Introduction
Ci sono molti vaporizzatori precisione disponibili per uso veterinario che operano tra portate di 0,5-10 L / min 2. Questi flussi non sono l'ideale per i roditori, come la gamma è elevato rispetto al loro piccolo volume respiratorio minuto. Alti tassi di flusso non sono raccomandati nella pratica veterinaria per la loro promozione di ipotermia e asciugatura del 3,4 vie respiratorie. Inoltre, molti manuali quelle vaporizzatore veterinari comuni avvertono che portate elevate possono causare un aumento della frequenza delle fluttuazioni di contropressione. È stato anche dimostrato che molti vaporizzatori standard diventano una imprecisa sotto portate di 500 ml / min, e questo tasso viene considerato come una portata minima nel settore veterinario 5-7.
Un animale può essere mantenuto su un circuito a T o modificato circuito bain utilizzando una portata partire da volume minuto 1,5-2,2 volte dell'animale 8-10. Questi tassi di flusso sono considerati sufficient per evitare rirespirazione di gas scaduti e prevenire un aumento di carbonio nel sangue concentrazioni di biossido di 8. Usando questa raccomandazione portata, a 30 g del mouse potrebbe essere mantenuto ad una velocità di flusso a partire da 52 ml / min, quasi dieci volte meno del accettata 500 ml / min minimo di un vaporizzatore tradizionale.
Mentre un vaporizzatore tradizionale dipende dal flusso di gas e pressione atmosferica per vaporizzazione anestetico passiva, un vaporizzatore iniezione diretta misura il flusso totale di gas fresco e inietta il vapore direttamente nel flusso di gas 2. Alcuni vaporizzatori iniezione diretta utilizzano una pompa a siringa per somministrare anestetico nel flusso di gas. controlli computerizzati consentono questi sistemi per regolare automaticamente la velocità della pompa siringa per iniettare il volume di agente liquido necessaria per raggiungere la concentrazione desiderata di anestetico. Siringa guidato vaporizzatori sono disponibili e approvati per uso clinico e pediatrico, e molte configurazioni simili sono considerati unestetica conservando dispositivi nella pratica clinica 11-16. Poco dopo la loro approvazione, i dispositivi che Conserva anestetici con vaporizzatori pompa a siringa sono stati adattati per l'utilizzo in studi sugli animali 8,17,18. A differenza di un vaporizzatore tradizionale, un sistema di iniezione diretta utilizzando una pompa a siringa non è limitato da una portata minima al fine di mantenere la precisione. Per questo motivo, questa tecnologia è ideale per l'uso in roditori anestesia e altri casi in cui basse portate sono necessari. I benefici ei potenziali risparmi sui costi associati a questo disegno vaporizzatore ispirato lo sviluppo di nuovi sistemi di anestesia progettati specificamente per i roditori 1,19,20. Questo nuovo sistema incorpora anche un built-in pompa di aria, permettendo all'utente di amministrare anestesia senza richiedere una sorgente di gas compresso. Come ulteriore vantaggio, il sistema è pre-tarata per uso sia con isoflurano e sevoflurano. Con l'introduzione di questa tecnologia vaporizzatore nel campo animali da laboratorio, it è ora possibile per anestetizzare piccoli animali di laboratorio a portate più vicini ai livelli raccomandati senza bisogno di gas compresso.
Protocol
Tutti gli studi sono stati eseguiti in conformità con le linee guida regolamentari e istituzionali. Gli aspetti animali di questo studio sono stati valutati dal Kent Scientific Corporation animali Use Program, approvato dalla cura e l'uso Comitato Purdue animali (PACUC), ed eseguito in conformità con la guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio 22.
Nota: Il sistema di anestesia digitale a basso flusso utilizzato in questo protocollo è dotato di un pulsossimetro integrato.
1. Impostare il sistema di anestesia a basso flusso con integrato Pulsossimetro
- Per consegna Isoflurane
- Selezionare una sorgente gas di trasporto. Per utilizzare la pompa dell'aria interna, svitare ingresso Port sul retro, permettendo la pompa interna per aria ambiente di aspirazione.
- Collegare carbone contenitore di esaurire la porta.
- Collegare l'adattatore Y a fronte del basso flusso, il sistema di anestesia digitale. Utilizzare i fermagli colorati per collegare i rami bianchi a tegli cono e rami blu alla camera di induzione.
- Chiudere i morsetti di clip bianco e Open Clip blu morsetti per dirigere il flusso d'aria alla camera.
- Selezionate 2 ml siringa.
- Per il monitoraggio fisiologico, Usare il pulsossimetro integrato
- Collegare il sensore zampa pulsossimetro alla porta sul retro del sistema di anestesia a basso flusso, etichettato come "AUX".
2. Configurare le Impostazioni
- per l'anestesia
- Accendere il sistema di anestesia, e accedere al menu di impostazione. Premere SET UP per accedere al menu principale> Anestesia> Impostazione in rosso.
- Scegliere l'agente anestetico. Premere SET UP per evidenziare Tipo Anest in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare isoflurano.
- Impostare le dimensioni della siringa. Premere SET UP per evidenziare Syr dimensioni. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare una siringa da 2 ml.
- Impostare la posizione vuota. Premere SET UP per highlight insieme vuoto in rosso. Fissare vuoto, siringa di vetro completamente premuto nella siringa conservazione Block posizionando la siringa in modo che la siringa holding pinza è seduto sul collare metallico della siringa. Premere le frecce su e giù per spostare il blocco Pusher in modo che il blocco Pusher rende leggero contatto con la parte superiore del pistone della siringa. Premere select per impostare posizione vuota.
- Premere SET UP per evidenziare Elimina in rosso. Rimuovere la siringa e riempire la siringa con isoflurano utilizzando l'adattatore bottiglia superiore.
- Collegare la siringa al sistema di anestesia.
- Primo il tubo di erogazione anestetico. Premere SET UP per evidenziare tubo Prime in rosso. Premere fino a anestetico viaggia attraverso la siringa e nel raccordo nero sul blocco vaporizzatore.
- Attiva l'anestesia. Premere SET UP per evidenziare Attiva in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare Sì. Premere RUN / Indietro per tornare al menu principale.
- Selezionare l'unafornitura ir e il volume minuto. Premere SET UP per evidenziare Air Supply in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per selezionare pompa interna. Premere SET UP per evidenziare Minute Vol in rosso. portata impostata a 250 ml / min.
- Per il monitoraggio fisiologico
- Impostare la velocità minima rilevata cuore Mouse (240). Premere SET UP per accedere al menu principale> MouseStat. Usare frecce su e giù per impostare la frequenza cardiaca minima.
3. Inizia per anestesia
- Indurre il mouse
- Premere RUN / Indietro due volte per entrare in modalità di esecuzione e iniziare il flusso d'aria.
- Posizionare il mouse nella camera di induzione, chiudendo il coperchio a tenuta. Regolare la manopola di concentramento di anestetico agente al 3%.
- Monitorare fino a quando il mouse ha raggiunto il piano desiderato di anestesia, determinata dalla perdita del riflesso di raddrizzamento. Regolare la concentrazione anestetico agente, se necessario.
- Una volta che l'animale perde il suo riflesso di raddrizzamento aND è sufficientemente anestetizzati, ruotare la manopola di concentrazione anestesia a 0%. Gli autori hanno trovato in precedenza che consente il flusso d'aria per svuotare la camera di induzione 30-60 sec è sufficiente per eliminare la camera senza invertire la profondità dell'anestesia 1.
- Aprire rapidamente le fascette bianche per dirigere l'aria alla maschera facciale, e chiudere le pinze blu che portano alla camera di induzione.
- Aprire la camera da ricercatore, togliere il mouse, e montare subito il cono di naso.
- Centra l'animale su un tampone di riscaldamento a raggi infrarossi, regolato per mantenere la temperatura corporea a 37 ° C tramite una sonda rettale su un anello di retroazione.
- Quando il mouse è stabile sul cono, regolare la concentrazione di isoflurano al 1,5% o come necessario per la manutenzione ruotando la manopola Concentrazione anestetico Agent.
- Ridurre il volume minuto per la manutenzione. La portata minima di sostenere l'animale è pari a 1,5-2,2 volte il volume minuto dell'animale (di 30 g mouse,un minimo di 52 ml / min). Fare riferimento alle istruzioni del produttore per una portata ottimale impostazione specifica per lo stile cono e regolare come necessario. Premere SET UP per accedere al menu principale, e quindi premere SET Fino Vol minuto è evidenziata in rosso. Utilizzare le frecce su e giù per regolare il flusso di destinazione. Premere RUN / Indietro per tornare alla schermata principale.
- Confermare la profondità dell'anestesia, come determinato dalla mancanza di recesso riflesso nel corso di un pizzico interdigitale. Applicare una pomata oftalmica per gli occhi per prevenire la secchezza durante l'anestesia.
4. Iniziare monitoraggio fisiologico
- Posizionare il sensore sopra pad di zampa posteriore. Posizionare il sensore in modo che la luce rossa è sotto la zampa e illumina la zampa. Utilizzare le frecce su e giù sullo schermo per visualizzare la oxiwave. L'animale è ora in modo sicuro anestetizzato con un basso flusso, siringa-driven, vaporizzatore digitale.
5. Rimuovere l'animale
- Spegni ilPer anestesia.
- Per interrompere l'erogazione di anestetico, girare anestetico agente Concentrazione manopola Min (o 0%) e togliere animali da maschera facciale.
- Monitorare il mouse durante il recupero l'anestesia. Una volta che il mouse è diventato completamente ambulatoriale, restituirlo alla gabbia.
Representative Results
Animali
3 adulti C57 / BL6NTac topi femmina (Taconic, età 6-7 settimane; peso 15 +/- 1 g) sono stati anestetizzati e mantenuti con 1,3-1,5% isoflurano mentre la frequenza cardiaca, saturazione di ossigeno, e la frequenza respiratoria sono stati monitorati. Tutti i topi sono stati murino patogeni libero come determinato dal test di fornitore di routine prima dell'arrivo alla struttura. Gli animali sono stati alloggiati in gruppo in microisolation ingabbiamento e ha fornito libero accesso a Chow roditori standard ed acqua da bottiglia.
Uso isoflurane
Il sistema di anestesia a basso flusso misura la quantità di agente anestetico rimanga nella siringa durante l'uso. Il volume nella siringa, come misurato dal sistema di anestesia, è stato notato come l'animale è stato trasferito al cono, e di nuovo alla fine del periodo di mantenimento. Il volume finale wcome sottratto dal volume iniziale di quantificare la quantità di anestetico consumata durante il periodo di mantenimento (Figura 1).
parametri fisiologici
La frequenza cardiaca, SpO2, frequenza respiratoria e sono stati monitorati durante la manutenzione tramite pulsossimetria (figure 2 - 4). La temperatura corporea è stata mantenuta a 37,5 ° C tramite un tampone di riscaldamento a infrarossi. Ogni mouse è stato mantenuto correttamente a basse portate di 100 ml / min di aria ambiente sotto un piano chirurgica di anestesia per 60 minuti, come determinato da una mancanza di recesso riflessa da un pinch interdigitale. Il mouse non ha sveglio o risponde a pizzichi interdigitali applicate in modo intermittente durante il periodo di mantenimento. Frequenze cardiache degli animali (Figura 2), di ossigeno nel sangue (figura 3), e la frequenza respiratoria (Figura 4) sono rimasti relatvamente stabile nel corso dello studio. Grazie al posizionamento degli animali e il sensore, il segnale di frequenza respiratoria da mouse 1 e mouse 3 era intermittente e la misurazione è stata interrotta. Quando il posizionamento dell'animale è stato rettificato, il segnale migliorata e la frequenza respiratoria misurata era paragonabile ad altri in momenti simili. Il sistema per anestesia digitale a basso flusso utilizzata una media di 0,63 ml di isoflurano durante il 60 min di periodo di mantenimento (Figura 1).
Figura 1:.. Uso Isoflurano La quantità di isoflurano usato in ml per tre diversi topi più di 1 ora di anestesia di mantenimento utilizzando il sistema di anestesia a basso flusso digitale Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2:.. Frequenza cardiaca La frequenza cardiaca di tre topi in battiti al minuto (bpm) 5-60 minuti dopo l'induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3:.. Saturazione di ossigeno I livelli di saturazione di ossigeno nel sangue (%) di tre topi 5-60 minuti dopo l'induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 4:.. Frequenza respiratoria Il tasso di respirazione di tre topi in respiri al minuto (bpm) 5-60 minuti dopo l'induzione anestetica iniziale con il sistema di anestesia a basso flusso digitale prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Discussion
Il sistema di anestesia a basso flusso digitale permette all'utente di anestetizzare efficacemente topi a portate molto basse senza l'uso di qualsiasi gas compresso. Ciò differisce notevolmente da vaporizzatori passivi standard, la maggior parte delle quali richiedono una sorgente di gas compresso a portate minime di circa 500 ml / min. vaporizzatori standard utilizzano quadranti che mancano di precisione tra le gradazioni, e devono essere sottoposti a manutenzione ogni anno per mantenere la precisione. Un sistema anestetico siringa guidato può fornire una specifica concentrazione di anestetico alla portata impostata per calcolare l'esatta velocità necessaria della pompa a siringa. calibrazioni di routine sono inutili, con conseguente ulteriore risparmio di costi e di tempo.
La portata minima consigliata per mantenere un animale su un circuito non-rirespirazione è 1,5-2,2 volte il volume minuto dell'animale. La portata di 100 ml / min utilizzato in questo studio superato questo minimo per fornire anestesia sufficiente per gli animali. Il settin portatags sono fondamentali per questa tecnica consegna anestetico, come la portata è direttamente correlato alla quantità di isoflurano utilizzato per un determinato periodo di tempo. Se utilizzato alle basse portate, questa tecnica può ridurre notevolmente la quantità di isoflurano richiesto durante l'uso, mentre l'animale è anestetizzato ancora efficace 1,19-21.
Nuovi costi delle attrezzature tra vaporizzatori tradizionali e vaporizzatori digitali a basso flusso sono paragonabili. Tuttavia, il sistema di anestesia a basso flusso digitale ha la capacità di fornire sia isoflurano o sevoflurano. Questo elimina la necessità di isoflurano designato e vaporizzatori precisione sevoflurano, riducendo i costi di apparecchiature iniziali per i gruppi che utilizzano entrambi gli agenti anestetici. Confronti pubblicati di recente tra le tecnologie vaporizzatore hanno suggerito risparmi sui costi nel tempo quando si utilizza un basso flusso vaporizzatore digitale 1,19,20. I risultati di questi confronti possono essere usati per approssimare potenziali risparmi nel corso di un anno. Comesuming impostazioni tipiche di utilizzo eseguite in incrementi di 2 hr, 5 giorni a settimana per 52 settimane, un tradizionale vaporizzatore isoflurano consumerà 3,8 L di isoflurano, o dodici bottiglie da 250 ml. Un vaporizzatore digitale basso flusso utilizzato alla stessa frequenza consumerebbe solo 0,32 L, o due 250 ml. il consumo di carbone di legna contenitore è anche ridotto. Assumendo che ogni contenitore contiene 50 g di gas di scarico scavenging, un vaporizzatore tradizionale riempirà circa 21 taniche carbone nel corso di un anno. In confronto, un vaporizzatore digitale a basso flusso richiederà 6 o meno. Un vaporizzatore tradizionale richiederebbe circa 5 bombole di gas di grandi dimensioni ogni anno, ciascuna con una capacità di 9.500 L. La pompa dell'aria interna, disponibile in alcuni modelli di vaporizzatori a basso flusso digitali, elimina la necessità di gas compresso. Se gas compresso dovesse essere utilizzato, il sistema sarebbe utilizzare solo 1 cilindro all'anno 1.
La tecnica può essere modificata in base alle necessità. Low-flow vaporiz digitaleERS permettono all'utente di regolare la profondità dell'anestesia modo rapido e preciso. Se la profondità dell'anestesia deve essere aumentato o diminuito, l'utente può aumentare la concentrazione di anestetico in incrementi di 0,1% utilizzando la ghiera sulla parte superiore del sistema. La portata può essere regolata secondo necessità durante tutta la procedura. Questo protocollo utilizza una siringa 2 ml, anche se le dimensioni siringa grandi sono disponibili per procedure più lunghe. La pompa dell'aria interna offre agli utenti la possibilità di anestetizzare gli animali senza la necessità di una fonte di gas compresso. Per le procedure richiedono gas compressi o ossigeno supplementare, l'utente ha la possibilità di collegare una sorgente di gas al sistema basso flusso piuttosto che utilizzare l'aria circostante. L'utente può continuare a fornire il sorgente di aria selezionata durante tutta la procedura, oppure può passare dalla pompa interna e una fonte di gas compresso a seconda delle necessità. Ad esempio, l'utente può impostare il sistema per fornire aria ambiente attraverso la pompa interna durante l'induzione e manutenzione, ma fornire oxy supplementaregen durante il recupero.
Anche se ci sono molti vantaggi di utilizzare un vaporizzatore digitale a basso flusso, ci sono delle limitazioni pure. Poiché una valvola di scarico non è incluso, rossore manualmente la camera di aria pulita prima apertura è l'unico modo per eliminare camera di induzione. Questo sistema è progettato per funzionare a solo basse portate e non eroga anestesia sopra portate di 800 ml / min, dove vaporizzatori tradizionali possono essere utilizzati con portate fino a 10 L / min. Questo particolare sistema è quindi adatto solo per specie animali piccoli. Inoltre, il sistema contiene meno agente anestetico rispetto ad un vaporizzatore tradizionale. Ci possono essere situazioni in cui la siringa deve essere riempito durante una procedura. Tuttavia, ritardi durante il riempimento può essere ridotto di pre-riempimento di una seconda siringa vicino per sostituire la siringa vuota. dimensioni siringa a 10 ml sono disponibili per ridurre la necessità di riempire siringhe metà procedura. Infine, a differenza di un vaporizzatore tradizionale, il basso flOW vaporizzatore digitale richiede energia elettrica. Le batterie sono disponibili per l'uso nei casi dove l'energia elettrica non è disponibile o in caso di interruzione di corrente.
Precedenti studi hanno dimostrato che i sistemi digitali a basso flusso consumano meno isoflurano, gas di trasporto e contenitori di carbone rispetto ad un sistema tradizionale di anestesia 1,19,20. La riduzione dei gas anestetico scavenging potrebbe anche individuare una riduzione dei gas anestetico rifiuti, anche se sono necessari ulteriori sforzi in questi settori. La spettroscopia infrarossa del gas può essere utilizzato per monitorare la produzione di rifiuti isoflurano, e badge dosimetro può essere utilizzato per quantificare l'esposizione isoflurano al personale di laboratorio in confronti futuri.
In sintesi, questa tecnica per la consegna anestetico sarà vantaggioso per i gruppi che svolgono roditore anestesia a causa di una maggiore sicurezza, l'efficacia e precisione rispetto ai sistemi tradizionali.
Disclosures
Questo progetto è stato sostenuto con attrezzature e il finanziamento di Kent Scientific Corporation, l'American Heart Association a CJ Goergen (SDG18220010), e Purdue University. Gli autori Krista Bigiarelli e Irina Toore sono dipendenti di Kent Scientific Corporation, che produce attrezzature utilizzate in questo articolo. la pubblicazione ad accesso aperto di questo articolo è sponsorizzato da Kent Scientific Corporation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic Equipment | |||
| SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System | Kent Scientific Corporation | SOMNO | Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter |
| MouseSTAT Pulse Oximeter & Heart Rate Monitor | Kent Scientific Corporation | SS-MSTAT-Module | Integrated into SomnoSuite |
| MouseSTAT Mouse Paw Sensor | Kent Scientific Corporation | MSTAT-MSE | |
| 2 ml Glass Syringe | Kent Scientific Corporation | SOMNO-2ML | |
| Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0705 | |
| Low Profile Facemask, x-small | Kent Scientific Corporation | SOMNO-0304 | |
| Animal Warming | |||
| PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming | Kent Scientific Corporation | PS-RT | Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe |
| Anesthetic Agents and Medications |
|||
| Isoflurane (250 ml bottle) | Piramal Healthcare | ||
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo |
References
- Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers. JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).
- Chakravarti, S., Basu, S. Modern Anaesthesia Vapourisers. Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).
- Carroll, G. Small Animal Anesthesia and Analgesia. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).
- Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).
- Ambrisko, T. D., Klide, A. M. Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates. Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).
- McKelvey, D. H. Veterinary Anesthesia and Analgesia. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).
- Thomas, J., Lerche, P. Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335 (2011).
- Flecknell, P. Laboratory animal anaesthesia. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).
- Mapleson, W. W. The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems. Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).
- Ward, C. S. Physical principles and maintenance. Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).
- El-Attar, A. M. Guided isoflurane injection in a totally closed circuit. Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).
- Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. A computer-controller closed anaesthetic breathing system. Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).
- Lowe, H. J., Cupic, M. Dose-regulated automated anesthesia (Abstract). Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).
- Soro, M., et al. The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia. Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).
- Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. Uptake of desflurane during anaesthesia. Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).
- Weingarten, M., Lowe, H. J. A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia. Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).
- Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent. Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).
- Kelly, J. M., Kong, K. L. Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use. Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).
- Matsuda, Y., et al. NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice. Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).
- Matsuda, Y., et al. Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice. Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).
- Voightsverger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
- Garber, J., et al. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).
