Introduction
Det finns många precisions förångare tillgängliga för veterinärt bruk som fungerar mellan flödeshastigheter av 0,5-10 l / min 2. Dessa flöden är inte idealiskt för gnagare, eftersom området är högt jämfört med sina små minutvolym. Höga flödeshastigheter rekommenderas inte inom veterinärpraxis på grund av deras främjande av hypotermi och torkning i luftvägarna 3,4. Dessutom har många gemensamma veterinär manualer förångare tillverkaren varnar för att höga flödeshastigheter kan orsaka en ökad förekomst av mottrycksvariationer. Det har även visats att många standard förångare blir felaktig nedan flödeshastigheter av 500 ml / min, och denna hastighet betraktas som en minimiflödeshastighet inom veterinärområdet 5-7.
Ett djur kan upprätthållas på ett T-stycke krets eller modifierad bain krets med en flödeshastighet så låg som 1,5-2,2 gånger djurets minutvolymen 8-10. Dessa flödeshastigheter anses sufficient för att förhindra återandning av utgångna gaser och förhindra en ökning av blodkoldioxidkoncentrationer 8. Genom att använda denna flödeshastighet rekommendation, skulle en 30 g mus upprätthållas vid en flödeshastighet så låg som 52 ml / min, nästan tio gånger mindre än den accepterade 500 ml / min minimum av en traditionell förångaren.
Medan en traditionell förångare beror på gasflödet och atmosfärstryck under passiv anestetikum förångning, en direkt injektion vaporizer mäter den totala färskgasflödet och sprutar in ångan direkt in i gasströmmen 2. Några direkta injektions förångare utnyttjar en sprutpump för att administrera bedövningsmedel in i gasströmmen. Datoriserade kontroller gör dessa system för att automatiskt justera sprutpumphastigheten för att injicera den vätskevolym medel som erfordras för att nå den önskade koncentrationen av anestesimedel. Sprutan drivna förångare finns tillgängliga och godkända för klinisk och pediatrisk användning, och många liknande konfigurationer betraktas som enestetisk bevara enheter i klinisk praxis 11-16. Strax efter deras godkännande, var anestesi bevara enheter med sprutpump förångare anpassade för användning i djurstudier 8,17,18. Till skillnad från en traditionell förångare, är en direkt insprutningssystem som utnyttjar en sprutpump inte begränsad av en minimiflödeshastighet för att bibehålla noggrannhet. Av denna anledning är denna teknik idealisk för användning i gnagare anestesi och andra fall där låga flödeshastigheter är nödvändiga. Fördelarna och potentiella kostnadsbesparingar i samband med denna förångare design inspirerad utveckling av nya anestesisystem som utformats speciellt för gnagare 1,19,20. Detta nya system har också en inbyggd luftpump, så att användaren kan administrera anestesi utan att kräva en komprimerad gaskälla. Som en ytterligare fördel, är systemet i förväg kalibrerad för användning med både isofluran och sevofluran. Med introduktionen av denna förångare teknik i försöksdjursområdet, it är nu möjligt att söva små laboratoriedjur vid flödeshastigheter närmare rekommenderade nivåer utan behov av komprimerad gas.
Protocol
Alla studier genomfördes i enlighet med rättsliga och institutionella riktlinjer. Djur aspekter av denna studie utvärderades av Kent Scientific Corporation Animal Use Program, som godkänts av Purdue Animal Care och användning kommittén (PACUC), och utförs i enlighet med handledningen för vård och användning av försöksdjur 22.
Obs! Lågt flöde digitala anestesi som används i detta protokoll är utrustad med en inbyggd pulsoximeter.
1. Ställ in lågt flöde anestesisystem med integrerad pulsoximeter
- För isofluran Leverans
- Välj en bärargas källa. För att utnyttja den inre luftpump, skruva Inlet Port på baksidan, vilket gör att interna pumpen intag rumsluften.
- Anslut kolkanistern till utblåset.
- Anslut Y-adapter till framför lågt flöde, digital anestesisystemet. Använd de färgkodade klämmor för att ansluta de vita grenar till than noskon och blå grenar till induktionskammaren.
- Stäng klämmor vitt klipp och öppna blå klipp klämmor att styra luftflödet till kammaren.
- Välj 2 ml spruta.
- För fysiologisk övervakning, med hjälp av integrerade pulsoximeter
- Anslut pulsoximeter tass sensorn till porten på baksidan av lågt flöde anestesisystemet, märkt "AUX".
2. Konfigurera inställningar
- för anestesi
- Slå på anestesisystemet, och få tillgång till inställningsmenyn. Tryck på SET UP för att komma åt huvudmenyn> Anestesi> Inställningar i rött.
- Välj det anestetiska medlet. Tryck på SET UP för att markera typ Anest i rött. Använd uppåt- och nedåtpilarna för att välja isofluran.
- Ställa in sprutstorleken. Tryck på SET UP för att markera Syr storlek. Använd uppåt- och nedåtpilarna för att välja en 2 ml spruta.
- Ställ in tom plats. Tryck Set Upp till highlight Ställ Tom i rött. Säkra tom, helt nedtryckt glasspruta i sprutan Retention Block genom att placera sprutan så att sprutan Holding Clamp sitter på metallkrage av sprutan. Tryck på uppåt- eller nedåtpilarna för att flytta skjutblock så att Pusher Block gör lätt kontakt med toppen av sprutkolven. Tryck på select för att ställa tom position.
- Tryck på SET UP för att markera bort i rött. Ta bort sprutan och fylla sprutan med isofluran med hjälp av flasktopp adaptern.
- Anslut sprutan till anestesisystemet.
- Prime anestesislangen. Tryck på SET UP för att markera Prime Tube i rött. Tryck nedåt tills bedövningen färdas genom sprutan och in i den svarta kopplingen på förångaren blocket.
- Möjliggöra anestesi. Tryck på SET UP för att markera Aktivera i rött. Använd uppåt- och nedåtpilarna för att välja Ja. Tryck Run / Tillbaka för att återgå till huvudmenyn.
- Välj enir försörjning och minutvolym. Tryck på SET UP för att markera Air Supply i rött. Använd uppåt- och nedåtpilarna för att välja intern pump. Tryck på SET UP för att markera minuten Vol i rött. Ställ flödeshastigheten till 250 ml / min.
- För fysiologisk övervakning
- Ställ in minsta detekterade hjärtfrekvensen till Mouse (240). Tryck på SET UP för att komma åt huvudmenyn> MouseStat. Använd upp och ner pilarna för att ställa lägsta hjärtfrekvens.
3. Börja anestesi
- Inducera mus
- Tryck Run / Tillbaka två gånger för att gå in körläge och börja luftflöde.
- Placera musen i induktionskammare, stänga locket ordentligt. Justera anestetiskt medel Koncentration vredet till 3%.
- Övervaka tills musen har nått önskat plan av anestesi, bestäms av förlust av rätande reflex. Justera anestetiskt medel Koncentration efter behov.
- När djuret förlorar sin rätande reflex ennd är tillräckligt sövd, vrid koncentration ratten Anesthesia till 0%. Författarna har tidigare funnit att låta luftflödet att spola induktionskammare 30-60 sek är tillräcklig för att rensa kammaren utan vända den anestesidjups en.
- Snabbt öppna vita klämmorna för att rikta luften till ansiktsmasken och stäng den blå klämmorna som leder till induktion kammare.
- Öppna kammaren bort från forskare, ta bort musen, och omedelbart passa noskonen.
- Centrera djuret på en infraröd uppvärmning pad, inställd för att bibehålla kroppstemperaturen vid 37 ° C via en rektal sond på en återkopplingsslinga.
- När musen är stabil på noskonen, justera koncentrationen av isofluran till 1,5% eller som behövs för underhåll genom att vrida bedövningsmedel Koncentration ratten.
- Minska minutvolym för underhåll. Den minsta flöde för att stödja djuret är lika med 1,5-2,2 gånger djurets minutvolym (för en 30 g mus,ett minimum av 52 ml / min). Se tillverkarens instruktioner för en rekommenderad flöde inställning är specifik för noskonen stil och justera vid behov. Tryck på SET UP för att komma till huvudmenyn och sedan på Set Fram till minut Vol markeras i rött. Använd uppåt- och nedåtpilarna för att justera målet flöde. Tryck Run / Tillbaka för att återgå till huvudskärmen.
- Bekräfta djup anestesi som bestäms av en brist på tillbakadragande reflex under en inter nypa. Applicera oftalmologiska salva till ögonen för att förhindra torrhet under narkos.
4. Börja Fysiologisk Monitoring
- Placera sensorn över dyna av baktassen. Placera sensorn så att den röda lampan är under tassen och lyser tassen. Använd upp och ner pilarna på skärmen för att visa oxiwave. Djuret nu säkert bedövas med hjälp av ett lågt flöde, spruta driven, digital förångare.
5. Ta bort Animal
- Stäng avAnestesi.
- För att stoppa leveransen av narkosmedel, sväng bedövningsmedel Koncentration vredet till Min (eller 0%) och ta bort djuret från ansiktsmasken.
- Övervaka musen under anestesi återhämtning. När musen har blivit helt rörlig, returnera den till buren.
Representative Results
djur
3 vuxna C57 / BL6NTac honmöss (Taconic, ålder 6-7 veckor, vikt 15 +/- 1 g) sövdes och underhålls med 1,3-1,5% isofluran medan hjärtfrekvens, syremättnad, och andningsfrekvens övervakades. Alla möss var Murina patogenfria som bestämmas genom rutin leverantör testning före ankomst till anläggningen. Djuren var hålls i grupp i microisolation caging och gav fritt tillträde till standard gnagare chow och vatten flaska.
isofluran Usage
Den lågt flöde anestesisystemet mäter mängden anestetiskt medel som finns kvar i sprutan under användning. Volymen i sprutan, mätt som anestesisystemet, noterades som djuret överfördes till noskonen, och igen i slutet av underhållsperioden. Den slutliga volymen wsom subtraheras från den ursprungliga volymen för att kvantifiera mängden bedövningsmedel som förbrukas under underhållsperioden (Figur 1).
fysiologiska parametrar
Hjärtfrekvens, SpO 2, och andningsfrekvens övervakades vid underhåll via pulsoximetri (figurerna 2 - 4). Kroppstemperaturen hölls vid 37,5 ° C via en infraröd uppvärmning pad. Varje mus lyckades bibehålls vid låga flödeshastigheter av 100 ml / min av rumsluft under ett kirurgisk plan av anestesi under 60 min, bestämt genom en brist på tillbakadragande reflexen från en interdigital nypa. Musen inte vaken eller svara på inter nypor tillämpas intermittent under underhållsperioden. Djurens hjärtfrekvens (Figur 2), blodsyre (Figur 3), och andningsfrekvens (Figur 4) förblev relattivt stabil under hela studien. På grund av djur och sensorpositionering signalen andningsfrekvens från mus 1 och mus 3 var återkommande och mätningen avbröts. När djurets positionering justerades, förbättrades signalen och den uppmätta andningsfrekvens var jämförbar med andra på liknande tidpunkter. Den lågt flöde digitala anestesisystemet används ett genomsnitt av 0,63 ml isofluran under 60 min av underhållsperioden (Figur 1).
Figur 1:.. Isofluran Användning Mängden isofluran används i ml för tre olika möss över en timme av anestesi underhåll genom att använda den digitala lågt flöde anestesisystemet Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2:.. Puls Hjärtfrekvensen av tre möss i slag per minut (bpm) 5-60 min efter initial anestetika med den digitala lågt flöde anestesisystemet Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3:.. Syremättnad Blodsyremättnadsnivåer (%) av tre möss 5-60 min efter initial anestetika med den digitala lågt flöde anestesisystemet Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4:.. Andningsfrekvens Respirationshastigheten av tre möss i andetag per minut (bpm) 5-60 min efter initial anestetika med den digitala lågt flöde anestesisystemet Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Discussion
Den digitala lågt flöde anestesisystemet tillåter användaren att på ett effektivt sätt söva möss vid mycket låga flödeshastigheter utan användning av någon komprimerad gas. Detta skiljer sig mycket från vanliga passiva förångare, varav de flesta kräver en komprimerad gaskälla vid minimiflödeshastigheter av ca 500 ml / min. Standard förångare utnyttjar rattar som saknar precision mellan graderingar, och de måste kontrolleras årligen för att upprätthålla noggrannhet. En spruta driven narkosutrustningen kan ge en viss koncentration av narkosmedel i det inställda flödet att beräkna den exakta nödvändiga hastigheten på sprutpumpen. Rutin kalibreringar är onödiga, vilket resulterar i ytterligare kostnads- och tidsbesparingar.
Den rekommenderade minsta strömningshastighet för att upprätthålla ett djur på en icke-återandningskrets är 1,5-2,2 gånger djurets minutvolymen. Flödeshastighet av 100 ml / min användes i denna studie överskred detta minimum för att leverera tillräcklig anestetisk till djuren. Flödeshastigheten settings är kritiska för denna anestetikum utsändningsteknik, eftersom flödeshastigheten är direkt relaterad till den mängd isofluran som används för en viss tidsram. När de används vid låga flödeshastigheter, kan denna teknik i hög grad minska mängden isofluran krävs vid användning, medan djuret fortfarande är bedövades effektivt 1,19-21.
Nya utrustningskostnader mellan traditionella förångare och låga flöden digitala förångare är jämförbara. Dock har den digitala lågt flöde anestesisystemet förmåga att leverera antingen isofluran eller sevofluran. Detta eliminerar behovet av utsedda isofluran och sevofluran precision förångare, minska initiala utrustningskostnader för grupper med både anestesimedel. Nyligen publicerade jämförelser mellan Vaporizer teknik har föreslagit besparingar över tid när du använder ett lågt flöde digital förångare 1,19,20. Resultaten av dessa jämförelser kan användas för att approximera potentiella kostnadsbesparingar under loppet av ett år. Somkrävande typiska användningsinställningar som utförs i 2 tim steg, 5 dagar i veckan under 52 veckor, kommer en traditionell isofluran förångare konsumera 3,8 liter isofluran, eller tolv 250 ml flaskor. En låg-flöde digital förångare används vid samma frekvens skulle konsumera bara 0,32 L, eller två 250 ml flaskor. konsumtion kolkanistern reduceras också. Om man antar att varje kapsel innehåller 50 g rensas avgas, kommer en traditionell förångare fyller cirka 21 kol kapslar under loppet av ett år. I jämförelse kommer en låg-flödes digital förångare kräver sex eller färre. En traditionell förångare skulle kräva cirka fem stora gasflaskor per år, var och en med en kapacitet på 9500 L. Den interna luftpump, som finns i vissa modeller av digitala låga flöden förångare, eliminerar behovet av komprimerad gas. Om komprimerad gas skulle användas, skulle systemet använder endast en cylinder per år 1.
Tekniken kan modifieras baserat på behov. Lågt flöde digital vaporizers möjligt för användaren att justera anestesidjupet snabbt och exakt. Om narkosdjupet måste ökas eller minskas, kan användaren öka bedövningskoncentrationen i steg om 0,1% med ratten på toppen av systemet. Flödeshastigheten kan även justeras efter behov under hela förfarandet. Detta protokoll använder en 2 ml spruta, men större sprutstorlekar finns för längre procedurer. Den interna luftpump ger användarna möjlighet att söva djuren utan att kräva en komprimerad gaskälla. För förfaranden som kräver komprimerad gas eller extra syrgas, har användaren möjlighet att ansluta en gaskälla i systemet lågt flöde snarare än att använda omgivande luft. Användaren kan fortsätta att leverera den valda luftkällan under hela förfarandet, eller kan växla mellan den interna pumpen och en komprimerad gaskälla som behövs. Till exempel kan användaren ställa in systemet för att leverera rumsluften via den interna pumpen under induktion och underhåll, men leverera kompletterande oxigen under återhämtning.
Även om det finns många fördelar med att använda en lågt flöde digital förångare, det finns begränsningar också. Eftersom en spolventil inte ingår, manuellt spola kammaren med ren luft före öppnandet är det enda sättet för att rena induktionskammare. Detta system är utformat för att fungera vid låga flöden endast priser och inte leverera anestesi ovanför flödeshastigheter av 800 ml / min, där traditionella förångare kan användas med flödeshastigheter upp till 10 l / min. Just detta system är därför endast lämplig för små djurarter. Dessutom håller systemet mindre anestetiskt medel jämfört med en traditionell förångaren. Det kan finnas situationer där sprutan måste återfyllas under en procedur. Däremot kan förseningar under påfyllning reduceras genom att i förväg fylla en andra spruta i närheten för att ersätta den tomma sprutan. Sprutstorlekar upp till 10 ml finns tillgängliga för att minska behovet av att mitten-förfarande fylla sprutor. Slutligen, till skillnad en traditionell förångare, låg-flow digital förångare kräver elektricitet. Batterier är tillgängliga för användning i fall där elektrisk kraft inte är tillgänglig eller i händelse av ett strömavbrott.
Tidigare studier har visat att låga flöden digitala system förbrukar mindre isofluran, bärgas och kol kapslar jämfört med en traditionell anestesisystemet 1,19,20. Minskningen av rensas anestesigas kan också identifiera en minskning av avfalls narkosgas, men ytterligare insatser krävs på dessa områden. Infraröd gas spektroskopi kan användas för att övervaka avfalls isofluran produktion, och dosimeter märken kan användas för att kvantifiera isofluran exponering för laboratoriepersonal i framtida jämförelser.
Sammanfattningsvis kommer denna teknik för bedövningsmedel leverans vara till nytta för grupper som utför gnagare anestesi på grund av ökad säkerhet, effektivitet och precision jämfört med traditionella system.
Disclosures
Projektet stöddes med utrustning och finansiering av Kent Scientific Corporation, American Heart Association till CJ Goergen (SDG18220010), och Purdue University. Författarna Krista Bigiarelli och Irina Toore är anställda i Kent Scientific Corporation som tillverkar utrustning som används i den här artikeln. Open access publiceringen av denna artikel är sponsrad av Kent Scientific Corporation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic Equipment | |||
| SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SOMNO | Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter |
| MouseSTAT Pulse Oximeter & Heart Rate Monitor | Kent Scientific Corporation | SS-MSTAT-Module | Integrated into SomnoSuite |
| MouseSTAT Mouse Paw Sensor | Kent Scientific Corporation | MSTAT-MSE | |
| 2 ml Glass Syringe | Kent Scientific Corporation | SOMNO-2ML | |
| Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0705 | |
| Low Profile Facemask, x-small | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0304 | |
| Animal Warming | |||
| PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming | Kent Scientific Corporation | PS-RT | Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe |
| Anesthetic Agents and Medications |
|||
| Isoflurane (250 ml bottle) | Piramal Healthcare | ||
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo |
References
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).
- Chakravarti, S., Basu, S.
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335 (2011).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).
- Ward, C. S.
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M.
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G.
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Voightsverger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).
