, цифровой испаритель.
5. Удалите животное
- ВыключитьАнестезия Доставка.
- Чтобы остановить доставку анестетика, поверните ручку анестетика концентрации до Min (или 0%) и удалить животное из маски для лица.
- Монитор мыши во время выхода из наркоза. После того, как мышь стала полностью амбулаторное, вернуть его в клетку.
Representative Results
животные
3 взрослых С57 / BL6NTac самок мышей (Taconic, возраст 6-7 недель, вес 15 +/- 1 г) анестезировали и поддерживали с 1,3-1,5% изофлуран в то время как частота сердечных сокращений, насыщение крови кислородом, и частота дыхания контролировались. Все мыши были мышиной патогена свободными, как определено с помощью обычных испытаний поставщика до прибытия на объект. Животные были в microisolation арретирования и при условии свободного доступа к стандартному корму и грызунами водой из бутылки-группы размещались.
Isoflurane Использование
Система анестезии с низким потоком измеряет количество анестезирующего агента, оставшегося в шприце во время использования. Объем в шприце, как измерено с помощью системы анестезии, было отмечено, как животное переносили в носовой конус, и снова в конце периода обслуживания. Конечный объем жа вычитается из первоначального объема , чтобы определить количество анестетика , потребляемой в течение всего эксплуатационного периода (рис 1).
Физиологические параметры
Контролировались частота сердечных сокращений , SpO 2 и частота дыхания во время технического обслуживания с помощью пульсоксиметрии (Рисунки 2 - 4). Температуру тела поддерживали при температуре 37,5 ° С с помощью инфракрасного потепления площадку. Каждая мышь была успешно поддерживают при низких скоростях потока 100 мл / мин воздуха в помещении при хирургической анестезии плоскости в течение 60 мин, как это определено отсутствием абстинентного рефлекса из встречно-штыревого крайнем случае. Мышь не сделал просыпаются или ответить на межпальцевых пинчах применяются с перерывами в течение всего эксплуатационного периода. Частота сердечных сокращений животных (Рисунок 2), содержания кислорода в крови (рисунок 3), и частота дыхания (Рисунок 4) оставалась RELATраторов стабильным на протяжении всего исследования. Из-за животных и позиционирования датчика, сигнал частоты дыхания от 1 мыши и мыши 3 был прерывистым и измерение было прервано. Когда позиционирование животного регулировали, сигнал улучшается, а измеренная частота дыхания была сравнима с другими в аналогичных временных точках. Цифровая система анестезии с низким потоком используется в среднем 0,63 мл изофлуран в течение 60 мин периода обслуживания (Рисунок 1).
Рисунок 1:.. Изофлуран Использование Количество изофлуран используется в мл для трех разных мышей в течение 1 ч поддержания анестезии с использованием цифровой системы анестезии с низким потоком Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2:.. Частота сердечных сокращений Частота сердечных сокращений из трех мышей в ударах в минуту (уд) 5-60 мин после начальной индукции анестезии с цифровой системой анестезии с низким потоком Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 3:.. Насыщение кислородом уровни насыщения крови кислородом (%) трех мышей 5-60 мин после начальной индукции анестезии с цифровой системой анестезии с низким потоком Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 4:.. Частота дыхания Частота дыхания трех мышей в вдохов в минуту (уд) 5-60 мин после начальной индукции анестезии с цифровой системой анестезии с низким потоком Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Discussion
Цифровая система анестезии с низким потоком позволяет пользователю эффективно обезболить мышей при очень низких скоростях потока без использования какого-либо сжатого газа. Это в значительной степени отличается от стандартных пассивных испарители, большинство из которых требуют источника сжатого газа при минимальных расходе около 500 мл / мин. Стандартные испарители используют циферблаты, которые испытывают недостаток точности между градациями, и они должны обслуживаться ежегодно для поддержания точности. Шприц система, управляемая анестетика может обеспечить определенную концентрацию анестетика со скоростью потока набора рассчитать точную необходимую скорость насоса шприца. Обычные калибровок не нужны, что приводит к дополнительным затрат и экономии времени.
Рекомендуемый минимальный расход для поддержания животного на цепи без возвратного дыхания в 1,5-2,2 раза минутный объем животного. Скорость потока 100 мл / мин, используемых в данном исследовании, превышала этот минимум, чтобы доставить достаточное количество анестезирующего средства для животных. Настрой скорость потокаГ.С. имеют решающее значение для этой техники анестезии доставки, так как скорость потока напрямую связана с количеством изофлуран, используемой для заданного периода времени. При использовании при низких скоростях потока, этот метод может значительно уменьшить количество необходимого изофлуран во время использования, в то время как животное до сих пор эффективно 1,19-21 под наркозом.
Новые расходы на оборудование между традиционными испарителей и низкого потока цифровых испарителей сравнимы. Тем не менее, цифровая система анестезии с низким потоком имеет возможность поставлять либо изофлуран или севофлурана. Это устраняет необходимость в назначенный изофлуран и Севофлюран прецизионных испарителей, уменьшая первоначальные затраты на оборудование для групп с использованием как анестетики. Недавно опубликованные сравнения между испарителей технологий предполагают экономию затрат в течение долгого времени при использовании низкого потока цифрового испарителя 1,19,20. Результаты этих сравнений могут быть использованы для аппроксимации потенциальной экономии затрат в течение года. В видетая типичные параметры использования, выполняемые с шагом 2 часа, 5 дней в неделю в течение 52 недель, традиционный изофлуран испаритель будет потреблять 3,8 л изофлуран, или двенадцать 250 мл бутылки. Цифровой испаритель низкого расхода используется на той же частоте будет потреблять только 0,32 л или две 250 мл бутылки. Расход Угольный фильтр также снижается. Если предположить, что каждый имеет канистра 50 г на снятую отходящего газа, традиционный испаритель заполнит примерно 21 древесный уголь канистры в течение года. По сравнению с этим цифровым испарителем с малым расходом потребуется 6 или менее. Традиционный испаритель потребует около 5 больших газовых баллонов в год, каждый с мощностью 9,500 L. Внутренний воздушный насос, в некоторых моделях цифровых испарителей с низким расходом воды, устраняет потребность в сжатом газе. Если сжатый газ должны были быть использованы, система будет использовать только один цилиндр за 1 год.
Этот метод может быть изменен в зависимости от необходимости. Низкий поток цифровых vaporizERS позволяют пользователю регулировать глубину анестезирующего быстро и точно. Если анестетик глубина должна быть увеличена или уменьшена, пользователь может увеличить концентрацию анестезирующего средства с шагом 0,1% с помощью диска на верхней части системы. Скорость потока можно регулировать по мере необходимости в течение всей процедуры. Этот протокол использует 2 мл шприц, хотя и более крупные размеры шприцев доступны для более длительных процедур. Внутренний воздушный насос предлагает пользователям возможность обезболить животных, не требуя источника сжатого газа. Для процедур, требующих сжатого газа или дополнительного кислорода, пользователь имеет возможность подключить источник газа к системе низкого расхода, а не использовать окружающий воздух. Пользователь может продолжать передавать выбранный источник воздуха в течение всей процедуры, или может переключаться между внутренним насосом и источником сжатого газа, в случае необходимости. Например, пользователь может установить систему таким образом, чтобы доставить воздуха из помещения во время индукции и поддержания с помощью внутреннего насоса, но обеспечивают дополнительный окси-поколения во время восстановления.
Хотя есть много преимуществ для использования цифрового испарителем низкого потока, существуют ограничения, а также. Поскольку промывочный клапан не входит, вручную промывка камеры с чистым воздухом перед открытием является единственным способом, чтобы очистить камеру индукции. Эта система предназначена для работы на только низких скоростях потока и не обеспечивает анестезию выше скорости потока 800 мл / мин, где традиционные испарители могут быть использованы с расходом до 10 л / мин. Эта конкретная система поэтому подходит только для небольших видов животных. Кроме того, система имеет меньше анестетик по сравнению с традиционным испарителем. Там могут быть ситуации, когда шприц должен быть пополнен во время процедуры. Тем не менее, задержки во время заправки может быть уменьшена путем предварительного заполнения второй шприц рядом, чтобы заменить пустой шприц. размеры шприцов до 10 мл доступны, чтобы уменьшить потребность пополнить шприцы в середине процедуры. И, наконец, в отличие от традиционного испарителем, низко-флвл цифровой испарителем требует электричества. Батареи доступны для использования в тех случаях, когда электроэнергия отсутствует или в случае отключения электроэнергии.
Предыдущие исследования показали , что низкий поток цифровых систем потребляют меньше изофлуран, газ - носитель, и древесный уголь канистры по сравнению с традиционной системой анестезии 1,19,20. Снижение продуваемых анестезирующего газа также может определить сокращение отходов анестезирующего газа, хотя и необходима дальнейшая работа в этих областях. ИК-спектроскопия газов может быть использован для контроля производства изофлуран отходов, а также дозиметр значки могут быть использованы для количественной оценки воздействия изофлуран персонала лаборатории в будущих сравнений.
Таким образом, этот метод для доставки анестетика будет полезным для групп, осуществляющих грызуна анестезии из-за повышения уровня безопасности, эффективности и точности по сравнению с традиционными системами.
Disclosures
Этот проект был поддержан с оборудованием и финансирование Кента Scientific Corporation, Американской ассоциации сердца к CJ Goergen (SDG18220010) и Университета Пердью. Авторы Криста Bigiarelli и Ирина Toore являются сотрудниками Kent Scientific Corporation, которая производит оборудование, используемое в этой статье. Открытая публикация доступа к этой статье спонсируется Kent Scientific Corporation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic Equipment | |||
| SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SOMNO | Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter |
| MouseSTAT Pulse Oximeter & Heart Rate Monitor | Kent Scientific Corporation | SS-MSTAT-Module | Integrated into SomnoSuite |
| MouseSTAT Mouse Paw Sensor | Kent Scientific Corporation | MSTAT-MSE | |
| 2 ml Glass Syringe | Kent Scientific Corporation | SOMNO-2ML | |
| Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0705 | |
| Low Profile Facemask, x-small | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0304 | |
| Animal Warming | |||
| PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming | Kent Scientific Corporation | PS-RT | Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe |
| Anesthetic Agents and Medications |
|||
| Isoflurane (250 ml bottle) | Piramal Healthcare | ||
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo |
References
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335 (2011).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).
- Ward, C. S.
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Voightsverger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).
