Introduction
转导移植是小鼠恶性血液病建模的有用方法。该技术已用于研究骨髓恶性肿瘤追溯到了BCR-ABL1的异位表达可以忠实地概括小鼠1慢性粒细胞白血病首次证明特别有价值。这一技术随后促进JAK2 V617F和MPL W515K / L的广泛研究突变骨髓增殖性疾病（MPN）。
MPN是一组恶性血液病特征在于成熟骨髓细胞和骨髓纤维化的生产过剩。这些疾病通常由造血干细胞的克隆扩增已在任一JAK2，MPL，或CALR获得的体细胞突变产生的。转导移植JAK2 V617F和MPL W515K / L车型展览真性红细胞增多症和骨髓纤维化2的临床特点- 5 </ SUP>。最近，也已用转导移植方法6产生钙网蛋白突变MPN的小鼠模型。这些小鼠发展的原发性血小板增多症样疾病具有增加血小板，巨核细胞的数量增加，和骨髓纤维化。一起，这些模型不仅提供了机会来洞察MPN的分子发病机制，而且要开发和临床前设置研究治疗剂的能力。
这份手稿提供转导移植方法，重点对CALRdel52突变的详细描述。该技术包括表达该突变体构造成照射同基因受体小鼠逆转录病毒转导骨髓细胞移植。
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Protocol
这项研究获得批准，按照机构动物护理和使用委员会在加州大学尔湾分校的建议进行的。异氟烷麻醉下进行所有的程序并作出一切努力，尽量减少痛苦。
1.代亲嗜性逆转录病毒
- 制备高品质的质粒与使用一个商用马克西prep试剂盒或氯化铯纯化的至少1微克/微升的浓度。
注意：这些包括编码感兴趣的基因（在这个情况下，CALR 7,8）的MSCV骨架载体和选择（绿色荧光蛋白，新等 ）的标志物，以及亲嗜性包装质粒，编码的gag-POL-ENV（简称这里质粒）。 - 补充有10％FBS和L-谷氨酰胺青霉素/链霉素（D10）在DMEM解冻和扩大低通道293T细胞。板5×10 6个细胞在10cm的组织培养处理过的皿中加湿在37℃组织培养孵化和5％的CO 2。
- 扩大293T细胞中培养。转染前一天，通过加入1ml PBS中并吸出上清液到真空烧瓶中洗涤细胞。
- 在37℃3分钟和5％的CO 2 -向trypsinize细胞，在2的潮湿组织培养箱加2ml的0.05％胰蛋白酶和孵化的菜肴。
- 要停止胰蛋白酶，加3毫升D10抛出和转移细胞到15毫升锥形管。旋转细胞以400×g离心10分钟。
- 吸上清到2毫升D10保温瓶和悬浮细胞沉淀。
- 算使用血球通过台盼蓝排除细胞。
- 种子2×10 6细胞每皿成每病毒产生的3个10厘米的组织培养处理的菜肴。
注 ：为了达到最佳效果，不要让这些细胞超过30 -转染，也可以得到一个贫穷的病毒产量的50％的时间汇合。 - 转染前随即，抽吸介质放入保温瓶和替换用5毫升新鲜的D10。
- 对于每一个10cm培养皿待转染制备个别无菌1.5毫升离心管中。
- 吸移管760微升减少血清培养基到每个微量离心管中，然后小心地添加40微升转染试剂的直接进入介质。孵育在组织培养罩管在室温下5分钟。
- 添加MSCV向量的30微克与感兴趣基因（15微克如果使用空载体），以及5微克质粒各相应管，并通过上下抽吸轻轻混匀。孵育在组织培养罩室温进行15分钟。
注意：较小的载体往往有较高的病毒产量。 - 小心添加每个反应（约800微升）的总容积逐滴成其各自的10cm培养皿，轻轻地左右倾斜菜一边混合。返回细胞加湿组织立方米lture孵化器。
- 继在组织培养孵化器的8小时或过夜培养，吸媒体进入一个真空瓶中，轻轻替换用10毫升新鲜D10的。
- 在48小时后转上清收集到35毫升注射器，并通过0.45微米的滤膜过滤，除去细胞碎片。
- 可选：将10mL的293T细胞和其他病毒的新鲜D10背面可在72小时转染后收获。
- 收集没有额外的病毒时在生物危险废物293T细胞的处理。
- 分装病毒上清成一次性使用的卷（例1毫升病毒滴度或6.5毫升BM感染）。闪光冷冻病毒与在-80℃的液氮和存储病毒。
注：避免重复冷冻/解冻循环，因为它们大大降低病毒滴度。
2.通过流式细胞仪确定相对病毒滴度
- 解冻3T3细胞并维持在D10。培养中的细胞在10cm组织培养，在37℃处理盘在湿润的组织培养箱和5％的CO 2。
- 一式三份进行病毒滴度。为了制备细胞，通过加入1ml PBS中并吸出上清液到真空烧瓶中洗涤细胞。
- 到trypsinize细胞，在37℃下在湿润的组织培养箱中加2ml的0.05％胰蛋白酶和孵化菜和5％ 的 CO 2。
- 要停止胰蛋白酶，加3毫升D10抛出和转移细胞到15毫升锥形管。旋转细胞以400×g离心10分钟。
- 吸上清到2毫升D10保温瓶和悬浮细胞沉淀。
- 算使用血球通过台盼蓝排除细胞。
- 种子3T3细胞以密度1×10 5个细胞的成15 60mm组织培养处理过的菜和孵育过夜。
- 使1：3，1:10，1:30和1：在总共1毫升用D10解冻病毒上清100稀释液。还包括免费的病毒控制。
- 吸我直径从3T3细胞到真空烧瓶中并用4ml D10的替换。
- 叠加3T3细胞用病毒上清液的稀释液，并添加聚凝胺至8微克/毫升至每个培养皿的最终浓度。孵育在37℃在组织培养培养箱48小时和5％的CO 2。
- 确定通过流式细胞仪相对病毒滴度：
- 为了洗涤细胞，吸媒体进入一个真空瓶中，加入5毫升的PBS。
- 吸出PBS成真空瓶。加入1ml 0.05％胰蛋白酶并在37℃下孵育2 - 5分钟以从培养皿分离细胞。
- 添加3毫升D10和吸管上下分离从板的任何剩余的细胞。转移细胞在FACS管中并离心，在400×g离心10分钟。
- 滗上清，洗涤细胞用3ml PBS中。离心机在400×g离心10分钟，并倾析上清液。重悬在200μlPBS中。
- 运行在细胞流式细胞仪9流动。收集20,000 - T内部30000事件他活细胞门（由FSC 与 SSC确定），并计算GFP +和GFP的百分比-细胞。
注：病毒滴度被认为是可以接受的，当1:30稀释的病毒上清液产率至少为50％ 的 GFP + 3T3细胞。如果再次优转导的结果可以得到小于50％的GFP +细胞这种稀释的结果。以确定病毒滴度计算改编自利蒙等。 ， 血 （1997年）9。 - 要确定相对的病毒滴度，用公式：病毒滴度=颗粒形成单位（PFU）/毫升= [（的3T3细胞×GFP +细胞的频率数）上清液（毫升）/音量]×稀释因子。
3.转导供体骨髓细胞
- 为了制备用于骨髓供体小鼠（BM）收获，第一麻醉通过异氟烷蒸发器的小鼠，用5％结合的补充的流率氧气以1升/分。捏脚来评估响应。
注：供体小鼠（小于8周龄）应骨髓收获前5天准备（移植前8天的时间）。一个供体小鼠将提供足够的细胞至少2收件人。 - 注入150毫克/公斤使用27 G×½“针5-氟尿嘧啶（5-FU），通过在麻醉小鼠眶后注入。
警告！ 5-FU的抗肿瘤化疗剂。总是处理5-FU经过认证的化学通风柜或管道生物安全柜内。与该机构的实验室和动物安全委员会进行磋商，以确定与5-FU治疗的小鼠适当的标签。- 在其一侧麻醉鼠标定位，并通过同时使用拇指和食指使得眼睛从头部稍微突出约束。
- 用针外侧向内侧眼角，并与朝上锥开始，插入针以45°角在内侧方向，当针被中途插入停止。缓缓注入细胞，并删除小心取出针。
注：如果正确执行了这种技术，眼稍应该收回和无阻力应在进针感觉到。 - 检查鼠标任何受伤的迹象，如肿胀或出血。
- 嘉实骨髓后第5天5-FU（移植前3天）的治疗。
- 麻醉通过异氟烷蒸发器的小鼠在1升/分钟的5％组合补充氧气的流速。捏脚来评估响应。
- 颈椎脱臼牺牲鼠标。通过用70％乙醇慷慨喷洒直到毛皮变成湿消毒鼠标。
- 使用解剖剪刀，使皮肤切口和解剖筋膜从腿部肌肉了。接着，通过切断在臀部股骨和在踝胫骨从小鼠解剖腿部程。
- 弯曲腿成“L”形，并通过在与解剖剪刀膝关节切削分隔每个腿骨。
- 在每个腿骨的远端移除软骨，使用解剖剪刀直到软骨脱开轻轻刮去肌肉朝向腿骨的一端。
- 使用具有27国祥½英寸针头的注射器，冲洗各腿骨用PBS在50ml锥形管中补充有2％FBS的超过100微米的尼龙膜。冲洗骨直到骨变白最大化收获的细胞的数目。
- 使用注射器的柱塞通过尼龙膜醪细胞进50毫升锥形管，以获得单细胞悬浮液。与其他鼠标腿重复。
- 离心细胞，在4℃下在400 xg离心10分钟，弃上清。悬浮的BM在5毫升氯化铵钾（ACK）缓冲液以裂解红血细胞。孵育细胞在冰上10分钟。
- 加油管与PBS阻止细胞溶解。 CENTRI夫格细胞在4℃下在400 xg离心10分钟，弃上清。重复裂解步骤，如果BM颗粒具有红色。
- 悬浮在5ml PBS中并计数使用血细胞计数器通过台盼蓝排除细胞。
- 重悬的细胞以每平方米2×10 6个细胞与含有DMEM补充有20％FBS，L-谷氨酰胺，青霉素/链霉素2X-STIM预鸡尾酒，IL-3（14毫微克/毫升）中，IL-6（24纳克/毫升）和SCF（112毫微克/毫升）中。板2毫升，每孔在6孔板中。
- 孵育细胞过夜，在37℃和5％的CO 2。
- 2毫升病毒上清液添加到每个孔含有BM细胞，并添加凝聚胺（8微克/毫升）。在30℃下90分钟旋板在1500 xg离心然后返回板于组织培养培养箱中过夜。
- 吸管细胞悬浮到锥形管中，并在4℃离心机在400 xg离心10分钟，不丢弃该板。每孔的2ml悬浮细胞新鲜2X预STIM鸡尾酒，并返回到原来的井。 通过重复步骤3.7-3.9执行第二 spinoculation。
4.移植供体细胞到收件人小鼠
- 准备同基因受体小鼠与致死剂量全身照射<骨髓细胞注射24小时之前移植。
注 ：致死剂量照射BALB / c小鼠通常是800-900 cGy的和1,000-1,200 cGy的为C57B / 6 10。剂量典型地分成隔开至少3-4小时的照射两个会话。 - 轻轻吹打成上清液锥形管从步骤3.11，从6孔板收获转供体细胞继续。用1毫升的PBS，收集残余细胞，并添加至50ml锥形管中洗每个孔中。
- 将0.5ml 0.05％胰蛋白酶的至孔中，并在组织培养培养箱中于37℃孵育5分钟。
- 加入1 ml D10到水井和轻柔吹打分离任何剩余的细胞。添加细胞到各管期从步骤4.2和沉淀通过离心在4℃下在400×g下10分钟。
- 用PBS洗并离心细胞在4℃下在400×g下10分钟。使用血细胞计数器通过台盼蓝排除悬浮在5ml PBS中并计数细胞。
注意 ：如果该矢量具有GFP标签然后量化GFP阳性细胞的百分比用流式细胞。 - 悬浮5×10 5 - 2×10 6个细胞在50 - 100微升的PBS注射到小鼠中。
- 注射用无菌27国祥½“针经眼眶细胞注射到麻醉小鼠。
注意：其他的注射技术包括尾静脉，脾，或股。- 使用异氟醚和捏脚，以评估响应麻醉鼠标。
- 在其一侧鼠标的位置，并通过同时使用拇指和食指使得眼睛从头部稍微突出约束。
- 随着斜角朝上，将第needle外侧成45°角的内眦。
注：如果正确执行了这种技术，眼稍应该收回和无阻力应在进针感觉到。 - 检查鼠标任何受伤的迹象，如肿胀或出血。
注：移植后的小鼠会产生数周的低血球计数，因此很容易受到感染。可用于预防与抗生素或使用的酸化水。
- 一个月后移植，测量外周血％GFP为用于通过流式细胞术植入供体细胞的指标。
注：单独的GFP不能确定细胞的植入的成功。在病毒转导可能已经失败还可能发生植入。在这种情况下，没有GFP +细胞会被检测到，但在移植细胞的植入是成功的。- 取10微升外周血B的Ÿ用21g的×1½“注射器穿刺隐腿部静脉，并在PBS为100毫米EDTA以防止凝血。
- 1毫升ACK添加到血液和裂解在冰上10分钟。沉淀细胞，在400×g离心10分钟离心。
- 吸去上清液在真空烧瓶中并加入1毫升的PBS补充有2％FBS的停止裂解。沉淀细胞，在400×g离心10分钟离心。
- 在在100μlPBS中的真空烧瓶，重悬沉淀吸去上清液补充有2％FBS的。
- 在流式细胞仪运行样品，收集活细胞门（由FSC 与 SSC确定）范围内30万的事件和计算GFP +和GFP的百分比-细胞9。
- 另外1个月后移植，执行使用自动兽医血液分析仪18来监控疾病的进展全血细胞计数（CBC）。
注：继续监测％的疾病GFP外周血和CBC每月。 - 要终止实验中，用异氟醚和捏脚，以评估响应麻醉鼠标。通过颈脱位和收获脾和骨髓组织病理学牺牲小鼠。
注：在实验的长度是主观和终止日期应该根据预期的疾病表型进行评估。
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Representative Results
转导移植技术导致与细胞中表达感兴趣的基因受体小鼠的造血重建。 图1显示了突变的MPN钙网蛋白的转导移植小鼠模型的概述。简言之，将表达CALRwt或CALRdel52逆转录病毒被用于从一个C57B / 6供体小鼠感染BM细胞。转导的细胞移植到照射C57B / 6受体小鼠和供体细胞植入的第一个月后移植过程中发生。一个疾病表型的证据是显而易见后3个月，移植，其中小鼠表现出增加血小板的巨核细胞和，其次是骨髓纤维化6 - 10个月移植后。如果供体细胞不能嫁接，可第2周以下移植中发生的鼠标死亡。除了注射过程中注射不良或外伤，其它技术错误可能导致转导的植入差D细胞或老鼠死亡。这些包括受体小鼠的次最佳的照射下，如果发生这种情况最造血细胞将收件人而非供体来源的。在另一方面，收件人过度照射可引起小鼠开发照射引起的疾病，甚至死亡。低病毒滴度将导致供体细胞的低感染效率。作为结果供体细胞的低数字将表达感兴趣的基因，因此小鼠可能不表现出所需的表型。出于这个原因，至关重要的是，病毒具有高滴度被用于转导的供体细胞。 图2示出了如何计算其中％的GFP是从活细胞栅极收集的事件计算的相对病毒滴度。 图2B示出了具有每单元多于一种病毒粒子效价（1：3稀释），以及与每个细胞单病毒颗粒滴度（1:30，1:10和1：100的上清液）。理想的是，至少有50％的GFP +细胞。将DETEC泰德与1:30稀释病毒上清液。 图3示出一个成功的移植接受者，其中CALRdel52小鼠表现出与增加血小板的MPN表型的证据，在骨髓巨核细胞增多和骨髓纤维化。
图1：骨髓增殖性疾病的转导移植小鼠模型的概述。 A）的反转录病毒的产生和病毒滴度的测定发生1 -移植前2周。 B）的 D（-8）（5天前骨髓收获），供体小鼠用5-FU处理，以耗尽谱系定型细胞，并诱导造血干细胞的循环。 C）在D（-3），骨髓从腿骨收获并在2×预STIM培养过夜以诱导造血干细胞的细胞周期。 D）供体细胞被感染上D（-2）病毒上清，将细胞在400 xg离心离心在30℃下1.5小时的1 次 spinoculation。 E）在D（-1），一个第二 spinoculation是在供体细胞进行。此外，小鼠照射耗尽细胞在宿主的骨髓龛以允许施主小区植入。 F）的转导的供体细胞移植到上D0照射同基因受体小鼠。 G）如果供体细胞不能再灌输死亡将12天就可以出现-如果致死剂量辐照已使用14以下移植。 高）的MPN表型变成3个月移植后明显。 请点击此处查看该图的放大版本。
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图2： 病毒滴度的流式细胞仪测定。 3T3细胞被转导用不同浓度的病毒和转导效率通过流式细胞仪进行监测。 A）事件在活细胞内浇口收集通过FSC 与 SSC可视化。死细胞被排除的GFP分析。 B）的直方图显示对测试的病毒上清的每体积％的GFP。病毒滴度是可接受的时3T3细胞的至少50％是GFP +与1:30稀释的病毒上清的感染时。从步骤2.11.6使用等式，病毒滴度的基础上400,000个单元格的细胞计数来计算。在1:30稀释的病毒滴度的计算如下：[（400000点¯x0.56）/ 1）×30] = 6.72×10 6 PFU / ml的。每步3.7，感染4×10 6个细胞用2ml病毒上清的将导致每个小区接收3病毒颗粒。尔斯/ ftp_upload / 54624 / 54624fig2large.jpg“目标=”_空白“>点击此处查看该图的放大版本。
图3： 成功的供体细胞植入和MPN表型的证据。照射受体小鼠存活超过2周时移植后表示注射细胞移植成功。 A）移植供体细胞可以通过外周血％GFP进行监控。 B）此外，CBC计数应采取并监控疾病进展。相比CALRwt空矢量控制时提高血小板检测早在2个月移植后的CALRdel52。 c）在终止时，CALRdel52小鼠表现出的MPN表型经典功能，包括脾肿大（未示出），骨髓细胞过多，megakaryocy的扩张TES在骨髓和骨髓纤维化。 请点击此处查看该图的放大版本。
| 技术错误 | 原因 | 结果 |
| 可怜的注射或外伤 | 移植排斥反应 | 移植失败 |
| 供体细胞质量差 | 移植排斥反应 | 移植衰竭或死亡 |
| 低病毒滴度 | HSC的转差 | 移植失败 |
| 高辐射剂量 | 辐照诱发疾病 | 死亡 |
| 低照射待办事项SE | 移植排斥反应 | 移植失败 |
| 老供体小鼠（+12周） | 低HSC输入 | 移植失败 |
表1：技术错误，可以在小鼠死亡或移植失败的结果。此表列出了可以与骨髓移植协议出现技术错误的例子及其相关原因。
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Discussion
这个协议提供了如何在小鼠进行骨髓移植，以概括与进展中原发性血小板增多症样疾病对骨髓纤维化与CALRdel52突变疾病的驾驶员的详细描述。表达增加血小板，巨核细胞的扩张和骨髓纤维化CALRdel52结果细胞的移植成功。骨髓移植是一个多步骤的过程，它确认，其中可避免技术误差，以防止表达感兴趣甚至小鼠死亡的基因的细胞的植入差的步骤是重要的。
以一个常常被忽视一个成功的转导移植模型的一个关键因素是病毒的质量。病毒具有高滴度促进良好的转导效率，从而为疾病一个坚实的基础，而使用具有低滴度相关的病毒，将导致在表达所关注的基因更少的细胞。转efficiency可由试剂可提高的病毒和细胞，如聚凝胺和Retronectin进行之间的接触被增强。造血干细胞的转导被称为是即使以高浓度的病毒的困难，亲嗜性逆转录病毒只感染分裂的细胞。 “STIM预”介质（含有SCF，IL-3和IL-6）的目的是要促使静态HSC的骑自行车。慢病毒系统可以用来作为一种替代方法，如果非分裂细胞的感染是必要的。
可能对病毒产生的效果的另一个因素是所使用的转染试剂的类型。在细胞毒性显着的差异已经研究两组间的最佳转染试剂应凭经验确定。此处所用的转染试剂已导致与低细胞毒性良好的病毒产率。其他常见的转染试剂包括磷酸钙11和nonliposomal转染试剂如Fugene转。该协议使用质粒包装载体与小鼠和大鼠组织特异性trophisms。如果考虑转导移植其他动物模型中，与更广泛的trophisms等包装载体也可用于产生兼嗜性（小鼠，大鼠，人）或pantrophic（宽范围trophisms）逆转录病毒。
一个额外的好处，以骨髓转导移植模型是能够调查两个不同供体人群的竞争优势，或者通过使用独特的标记来指定感兴趣的每个群体同时表达多个感兴趣的基因。这种移植经常利用同类系的C57BL / 6小鼠以跟踪供体细胞，而使用一个集成的GFP标记的。因为同类系的C57BL / 6小鼠可以表达为任一CD45.1或CD45.2白细胞标记，供体细胞可以从一个背景来获得并移植到另一个。此外，可以产生杂种的应变产生后代表达两种CD45.1和CD45.2标记。另外，MSCV逆转录病毒载体可以与几个不同的标记，包括unicistronic（ 例如，FLAG HA）或双顺反子（ 如 GFP，RFP，YFP，mCherry，hCD4）建设。这些构造可以同时在竞争激烈的移植被用来使供体人群的歧视，可以在情况下通过CD45.1 / CD45.2的表达差异不可用，如BALB / c小鼠品系特别有用。
转导移植的另一优点是调查的特定细胞类型的疾病引发的贡献的能力。虽然该协议仅介绍全骨髓的转导移植，其它实验设计可能需要不同的HSC隔室的富集或分离。在这些情况下，供体细胞的数量将根据所使用的特定供体群体而变化。此外，从一个天真的供体细胞救援应作为补充，支持鼠标，直到HSC植入和扩张可能发生。 表2列出了供体细胞的各种骨髓移植推荐号舱12 - 15。
| 细胞＃/移植接受者 | 支持细胞＃/移植接受者 | |
| 全骨髓 | 500,000-2,000,000 | N / A |
| 的c-Kit + | 1,000-10,000 | 200000 |
| 林的c-Kit +的Sca-1 +（LKS） | 100-10,000 | 200000 |
| LKS CD150 + CD48 - SP | 1-100 | 200000 |
| LKS CD150 + CD34 - | 1-100 | 200000 |
表2.供体细胞数量移植。
此外，次级移植也可经执行以评估转导的细胞的以串行移植疾病的能力。
转导移植相比，转基因，敲入或异种移植物模型是更快和显著更具成本效益一种高度通用的方法。它允许一个快速确定感兴趣的基因是否是足以诱导血液恶性肿瘤，和可以用作一个体内临床前模型测试药物。转导移植技术的其他好处是，它避免了在非造血细胞和逆转录病毒插入位用作克隆标记表达。这种技术大型的源码的限制È转基因的非生理水平和在该基因16,17的整合位点的差异。考虑到所有的上述优点和局限性考虑，转导移植为推定的造血癌基因最初在体内建模显而易见的选择。
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell Lines | |||
| DMEM | Corning | MT-10-013-CV | |
| 293T cells | ATCC | CRL-11268 | |
| 3T3 cells | ATCC | CRL-1658 | |
| Plasmids | |||
| EcoPak, also known as pCL-Eco | Addgene | 12371 | Retroviral packaging cell lines, such as EcoPack 2-293, may be used in place of the EcoPak plasmid and standard 293T cells. Additional γ-retrovirus envelope and packaging plasmids are available from Addgene and others. |
| MSCV-IRES-GFP (MIG) | Addgene | 20672 | Additional γ-retroviral transfer plasmids are available from Addgene and others. |
| Consumables | |||
| 27 G x 1/2" needles | BD | 305620 | |
| Fetal bovine serum | Corning | MT-35-010-CV | |
| Penicillin/streptomycin/L-glutamine | Corning | MT-30-009-CI | |
| Trypsin-EDTA (0.05%) | Corning | MT-25-052-CI | Can be homemade |
| PBS | Corning | MT-21-031-CV | |
| 10 cm dishes | Fisher | 172931 | |
| 15 ml conical tubes | Fisher | 12565268 | |
| 60 mm dishes | Fisher | 150288 | |
| Polybrene | Fisher | NC9840454 | |
| 5-FU | Fisher | A13456-06 | |
| 100 µm cell strainers | Fisher | 22363549 | |
| 50 ml conical tubes | Fisher | 12565270 | |
| 6-well plate | Fisher | 130184 | |
| FACS tubes | Fisher | 14-959-5 | |
| 0.45 μm syringe filters | Fisher | 0974061B | |
| Opti-MEM | Gibco | 31985-070 | |
| ACK buffer | Lonza | 10-548E | Can be homemade |
| Recombinant murine IL-3 | Peprotech | 213-13 | |
| Recombinant murine IL-6 | Peprotech | 216-16 | |
| Recombinant murine SCF | Peprotech | 250-03 | |
| X-tremeGENE 9 | Roche | 6365809001 | Transfection reagent |
| 1.5 ml centrifuge tubes | USA Scientific | 1615-5500 | |
| Equipment | |||
| BD Accuri C6 | |||
| X-ray irradiator |
References
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