Introduction
Der er mange præcision Fordampere til rådighed til veterinær brug, der opererer mellem strømningshastigheder på 0,5-10 l / min 2. Disse flowhastigheder er ikke ideel til gnavere, da området er høj i forhold til deres lille respiratoriske minutvolumen. Høje hastigheder anbefales ikke i veterinær praksis på grund af deres fremme af hypotermi og tørring af luftvejene 3,4. Endvidere har mange fælles veterinære vaporizer producentens manualer advarer om, at høje strømningshastigheder kan forårsage en stigning i forekomsten af modtrykket udsving. Det har også vist sig, at mange standard vandfordampningsapparater bliver unøjagtig nedenfor strømningshastigheder på 500 ml / min, og denne hastighed er betragtes som et minimum strømningshastighed på veterinærområdet 5-7.
Et dyr kan opretholdes på et T-stykke kredsløb eller modificeret bain kredsløb ved hjælp af et flow så lav som 1,5-2,2 gange dyrets minutvolumen 8-10. Disse strømningshastigheder betragtes sufficient for at forhindre genindånding af udløbne gasser og forhindre en stigning i blod kuldioxid koncentrationer 8. Brug af denne strømningshastighed henstilling, kunne en 30 g mus opretholdes ved en strømningshastighed så lav som 52 ml / min, næsten ti gange mindre end den accepterede 500 ml / min minimum af en traditionel vaporizer.
Mens en traditionel vaporizer afhænger gasstrøm og atmosfærisk tryk i passiv bedøvelsesmiddel fordampning, direkte indsprøjtning vaporizer måler den samlede gasstrøm frisk og injicerer dampen direkte ind i gasstrømmen 2. Nogle direkte indsprøjtning Fordampere udnytte en sprøjtepumpe at administrere bedøvelsesmiddel i gasstrømmen. Edb kontroller tillader disse systemer til automatisk at justere sprøjten pumpehastigheden at injicere mængde væske middel, der kræves for at nå den ønskede koncentration af bedøvelsesmiddel. Sprøjte drevet Fordampere er tilgængelige og godkendt til klinisk og pædiatrisk brug, og mange lignende konfigurationer betragtes som enæstetisk bevare enheder i klinisk praksis 11-16. Kort efter deres godkendelse, blev bedøvelsesmidler bevare enheder med sprøjte pumpe vandfordampningsapparater tilpasset til brug i dyreforsøg 8,17,18. I modsætning til en traditionel fordamper, er en direkte indsprøjtning system, der anvender en sprøjtepumpe ikke begrænset af en minimal strømningshastighed for at opretholde nøjagtighed. Af denne grund er denne teknologi er ideel til brug i gnaver anæstesi og andre tilfælde, hvor der er nødvendige lave strømningshastigheder. Fordelene og potentielle omkostningsbesparelser forbundet med denne vaporizer design inspireret udviklingen af nye anæstesi, der er konstrueret specielt til gnavere 1,19,20. Dette nye system indeholder også en indbygget luftpumpe, så brugeren kan administrere anæstesi uden at kræve en komprimeret gas kilde. Som en ekstra fordel, at systemet er præ-kalibreret til brug med både isofluran og sevofluran. Med indførelsen af denne vaporizer teknologi i laboratoriet dyr felt, it er nu muligt at bedøve små forsøgsdyr ved strømningshastigheder tættere på anbefalede niveauer uden behov for komprimeret gas.
Protocol
Alle undersøgelser blev afsluttet i overensstemmelse med lovgivningsmæssige og institutionelle retningslinier. Dyret aspekter af denne undersøgelse blev evalueret af Kent Scientific Corporation Animal Use Program, der er godkendt af Purdue Animal Care og brug Udvalg (PACUC), og udføres i overensstemmelse med vejledningen for pleje og anvendelse af forsøgsdyr 22.
Bemærk: Den lave-flow digital anæstesi, der anvendes i denne protokol er udstyret med en integreret pulsoximeter.
1. Opsætning af Low-flow Anæstesi System med integreret pulsoximeter
- For Isofluran Levering
- Vælg en bæregas kilde. For at udnytte den interne luftpumpe, skru Inlet Port på bagsiden, så den interne pumpe indtag rumluft.
- Slut trækul beholder til at udtømme port.
- Tilslut Y-adapter til forsiden af lavt flow, digital anæstesi-system. Brug de farvekodede clips til at forbinde de hvide grene til than næsekegle og blå grene til induktion kammeret.
- Luk hvid clips klemmer og åben blå klip klemmer til direkte luftstrøm til kammeret.
- Vælg 2 ml sprøjte.
- For Fysiologiske Overvågning, Brug af den integrerede pulsoximeter
- Tilslut pulsoximeteret pote sensor til porten på bagsiden af lav-flow anæstesi-system, mærket "AUX".
2. Konfigurer indstillinger
- For Anæstesi
- Tænd for anæstesi-systemet, og få adgang til Set Up menu. Tryk Set Up for at få adgang Hovedmenu> Anæstesi> Opsætning i rødt.
- Vælg bedøvelsesmidlet. Tryk på Set Up for at fremhæve Type Anest i rødt. Brug pil op og ned for at vælge Isofluran.
- Indstil sprøjten størrelse. Tryk Set Up for at fremhæve Syr Size. Brug pil op og ned for at vælge en 2 ml sprøjte.
- Indstil Empty holdning. Tryk Set Op til highlight Set Tøm i rødt. Sikker tom, helt i bund glassprøjte i sprøjten Retention Block ved at placere sprøjten, så at sprøjten Holding Clamp sidder på metallet krave af sprøjten. Tryk på Op eller Ned pilene til at flytte Pusher Block så Pusher Block gør let kontakt med toppen af sprøjten stemplet. Tryk vælger at sætte tomme position.
- Tryk Set Up for at markere Fjern i rødt. Fjern sprøjten og fyld sprøjten med isofluran hjælp flasketoppen adapter.
- Sæt sprøjten til anæstesi-systemet.
- Prime bedøvelsen levering slangen. Tryk Set Up for at fremhæve Prime Tube i rødt. Tryk ned, indtil bedøvelsesmiddel rejser gennem sprøjten og ind i sorte montering på fordamperen blokken.
- Aktiver anæstesi. Tryk Set Up for at markere Aktiver i rødt. Brug pil op og ned for at vælge Ja. Tryk Run / Back for at vende tilbage til hovedmenuen.
- Vælg enforsyning ir og minutvolumen. Tryk på Set Up for at fremhæve Air Supply i rødt. Brug pil op og ned for at vælge Intern pumpe. Tryk Set Up for at fremhæve Minute Vol i rødt. Indstil strømningshastighed til 250 ml / min.
- For Fysiologisk Overvågning
- Indstil den detekterede minimum puls til mus (240). Tryk Set Up for at få adgang Hovedmenu> MouseStat. Brug op og ned pilene til at indstille minimum puls.
3. Begynd Anæstesi Delivery
- Inducere Mouse
- Tryk Run / Tilbage to gange for at komme run mode og begynde luftstrømmen.
- Placer musen på induktion kammer, lukker låget stramt. Juster bedøvelsesmidlet Koncentration knop til 3%.
- Overvåg indtil musen har nået den ønskede plan af anæstesi, bestemt ved tab af stabilitetsrefleks. Juster bedøvelsesmidlet Koncentration efter behov.
- Når dyret mister sin opretningsrefleksen and er tilstrækkeligt bedøvet, drejes Anæstesi koncentrationen drejeknappen til 0%. Forfatterne har tidligere fundet, at tillade luftstrømmen at skylle induktion kammeret 30-60 sek er tilstrækkelig til at rense kammeret uden at vende anæstetisk dybde 1.
- Hurtigt åbne hvide klemmer til at lede luft til ansigtsmaske, og luk de blå klemmer, der fører til induktion kammer.
- Åbn kammeret væk fra forsker, fjern mus, og umiddelbart passer næsekeglen.
- Centrere dyret på en infrarød opvarmning pad, indstillet til at holde legemstemperaturen ved 37 ° C via en rektal sonde på en tilbagekoblingssløjfe.
- Når musen er stabil på næse kegle, justere koncentrationen af isofluran til 1,5% eller efter behov for vedligeholdelse ved at dreje bedøvelsesmidlet Koncentration knop.
- Reducer minutvolumen for vedligeholdelse. Den mindste strømningshastighed for at støtte dyret er lig med 1,5-2,2 gange dyrets minutvolumen (for en 30 g mus,mindst 52 ml / min). Se producentens anvisninger for en anbefalet indstilling af strømningshastigheden specifikke for næsekeglen stil og justere efter behov. Tryk Set Up for at få adgang til hovedmenuen, og tryk derefter på Set Indtil Minut Vol er markeret med rødt. Brug pil op og ned for at justere mål flow. Tryk Run / Back for at vende tilbage til hovedskærmen.
- Bekræft anæstesidybden som bestemt ved manglende tilbagetrækning refleks under en interdigital knivspids. Anvend oftalmologiske salve til øjnene for at undgå tørhed under anæstesi.
4. Begynd Fysiologisk Overvågning
- Placer sensoren som pude af bagpote. Placer sensoren, så det røde lys er under poten og lyser pote. Brug op og ned pilene på skærmen for at vise oxiwave. Dyret er nu sikkert bedøvet under anvendelse af en lav strømning, sprøjte-drevet, digitalt vaporizer.
5. Fjern Animal
- Turn Off theAnæstesi Delivery.
- For at stoppe leveringen af bedøvelsesmiddel, drej bedøvelsesmidlet Koncentration knappen til Min (eller 0%) og fjern dyr fra ansigtsmasken.
- Overvåg musen under anæstesi opsving. Når musen er blevet fuldt ambulant, returnere den til buret.
Representative Results
Dyr
3 voksen C57 / BL6NTac hunmus (Taconic, alder 6-7 uger, vægt 15 +/- 1 g) blev bedøvet og opretholdt med 1,3-1,5% isofluran mens puls, iltmætning og respirationshastighed blev overvåget. Alle mus var Murine Patogen Fri bestemt ved rutinemæssig leverandør test, før ankomst til faciliteten. Dyrene var gruppe-huse i microisolation anbringelse i bur og leveres gratis adgang til standard gnaverfoder og vand ved flaske.
isofluran Usage
Lav-flow anæstesi systemet måler mængden af bedøvelsesmiddel er tilbage i sprøjten under anvendelse. Volumenet i sprøjten, som målt ved anæstesi systemet, blev noteret som dyret er blevet overført til næsekeglen, og igen i slutningen af reservekravsperioden. Det endelige volumen wsom trækkes fra det oprindelige volumen for at kvantificere mængden af bedøvelsesmiddel forbruges under reservekravsperioden (figur 1).
fysiologiske parametre
Puls, SpO 2 og respiration sats blev overvåget under vedligeholdelse via pulsoximetri (figur 2 - 4). Kropstemperaturen blev opretholdt ved 37,5 ° C via en infrarød opvarmning pad. Hver mus blev succesfuldt opretholdt ved lave strømningshastigheder på 100 ml / min af plads luft under en kirurgisk plan anæstesi i 60 min, som bestemt ved en manglende tilbagetrækning refleks fra en interdigital knivspids. Musen ikke vågen eller reagere på interdigitale trykker anvendt mellemrum i løbet af reservekravsperioden. Dyrenes hjerte satser (figur 2), blod ilt (figur 3), og respirationsfrekvens (figur 4) forblev vedrølukkende stabil gennem hele undersøgelsen. På grund af dyre- og sensor positionering, det respiratoriske ratesignal fra mus 1 og mus 3 var intermitterende og målingen blev afbrudt. Når dyret positionering blev justeret, signalet forbedret og den målte respirationsfrekvens var sammenlignelig med andre på lignende tidspunkter. Lav-flow digital anæstesi anvendte gennemsnit 0,63 ml isofluran i 60 min for vedligeholdelse periode (figur 1).
Figur 1:.. Isofluran Anvendelse Mængden af isofluran anvendes i ml for tre forskellige mus i løbet af 1 time af anæstesi vedligeholdelse ved hjælp af den digitale lavt flow anæstesi-system Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2:.. Hjertefrekvens Hjertet på tre mus i slag pr min (bpm) 5-60 min efter første bedøvelse induktion med det digitale lavt flow anæstesi-system Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3:.. Oxygen Saturation blod iltmætning niveauer (%) af tre mus 5-60 min efter første bedøvelse induktion med det digitale lavt flow anæstesi-system Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 4:.. Respirationsfrekvens Respirationshastigheden af tre mus i indåndinger pr minut (bpm) 5-60 min efter første bedøvelse induktion med det digitale lavt flow anæstesi-system Klik her for at se en større version af dette tal.
Discussion
Den digitale low-flow anæstesi system kan brugeren effektivt bedøver mus ved meget lave strømningshastigheder uden anvendelse af noget komprimeret gas. Dette adskiller sig meget fra standard passive vandfordampningsapparater, hvoraf de fleste kræver en komprimeret gas kilde på minimum flow på omkring 500 ml / min. Standard vandfordampningsapparater udnytte ringer, der mangler præcision mellem gradueringer, og de skal serviceres årligt for at opretholde nøjagtighed. En sprøjte drevet bedøvelse systemet kan give en specifik koncentration af bedøvelsesmiddel ved den indstillede strømningshastighed at beregne den nøjagtige nødvendige hastighed sprøjtepumpen. Rutinemæssige kalibreringer er unødvendige, hvilket resulterer i yderligere omkostnings- og tidsbesparelser.
Den anbefalede minimum flow for at opretholde et dyr på et ikke-genindånding kredsløb er 1,5-2,2 gange dyrets minutvolumen. Strømningshastigheden af 100 ml / min anvendt i denne undersøgelse oversteg dette minimum at levere tilstrækkelig bedøvelsesmiddel til dyrene. Strømningshastigheden settings er kritiske for denne bedøvelsesmiddel teknologis som strømningshastigheden er direkte relateret til mængden af isofluran anvendt til en given tidsramme. Anvendt under lave strømningshastigheder, kan denne teknik i høj grad reducere mængden af isofluran kræves under brug, mens dyret stadig er bedøvet effektivt 1,19-21.
Nye udgifter til udstyr mellem traditionelle vandfordampningsapparater og lav-flow digitale vandfordampningsapparater er sammenlignelige. Men den digitale low flow anæstesi system har evnen til at levere enten isofluran eller sevofluran. Dette eliminerer behovet for udpegede isofluran og sevofluran præcision Fordampere, reducere startomkostninger udstyr til grupper med både anæstesimidler. Nyligt offentliggjorte sammenligninger mellem vaporizer teknologier har foreslået besparelser over tid ved brug af en lav-flow digital vaporizer 1,19,20. Resultaterne af disse sammenligninger kunne anvendes til at tilnærme potentielle omkostningsbesparelser i løbet af et år. Somtærende typiske brugerindstillinger udført i 2 timer intervaller, 5 dage om ugen i 52 uger, vil en traditionel isofluran fordamper forbruge 3,8 l isofluran eller tolv 250 ml flasker. En lav-flow digital vaporizer anvendes på samme frekvens ville forbruge blot 0,32 L, eller to 250 ml flasker. Trækul canister forbruget reduceres også. Antages det, at hver beholder besidder 50 g scavenged røggassen, vil en traditionel vaporizer fylde ca. 21 trækul dunke i løbet af et år. Til sammenligning vil en lav-flow digital vaporizer kræver 6 eller færre. En traditionel vaporizer ville kræve ca. 5 store gasflasker om året, hver med en kapacitet på 9500 L. Den interne luftpumpe, visse modeller af digitale lav-flow fordampere, eliminerer behovet for komprimeret gas. Hvis komprimeret gas skulle anvendes, ville systemet kun bruge en cylinder om året en.
Teknikken kan modificeres behovsorienteret. Low-flow digital vaporizter tillader brugeren at justere anæstetisk dybde hurtigt og præcist. Hvis anæstetisk dybde skal forøges eller formindskes, kan brugeren forøge den bedøvende koncentration i 0,1% trin med drejeknappen på toppen af systemet. Strømningshastigheden kan også justeres efter behov under hele proceduren. Denne protokol anvender en 2 ml sprøjte, selvom større sprøjte størrelser er tilgængelige for længere procedurer. Den interne luftpumpe giver brugerne mulighed for at bedøve dyr uden at kræve en komprimeret gas kilde. For procedurer, der kræver komprimeret gas eller supplerende ilt, har brugeren mulighed for at tilslutte en gaskilde til lav-flow-system frem for at bruge omgivende luft. Brugeren kan fortsætte med at levere luft kilde valgt hele proceduren, eller kan skifte mellem den interne pumpe og en komprimeret gas kilde efter behov. For eksempel kan brugeren indstille systemet til at levere rumluft via den interne pumpe under induktion og vedligeholdelse, men levere supplerende oxygen under restitution.
Selvom der er mange fordele ved at bruge en lav-flow digital vaporizer, der er begrænsninger samt. Fordi en skylleventil ikke er inkluderet, manuelt skylle kammeret med ren luft før åbning er den eneste måde at rense induktion kammeret. Dette system er designet til at fungere ved lave flow kun satser og leverer ikke anæstesi over strømningshastigheder på 800 ml / min, hvor traditionelle vandfordampningsapparater kan bruges med flowhastigheder på op til 10 l / min. Dette særlige system er derfor kun egnet til små dyrearter. Derudover systemet besidder mindre bedøvelsesmiddel agent i forhold til en traditionel fordamper. Der kan være situationer, hvor sprøjten skal genopfyldte under en procedure. Dog kan forsinkelser under opfyldning reduceres ved præ-fylde en anden sprøjte i nærheden for at erstatte den tomme sprøjte. Sprøjtestørrelser op til 10 ml er tilgængelige til at mindske behovet for at genopfylde sprøjter mid-procedure. I modsætning til en traditionel vaporizer, lav-flow digital vaporizer kræver elektricitet. Batterier er tilgængelige til brug i tilfælde, hvor elektrisk energi er utilgængelig eller i tilfælde af en strømafbrydelse.
Tidligere undersøgelser har vist, at lav-flow digitale systemer forbruge mindre isofluran, bæregas, og kul dåser sammenlignet med et traditionelt anæstesisystem 1,19,20. Reduktionen i scavenged bedøvende gas også kunne identificere en reduktion i affald bedøvende gas, selvom der er behov for en yderligere indsats på disse områder. Infrarød gas spektroskopi kan anvendes til at overvåge affald isofluran produktion, og dosimeter badges kan anvendes til at kvantificere isofluran eksponering for laboratoriepersonalet i fremtidige sammenligninger.
Sammenfattende vil denne teknik for bedøvelsesmiddel levering være til gavn for grupper, der udfører gnaver anæstesi på grund af forbedret sikkerhed, effektivitet og præcision i forhold til traditionelle systemer.
Disclosures
Dette projekt blev støttet med udstyr og finansiering af Kent Scientific Corporation, American Heart Association til CJ Goergen (SDG18220010), og Purdue University. Forfatterne Krista Bigiarelli og Irina Toore er medarbejdere i Kent Scientific Corporation, der producerer udstyr, der anvendes i denne artikel. Åben adgang offentliggørelsen af denne artikel er sponsoreret af Kent Scientific Corporation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic Equipment | |||
| SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SOMNO | Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter |
| MouseSTAT Pulse Oximeter & Heart Rate Monitor | Kent Scientific Corporation | SS-MSTAT-Module | Integrated into SomnoSuite |
| MouseSTAT Mouse Paw Sensor | Kent Scientific Corporation | MSTAT-MSE | |
| 2 ml Glass Syringe | Kent Scientific Corporation | SOMNO-2ML | |
| Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0705 | |
| Low Profile Facemask, x-small | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0304 | |
| Animal Warming | |||
| PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming | Kent Scientific Corporation | PS-RT | Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe |
| Anesthetic Agents and Medications |
|||
| Isoflurane (250 ml bottle) | Piramal Healthcare | ||
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo |
References
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).
- Chakravarti, S., Basu, S. Modern Anaesthesia Vapourisers. Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335 (2011).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M. Dose-regulated automated anesthesia (Abstract). Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. Uptake of desflurane during anaesthesia. Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Voightsverger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).
