Summary
La capacidad para localizar una fuente de olor es necesario para la supervivencia de insectos y se espera que sea aplicable a artificial olor de seguimiento. El robot insecto controlado es impulsado por un Silkmoth real y nos permite evaluar la capacidad de seguimiento de olor de los insectos a través de una plataforma robótica.
Protocol
1. Experimental Animal
- Prepare una caja de plástico para mantener las pupas de machos silkmoths (B. mori) hasta su eclosión. Toallas poner papel en la parte inferior y trozos de cartón alrededor de la pared interior de la caja (Figura 1A).
Nota: Las piezas de cartón son necesarias para que las polillas adultas de espera mientras se extiende sus alas durante la eclosión (Figura 1A). - Silkmoth masculina puesto (Bombyx mor i) pupas en la caja y mantenerlos en una incubadora hasta la eclosión debajo de un 16-hr: 8 h luz: oscuridad ciclo a 25 ° C.
NOTA: El macho y la hembra pupas pueden ser discriminados por las marcas del sexo en el abdomen (Figura 1B). - Recoger las polillas macho adultas después de la eclosión y moverlos a una nueva caja.
- Mantenga las polillas adultas en una incubadora bajo una de 16 horas: 8 horas de luz: oscuridad ciclo y disminuir la temperatura a 15 ° C para reducir su actividad antes del experimento.
2. Tethering un Silkmoth
- La fabricación de un accesorio para la inmovilización (Figura 2A)
Nota: El accesorio consiste en un alambre de cobre con una tira de una lámina delgada de plástico en la punta. Esto asegura el movimiento dorsal-ventral del tórax durante la marcha (Figura 2B).- Preparar una tira de una lámina delgada de plástico, 2 × 40 mm (grosor: 0,1 mm), y doblar por la mitad.
- Coloque la tira plegada a la punta de un alambre de cobre con un adhesivo.
- Doblar la punta de la tira plegada donde se une el tórax de un Silkmoth.
- Utilice polillas adultas (2-8 días de edad) durante el período de luz para el experimento.
Nota: La sensibilidad a la feromona depende en gran medida el reloj circadiano 18. Debido B. mori es una polilla diurna, el experimento debe realizarse durante el período de luz. - Retire con cuidado todas las escalas en el dorSal tórax (mesonoto) con un trozo de tejido húmedo (o un hisopo de algodón) y exponer la cutícula del mesonoto (Figura 2C).
- Pegar un adhesivo en la tira de plástico en la unión y en la superficie de la mesonoto expuesta con un destornillador pequeño de punta plana y esperar 5 a 10 min hasta que el adhesivo ya no es pegajoso.
Nota: El adhesivo no debe tocar la bisagra ala o las tégulas ala anterior (Figura 2C). - Unir el mesonoto a la unión.
- Mantenga la polilla atado antes de colocarlo dentro de la cabina del robot. Mantener el cabezal en un soporte y poner un pedazo de papel debajo de las piernas para descansar la polilla.
3. Robot controlado por insectos
- Diseñar el hardware del robot insecto controlado basado en trabajos previos 16,17,19.
Nota: El robot insecto controlado consiste en una cinta de correr apoyado por el aire con un sensor óptico del ratón para Capture la locomoción de insectos, tableros a base de microcontroladores AVR a medida para el procesamiento y el control motor, y dos motores de corriente continua sin escobillas (Figuras 3 y 4). El robot puede ejecutar sobre la base de la rotación de la bola con una precisión del 96% o superior, dentro de un tiempo de retardo de 200 ms. También asegura la movilidad de máxima velocidad de avance (24,8 mm / seg) y la velocidad angular (96,3 ° / seg) de la Silkmoth durante feromonas comportamiento de seguimiento 16. El flujo de aire de la máquina para correr (Figura 5A) y el sistema de entrega de olor (Figura 5B) están diseñados para la polilla de a bordo para caminar sin problemas en la bola y para adquirir un olor por dos antenas. El canal de admisión de aire y el flujo de la cinta de correr está separado de los del sistema de suministro de olor para evitar la contaminación de la feromona. - Diseñar el software para los microcontroladores integrados basados en trabajos previos 16.
Nota: El microcontrolador a bordo calcula tél movimientos del robot de la locomoción de insectos medida con un sensor óptico (rotacional, Δ X; traslacional, Δ y; Figura 6). La distancia de desplazamiento (Δ L) y ángulo de giro (Δθ) por unidad de tiempo del robot se calculan sobre la base de la distancia de desplazamiento de cada rueda (izquierda, Δ L L; derecha, Δ L R) como Δ L = (Δ L Δ L R) / 2 L + y Δθ = (Δ L L - Δ L R) / rueda D, donde la rueda D es la distancia entre las dos ruedas (120 mm). Δ L L y Δ L R se describen adicionalmente como Δ L L = Δ L x, L + Δ L Y, L y Δ L R = Δ L Δ L x, R + y, R, donde Δ L x, L </ sub> y Δ L x, R son las distancias de desplazamiento de las ruedas en los lados izquierdo y derecho controladas por Δ Δ x, y L y L, y Δ L y R son los controlados por Δ y. Idealmente, Δ L x, L y L Δ x, R se describen como Δ L x, L = L x -Δ, R = G Δ x (rueda D / bola D), y Δ L Y, L y L Δ y , R se describen como Δ L y, L = Δ L y, R = G Δ y, donde G es la ganancia de motor y la bola D es el diámetro de la bola (50 mm). En la práctica, la ganancia del motor se ajusta de forma independiente por cada lado (izquierdo o derecho de la rueda) y por cada dirección (rotación hacia adelante o hacia atrás) con el fin de calibrar el movimiento del robot. Las ganancias independientes permiten además laajuste de giro del motor asimétrica para generar un sesgo de giro del robot (véase el paso 6.1). - Lavar la superficie de una bola blanca de poliestireno expandido (masa: aproximadamente 2 g, diámetro: 50 mm) con agua para eliminar cualquier posible señales olfativas o visuales.
Nota: La superficie de una nueva bola debe ser maltratado con papel de lija de grano fino, tales como P400, lo que asegura el agarre de las piernas sobre la pelota. - Encienda el ventilador que suministra aire a las 9 V a la cinta de correr y flota la bola (Figura 5A). Observe la bola del flotador aproximadamente 2 mm desde el fondo de la taza.
- El uso de un tornillo, conecte el cable de cobre del archivo adjunto con la polilla (ver paso 2) a un fijo en la cabina del robot (ver Figura 3 recuadro). Asegúrese de que la posición de las patas del medio está en el centro de la bola (Figura 7A).
- Ajustar la posición vertical de la unión para permitir la polilla de caminar normalmente en la btodas. Mantener la bola a la misma altura antes y después de colocar la polilla (Figura 7B).
Nota: Una posición demasiado baja de los datos adjuntos añade presión sobre la polilla y provoca caminar hacia atrás para resistir la presión (Figura 7C), mientras que una posición demasiado alta provoca inestabilidad al caminar y fallos del sensor debido a cambios en la posición vertical de la pelota (Figura 7D). Para comprobar el comportamiento de marcha normal, un solo estímulo-inflado feromona se utiliza para desencadenar caminar en la polilla (para el estímulo de feromonas, consulte el paso 4). Tenga en cuenta que el estímulo de prueba debe ser mínima debido a la exposición previa a bombykol habitúa silkmoths y disminuye su sensibilidad (Matsuyama y Kanzaki, datos no publicados).
4. Preparación de olor Fuente
Nota: Hombre B. mori son sensibles a la componente principal de la feromona sexual femenina misma especie (bombykol: (E, Z) -10,12-hexadecadien-1-ol) Experimento 5. Olor Fuente Localización 6. La manipulación del robot controlado por insectos Nota: El tiempo de cada manipulación se indica en la Figura 9.
Nota: Para comprobar el comportamiento de marcha normal de la polilla, preparar un cartucho de feromona de estímulo en este paso. El cartucho es un vidrio pipeta Pasteur con una pieza de papel de filtro que contiene 2.000 ng de bombykol. Empujar una bombilla sopla el aire que contiene bombykol.
Nota: El ancho de columna se debe confirmar antes del experimento mediante el uso de TiCl4 17,19.
Nota: La ventana principal incluye botones para enviar comandos al robot, ventanas de texto para mostrar la entrada y la salida de la comunicación en serie, y las cajas pequeñas para configurar los parámetros. Los comandos posteriores se envían haciendo clic en los botones correspondientes en este programa, a excepción de la captura de vídeo.
Nota: Las manipulaciones de las ganancias de motor y el retardo de tiempo entre la locomoción de insectos y movimiento del robot se aplican después de este paso (consulte los pasos 6.1 y 6.3, figura 9).
Nota: Esta manipulación altera la velocidad de traslación y de rotación del robot. Ganancias de motor asimétricos generan un sesgo torneado, que se puede utilizar para investigar cómo los insectos compensar el sesgo 17.
Nota: Esta manipulación proporciona una condición similar a la inversión de la entrada olfativa bilateral (véase el paso 6.4) y se puede utilizar para investigar la importancia de la olfacción bilateral. Sin embargo, la inversión de la salida del motor también se invierte el movimiento visual auto-inducido de una polilla a bordo. El impacto de la entrada visual autoinducida invertida puede evaluarse mediante una comparación con la entrada olfativa invertida 19.
Nota: Esta manipulaciónpermite la investigación del periodo aceptable de tiempo empleado en el procesamiento sensorial-motriz para la robótica olor de seguimiento. El microcontrolador almacena los datos de locomoción en una memoria intermedia y procesarlos después del retardo de tiempo especificado. Tenga en cuenta que el robot tiene un retardo de tiempo interna máxima de 200 mseg; Por lo tanto, se espera que el retardo de tiempo real para ser el retardo de tiempo especificado más 200 mseg 16,17.
Nota: Esta manipulación se puede utilizar para investigar el significado de la entrada olfativa bilateral. La dirección oleada de silkmoths está sesgada en el lado de mayor concentración 22.
Nota: Esta manipulación es investigar el papel de la información visual para el olor de seguimiento.
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Representative Results
Presentamos aquí las características básicas del robot insecto controlado requerida para la localización exitosa de una fuente de olor. La comparación entre el robot y silkmoths, la eficacia del sistema de suministro de olor, y la importancia de olfativo bilateral exacto y entradas visuales son examinados.
La comparación de los comportamientos de olor de seguimiento entre polillas libremente a pie y el robot de insectos controlados se muestra en la Figura 10A y B. En las mismas circunstancias de olor, tanto las polillas para caminar y los robots anotaron tasas de éxito del 100% (caminando polilla, 10 ensayos por n = 10; polillas robot, 7 ensayos por n = 7 polillas). Aunque el robot exhibió trayectorias más amplias en comparación con las de las polillas caminar, no hubo diferencia significativa en el tiempo a la localización entre las polillas para caminar y el robot (P2; 0,05, Wilcoxon rango suma de prueba; polilla, mediana = 46,5 seg, IQR = 36.7, 69.6; robot, mediana = 48,1 seg, IQR = 44.9, 61.9).
El sistema de suministro de olor (Figura 5B) es necesario para suministrar el flujo de odorante cerca del suelo a las antenas de la polilla de a bordo situado 90 mm por encima del suelo. Sin este sistema (tubos de succión, los ventiladores, y el dosel), el robot no podría orientarse hacia la fuente de olor y continuó dando vueltas hasta que se detuvo (los 10 ensayos por n = 5 polillas fallaron, Figura 10C). De acuerdo con el comportamiento de Silkmoth programado, en circuito continuo es un comportamiento típico cuando un Silkmoth logra contactar con la feromona durante la orientación 21,22.
La Figura 11 muestra los resultados representativos que muestran las manipulaciones del robot. La eficacia de una entrada olfativa bilateral para el olor de seguimiento se evaluaced cambiando la posición de la punta de tubo (paso 6.4) o por inversión de la salida del motor (paso 6.2). El robot logrado tasas de éxito del 100% con dos huecos diferentes entre los tubos izquierdo y derecho (gran brecha [control], 90 mm, 10 ensayos por n = 10 polillas; hueco estrecho, 20 mm, 10 ensayos por n = 10 polillas; Figura 11A, B), y no hubo una diferencia significativa en el tiempo a la localización entre estas dos posiciones de tubos (P> 0,05, prueba de Steel; Figura 11E). Por otra parte, la inversión de consejos de tubo (cada antena recibió el odorante desde el lado contralateral, brecha tubo = 90 mm) amplió trayectorias a lo largo de la dirección de viento cruzado y aumentó ligeramente la mediana de tiempo a la localización, aunque no había diferencia significativa ( P> 0,05, prueba de acero; Figura 11C, E). La inversión de la salida del motor proporciona una situación similar a la del olfacto invertidary de entrada; Además, también invierte el movimiento visual auto-inducido recibida por la polilla de a bordo. Debido a la retroalimentación visual negativo invertida (es decir, la retroalimentación positiva), el robot continúa dando vueltas, incluso en la pluma de olor (Figura 11D), que se alargó significativamente el tiempo a la localización (P <0,01, prueba de Steel; Figura 11E). Las tasas de éxito de la entrada olfativa invertida (C) y la salida del motor invertida (D) fueron del 80% (10 ensayos por n = 10 polillas) y 90,9% (11 ensayos de 11 meses), respectivamente. Una discusión detallada de control de sensoriomotora por silkmoths se describe en el trabajo previo 19.
Figura 1. Almacenamiento de pupas Silkmoth. (A) pupas macho se almacenan en una caja de plástico (izquierda). Las polillas adultas tienen el cartón alrededor de la pared interior de la bbuey durante la eclosión (derecha). (B) Sexo marcas de pupas. Cada flecha indica una pequeña mancha en el lado ventral del segmento abdominal novena del macho y una marca "X" con una línea muy fina, longitudinal en el lado ventral del octavo segmento abdominal de la hembra. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Tethering un Silkmoth. (A) La fabricación de un accesorio para la inmovilización de un Silkmoth. Los tres pasos se describen en 2.1.1 a 2.1.3 (ver texto). Una tira de dos veces de hoja delgada de plástico se une a la punta del alambre de cobre, que absorbe el movimiento dorsal-ventral (véase la figura 2B) de la mesonoto durante la marcha. La otra, la punta curvada del alambre es para handling. (B) actitudes superiores e inferiores de un Silkmoth durante el seguimiento de feromona (ver el ángulo entre el fémur y la tibia de las patas delanteras [flechas]). (C) La eliminación de las escamas en el mesonoto (indicado por puntas de flecha). Los cuadros izquierdo y derecho muestran antes y después de la eliminación de las escamas, respectivamente. Las alas anteriores tégulas estaban intactos (rodeado por líneas discontinuas). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. robot controlado por insectos. El recuadro muestra una vista ampliada de la cabina del piloto. (1) Un Silkmoth atado en una cinta (una pelota hinchable, véase el recuadro), (2) dos ventiladores para el suministro de un olor de la polilla (velocidad del aire, 0,5 m / seg), (3) tubos de succión para tomar el olor, (4) motores de corriente continua y wheEls, (5) tableros del microcontrolador, (6) una toma de aire para suministrar aire a la pelota, (7) marcadores de seguimiento para vídeo en línea análisis, (8) dos LEDs para mantener una iluminación constante en la cabina del piloto (280 lux), (9 ) una fijación para la inmovilización de la Silkmoth, y (10) en un accesorio del archivo adjunto. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. Diagrama de hardware. La rotación de la bola hinchable en la cinta de correr se midió mediante un sensor óptico del ratón con una resolución de 0,254 mm a una velocidad de muestreo de 1,5 kHz. Los microcontroladores calculan la trayectoria de la Silkmoth de la salida del sensor y controlar dos motores de corriente continua en los lados izquierdo y derecho. Los motores fueron impulsados por la modulación de ancho de pulso a 1 kHz, con realimentación de posiciónincorporados y los sensores Hall. La salida del sensor óptico (es decir, el comportamiento de la polilla de a bordo) se almacena en una memoria flash a bordo (8 Mbit) a una velocidad de muestreo de 5 Hz. Estos datos se utilizaron para comparar el comportamiento de la polilla de a bordo de movimientos del robot. La comunicación inalámbrica entre un ordenador (PC) y el robot se logró a través de Bluetooth, que sólo se utiliza para el envío de comandos para iniciar y detener el robot, o para manipular las propiedades de motor del robot. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5. diseños de flujo de aire para la cinta y el sistema de suministro de olor. (A) El flujo de aire para soportar la bola de la cinta de correr. El aire fue tomado de la entrada de aire detrás de la cabina por un soplador fanorte; entonces fluía a través de un canal y sopló hacia fuera de los agujeros pequeños (1 mm de diámetro) en una taza de FRP hechos a medida (recuadro). La vista superior de la copa rodeado por un rectángulo de color rojo se muestra en el recuadro. Las flechas rojas indican el flujo de aire; la flecha blanca, el sensor óptico con un transmisor LED; y la flecha negro, la taza con agujeros pequeños. (B) El flujo de aire del sistema de suministro de olor. El aire que contiene la feromona se succiona desde la punta de un tubo flexible de polietileno en cada lado, separados por un tabique en el dosel, y se entrega a la antena en el lado ipsilateral. El flujo de aire en cada lado se indica mediante flechas rojas o azules. Esta cifra ha sido modificado a partir de Ando y Kanzaki 19. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6. Cálculo del movimiento del robot de la locomoción de insectos. (A) Un dibujo esquemático del robot (Δ L) y movimientos de la rueda (izquierda, Δ L L y derecha, Δ L R). Δθ, ángulo de giro del robot. (B) Los parámetros para el cálculo. Δ x y Δ Y representan los movimientos de rotación y de traslación de una bola (un valor positivo indica el sentido horario o en sentido de avance); Bola de D, el diámetro de la bola; Ruedas D, la distancia entre las ruedas; G FW, L y G BW, L, las ganancias de motor de avance (FW) o rotación hacia atrás (BW) de la rueda izquierda (L); G FW, R y G BW, R, las ganancias de motor de avance o giro hacia atrás de la rueda derecha (R). Por favor, haga clic en ellae para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7. El ajuste de la posición de una polilla atado en la cinta. (A) La vista lateral de una polilla atado en una bola. Las patas del medio deben ser colocados en la parte superior de la bola (flecha negro). (B) La posición vertical apropiada de la polilla. El sensor óptico detrás de la polilla se enfrenta al centro de la bola. De marcha normal hacia adelante gira la pelota hacia la derecha (visto desde el lado izquierdo). (C) La posición vertical es demasiado baja (flecha hacia abajo). El Silkmoth extiende las patas delanteras para resistir las presiones y gira la pelota hacia atrás (rotación a la izquierda). (D) La posición vertical es demasiado alta (flecha hacia arriba). La polilla tiene la pelota y la levanta. Aunque la polilla puede realizar el avance caminar en esta situación 23 Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8. Túnel de viento. El aire se filtra con un panel de malla (flecha roja); A continuación, entró en el área de grabación de una cámara de vídeo, 1.500 (L) x 900 (W) mm. La fuente de olor fue colocado aguas arriba del área de grabación y el aire feromona contaminados se agotó fuera por un ventilador (flecha azul). El túnel de viento se hace de espuma de poliestireno extruido. El techo era una lámina de acrílico transparente, y el suelo era una alfombra de goma para evitar el deslizamiento de las ruedas del robot. La fuente de olor wtal como se encuentran en el centro de la posición de viento cruzado y 250 mm dirección del viento desde el panel de malla. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9. Los tiempos de manipulaciones del robot en el protocolo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10. Olor prueba de localización de la fuente. Cada panel muestra las trayectorias de los silkmoths (A; 10 ensayos por n = 10; polillas datos de Ando et al 17.), El robot controlado de insectos (
Figura 11. La manipulación de la entrada olfativa y la salida del motor. Cada panel muestra trayectorias exitosas del robot (la posición de la polilla de a bordo) con un hueco en todo el tubo (A; control, 90 mm, con éxito en todos los 10 ensayos por N = 10 polillas), un hueco estrecho (B; 20 mm , éxito en los 10 ensayos por N = 10 polillas), un espacio de todo el tubo invertido (C; satisfecho en 8 de 10 ensayos, n = 10 polillas), y una brecha en todo el tubo con la salida del motor invertida (D; éxito en 10 de 11 ensayos, n = 11 meses). Los soplos de aire repetitivos a través de un trozo de papel de filtro que contiene 2.000 ng de bombykol fueron liberados de la marca de cruz. Las flechas de color gris y blanco con el robot indican las orientaciones de entrada olfativa bilateral y motosalida r. Las demás condiciones experimentales y las descripciones de figuras son los mismos que en la Figura 10. (E) Tiempo hasta la posición del robot en las cuatro condiciones (AD). Los datos que se resumen en un diagrama de caja. Los lados izquierdo y derecho de la caja indican el primer y el tercer cuartil, y la barra representa la mediana. Los bigotes indican el rango de 1,5 × intercuartil. Los asteriscos indican una diferencia significativa a partir de los datos de control (A), según la prueba de Steel (** P <0,01). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Los puntos más importantes para el éxito en el control del robot por un Silkmoth están dejando que la polilla caminar sin problemas en el balón hinchable y la medición de la rotación de la bola de forma estable. Por lo tanto, la inmovilización del Silkmoth y montarlo en la pelota en la posición adecuada son los pasos críticos en este protocolo. adherencia inadecuada de la polilla de la unión o de posicionamiento inadecuado de la polilla en la bola hará que la presión no natural en él, lo que perturba su comportamiento normal de caminar y / o causa un fallo del sensor óptico para medir la rotación de la bola. Rugosa la bola de poliestireno también es importante para evitar la polilla de deslizamiento. La locomoción de la polilla atado en respuesta a estímulos de olor y el movimiento del robot posterior debe ser cuidadosamente controlados antes de su prueba de olor de seguimiento (véase el paso 3.6).
El uso de una bola más grande es mejor debido a que disminuye la curvatura de la cinta de correr, que proporciona una casisuperficie plana para las patas de insectos. El balón de diámetro 50 mm se utiliza aquí es relativamente pequeña en comparación con la utilizada en la configuración de cinta de correr convencional para silkmoths (diámetro: 75 mm) 24. Sin embargo, una (y más pesada) bola más grande debe ser utilizado con cuidado, debido a la inercia de la bola no es insignificante durante los movimientos del robot. Si una polilla a bordo no puede restringir la rotación inducida por la inercia de la fuerza de un balón durante los movimientos del robot por sus patas, el robot oscila continuamente sin ningún caminar por la polilla. Cuando experimentadores considerar el uso de otras especies de insectos, por lo tanto, el tamaño de la bola debe seleccionarse sobre la base de la fuerza de sus empuñaduras de las piernas, así como sus tamaños. Durante localización de la fuente del olor, los experimentadores también deben comprobar el comportamiento de la polilla-si una polilla a bordo camina sin problemas en la bola y el robot responde rápidamente como los movimientos de la polilla. El Silkmoth exhibe caminar hacia atrás cuando recibe demasiada presión del accesorio (una posición demasiado baja, ver
La limitación del robot insecto controlado es que la polilla de a bordo es, sin duda situado en circunstancias no naturales. La cinta de correr, el sistema de suministro de olor, y la altura de 90 mm de la cabina proporcionan información diferente sensorial (mecanosensorial, olfativa y visual) de las adquiridas por las polillas libremente para caminar. Estas diferencias se hicieron evidentes cuando se compararon los comportamientos del robot insecto controlado con los de silkmoths libremente-pie. Por ejemplo, cuando se observó el mismo rendimiento para la localización fuente de olor entre las silkmoths robot y libremente, caminar, las trayectorias de la robot eran escasos largo de la dirección de viento cruzado, mientras que los de la libremente a pie silkmoths convergieron al llegar a la fuente de olor, de acuerdo con la disminución de la anchura de la pluma (Figura 10A, B). Esta diferencia se debe simplemente a los diferentes tamaños de robot y polillas. En particular, la distancia entre la polilla de a bordo y la punta del tubo determina el rango de búsqueda odorantes; Por lo tanto, la distancia más grande (robot: 100 mm; polilla: aproximadamente 10 mm desde el tórax a la punta de la antena) permiten al robot para activar incluso fuera de la columna de humo. Además, la polilla en el dosel no puede recibir la dirección del viento del ambiente externo. Aunque la importancia de la dirección del viento para el olor de seguimiento todavía no se ha determinado en silkmoths 22, el uso de la dirección del flujo es una estrategia fundamental para el olor de seguimiento en otros organismos 5,6. Debido a la corriente de aire impuesta generada por el sistema de suministro de olor, también es difícilpara dar cuenta de "detección activa", tales como el efecto de aleteo que genera el flujo de aire y facilita la recepción de olores en silkmoths 25. Debido a estas limitaciones, si experimentadores emplean esta técnica para explorar el uso de múltiples modalidades, debe analizarse si los resultados obtenidos por estos experimentos robot se pueden aplicar a los insectos intactas en condiciones naturales 19.
El robot de insectos controlados cumplen tres requisitos para la evaluación de la capacidad de olores de seguimiento de los insectos: 1) la conexión directa de motor insecto ordena robot de control, 2) pruebas en una verdadera nube de olor, y 3) que permite la manipulación de la década de los insectos sistema sensorial-motriz. En primer lugar, con respecto a la interfaz entre un insecto y un robot, el uso de las señales neurales para el control de un robot, tal como una interfaz cerebro-máquina 26, es una técnica alternativa. Varios estudios sobre insectos utilizan las señales neuronales o electromiograma para control de un robot y la retroalimentación bucles cerrados 27-30. Sin embargo, este enfoque requiere la decodificación de las señales neurales para extraer órdenes motoras significativas, lo cual es un importante y permanente sujeto de investigación en neurociencias. Por lo tanto, el uso de comportamiento caminar real de insectos para el control de robot es una manera directa y sencilla a la interfaz órdenes motoras de los insectos a un robot. En segundo lugar, en relación con el medio ambiente en que se comporta el robot, el uso de la realidad virtual sería una alternativa 13,31-33. La realidad virtual nos permite llevar a cabo experimentos de comportamiento en situaciones más controladas y tiene más éxito en el estudio de la visión, donde la cinta hinchable se ha utilizado para el seguimiento de la locomoción animal y la generación de las circunstancias visuales 24,34-36. Sin embargo, cerrar el bucle de realimentación de la información olfativa es técnicamente difícil, ya que requiere control de flujo preciso. Aunque la aplicación de la optogenética para activar receptor olfativo neurons 37-40 superen las limitaciones de la realidad virtual en el olfato, el uso de un robot móvil en una pluma de olor real sería una manera confiable para establecer un circuito cerrado olfativa en la actualidad. Por último, con respecto a la manipulación de sistema sensorial-motriz de un insecto, enfoques alternativos serían las manipulaciones quirúrgicas de los insectos (por ejemplo, corte o cubren los órganos sensoriales o apéndices 41). Sin embargo, nuestra manipulación robótica (paso 6 y la Figura 11) es una forma no invasiva y reversible para alterar el sistema sensorial-motor de insectos, logrado por la manipulación de la plataforma de robot 19, y la capacidad de control de los diversos parámetros del robot permite poner a prueba su rendimiento en diversas circunstancias.
El robot de insectos controlados tiene dos direcciones principales para futuras aplicaciones. La primera dirección es para la ingeniería. Como un robot autónomo controlado por el sistema sensorial-motor de insectos, el i-robot controlado NSECT será una referencia para los robots móviles implementados con modelos biológicos, que van desde vehículos Braitenberg simplificados 42 a las redes neuronales a gran escala. El robot de insectos controlados también será una plataforma útil para probar las posibles combinaciones de otras modalidades de insectos con olores de seguimiento, tales como la implementación de una cámara y un algoritmo para la prevención de colisiones para explorar los algoritmos de rastreo de olores libres de colisiones. Por otra parte, el ajuste fino de las propiedades del robot puede mejorar el rendimiento de olores mejor que el seguimiento de los insectos intactos. Dicha conversión de la capacidad de los insectos podría llevar al uso práctico de este robot en sí para la búsqueda de materiales peligrosos, si imitamos a los transgénicos silkmoths 43 que respondan a los productos químicos característicos en un material objetivo. Por otro lado, el robot insecto controlado también levantará una importante pregunta: ¿Cómo debemos usar algoritmos biomiméticos para aplicaciones robóticas que se extienden más allá de la diferencia entre los insectos y los robots? Por ejemplo, los receptores olfativos de insectos tienen una capacidad excepcional para adquirir de alta velocidad dinámica temporal de la concentración de olor 44 a 46, que es responsable de insecto localización de procesamiento y olor fuente olfativo, pero son mucho más allá de las capacidades de los sensores de gas convencionales 4,29, 47. Cómo modificar el algoritmo biomimético para satisfacer la capacidad sensorial de los robots también deben explorarse como una dirección futura. La otra dirección importante es, sin duda para la biología. El robot insecto controlado puede ser considerado como una plataforma experimental de bucle cerrado. Además, manipulación robótica, de una manera no invasiva para alterar la relación sensorial-motriz del insecto, se aplicará además a investigar cómo el cerebro pequeño insecto puede responder, aprender y adaptarse a las nuevas circunstancias.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Male adult silkmoth (Bombyx mori) | Rear from eggs, or purchase as pupae. | ||
| Incubator | Panasonic | MIR-254 | Store pupae or adult silkmoths at a constant temperature, 238 L. |
| Plastic box | Sunplatec | O-3 | Store pupae or adult silkmoths, 299 × 224 × 62 mm L × W × H. |
| Copper wire | 2-mm diameter for the attachment. Any rigid bar can be used as an alternative for making the attachment to tether a silkmoth. | ||
| Plastic sheet | Kokuyo | VF-1420N | Sold as overhead projector film with thickness of 0.1 mm. Use at the tip of the attachment. |
| Forceps | As one | 5SA | Remove scales on the thorax. |
| Adhesive | Konishi | G17 | Bond a silkmoth to the attachment. |
| Insect-controlled robot | Custom | Bearing an air-supported treadmill, an optical sensor, custom-built AVR-based microcontroller boards, and two DC brushless motors. It is powered by 8 × AA and 3 × 006P batteries. | |
| Microcontroller | Atmel | ATMEGA8 | A component of the insect-controlled robot. |
| DC blower | Nidec | A34342-55 | A component of the insect-controlled robot for floating a ball in an air-supported treadmill. |
| DC fan | Minebea | 1606KL-04W-B50 | A component of the insect-controlled robot for suctioning air containing an odor. |
| Optical mouse sensor | Agilent technologies | HDNS-2000 | A component of the insect-controlled robot, obtained from an optical mouse (M-GUWSRSV, Elecom, Japan). |
| Brushless motor | Maxon | EC-45 | A component of the insect-controlled robot for driving a wheel. |
| White polystyrene ball | A component of the insect-controlled robot. Diameter 50 mm, mass approximately 2 g. | ||
| Bombykol: (E,Z)-10,12-hexadecadien-1-ol |
Shin-Etsu chemical | Custom synthesis. | |
| n-hexane | Wako | 085-00416 | Solvent for bombykol. |
| Wind tunnel | Custom | Pulling-air type, sized 1,800 × 900 × 300 mm L × W × H. | |
| BioSignal program | Custom | A program to establish serial communication between the insect-controlled robot and a PC via Bluetooth. Used for sending commands to start/stop the robot or configuring its motor properties. | |
| Camcorder | Sony | HDR-XR520V | Capture robot movements. |
References
- Murlis, J., Jones, C. D. Fine-scale structure of odor plumes in relation to insect orientation to distant pheromone and other attractant sources. Physiol Entomol. 6, 71-86 (1981).
- Vergassola, M., Villermaux, E., Shraiman, B. I. 'Infotaxis' as a strategy for searching without gradients. Nature. 445, 406-409 (2007).
- Kowadlo, G., Russell, R. A. Robot Odor Localization: A Taxonomy and Survey. The International Journal of Robotics Research. 27, 869-894 (2008).
- Hernandez Bennetts, V., Lilienthal, A. J., Neumann, P. P., Trincavelli, M. Mobile robots for localizing gas emission sources on landfill sites: is bio-inspiration the way to go. Frontiers in neuroengineering. 4, 20 (2011).
- Vickers, N. J. Mechanisms of animal navigation in odor plumes. Biol Bull. 198, 203-212 (2000).
- Willis, M. A. Chemical plume tracking behavior in animals and mobile robots. Navigation. 55, 127-135 (2008).
- Carde, R. T., Willis, M. A. Navigational strategies used by insects to find distant, wind-borne sources of odor. J Chem Ecol. 34, 854-866 (2008).
- Frye, M. A. Multisensory systems integration for high-performance motor control in flies. Curr Opin Neurobiol. 20, 347-352 (2010).
- Russell, R. A. Survey of robotic applications for odor-sensing technology. The International Journal of Robotics Research. 20, 144-162 (2001).
- Russell, R. A., Bab-Hadiashar, A., Shepherd, R. L., Wallace, G. G. A comparison of reactive robot chemotaxis algorithms. Robot Auton Syst. 45, 83-97 (2003).
- Ishida, H., Nakamoto, T., Moriizumi, T., Kikas, T., Janata, J. Plume-tracking robots: a new application of chemical sensors. Biol Bull. 200, 222-226 (2001).
- Webb, B., Harrison, R. R., Willis, M. A. Sensorimotor control of navigation in arthropod and artificial systems. Arthropod Struct Dev. 33, 301-329 (2004).
- Kanzaki, R. How does a microbrain generate adaptive behavior. Int Congr Ser. 1301, 7-14 (2007).
- Kanzaki, R., Ando, N., Sakurai, T., Kazawa, T. Understanding and reconstruction of the mobiligence of insects employing multiscale biological approaches and robotics. Adv Robotics. 22, 1605-1628 (2008).
- Ravel, N., et al. Multiphasic on/off pheromone signalling in moths as neural correlates of a search strategy. Plos One. 8, 61220 (2013).
- Emoto, S., Ando, N., Takahashi, H., Kanzaki, R. Insect-controlled robot-evaluation of adaptation ability. J Robot Mechatronics. 19, 436-443 (2007).
- Ando, N., Emoto, S., Kanzaki, R. Odour-tracking capability of a silkmoth driving a mobile robot with turning bias and time delay. Bioinspir Biomim. 8, 016008 (2013).
- Gatellier, L., Nagao, T., Kanzaki, R. Serotonin modifies the sensitivity of the male silkmoth to pheromone. J Exp Biol. 207, 2487-2496 (2004).
- Ando, N., Kanzaki, R. A simple behaviour provides accuracy and flexibility in odour plume tracking - the robotic control of sensory-motor coupling in silkmoths. J. Exp. Biol. 218, 3845-3854 (2015).
- Kaissling, K. E. Insect olfaction. Handbook of Sensory Physiology Vol. 4. Beidler, L. M. , Springer-Verlag. 351-431 (1971).
- Kanzaki, R., Sugi, N., Shibuya, T. Self-generated zigzag turning of Bombyx mori males during pheromone-mediated upwind walking. Zool Sci. 9, 515-527 (1992).
- Takasaki, T., Namiki, S., Kanzaki, R. Use of bilateral information to determine the walking direction during orientation to a pheromone source in the silkmoth Bombyx mori. J Comp Physiol. A. 198, 295-307 (2012).
- Kanzaki, R. Coordination of wing motion and walking suggests common control of zigzag motor program in a male silkworm moth. J Comp Physiol A. 182, 267-276 (1998).
- Pansopha, P., Ando, N., Kanzaki, R. Dynamic use of optic flow during pheromone tracking by the male silkmoth, Bombyx mori. J Exp Biol. 217, 1811-1820 (2014).
- Loudon, C., Koehl, M. A. R. Sniffing by a silkworm moth: Wing fanning enhances air penetration through and pheromone interception by antennae. J. Exp. Biol. 203, 2977-2990 (2000).
- Lebedev, M. A., Nicolelis, M. A. L. Brain-machine interfaces: past, present and future. Trends Neurosci. 29, 536-546 (2006).
- Ejaz, N., Peterson, K. D., Krapp, H. G. An experimental platform to study the closed-loop performance of brain-machine interfaces. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2011).
- Minegishi, R., Takashima, A., Kurabayashi, D., Kanzaki, R. Construction of a brain-machine hybrid system to evaluate adaptability of an insect. Robot Auton Syst. 60, 692-699 (2012).
- Martinez, D., Arhidi, L., Demondion, E., Masson, J. B., Lucas, P. Using insect electroantennogram sensors on autonomous robots for olfactory searches. Journal of visualized experiments : JoVE. , e51704 (2014).
- Ortiz, L. I. A mobile electrophysiology board for autonomous biorobotics. , The University of Arizona. MS thesis (2006).
- Bohil, C. J., Alicea, B., Biocca, F. A. Virtual reality in neuroscience research and therapy. Nat Rev Neurosci. 12, 752-762 (2011).
- Dombeck, D. A., Reiser, M. B. Real neuroscience in virtual worlds. Curr Opin Neurobiol. 22, 3-10 (2012).
- Roth, E., Sponberg, S., Cowan, N. J. A comparative approach to closed-loop computation. Curr Opin Neurobiol. 25, 54-62 (2014).
- Leinweber, M., et al. Two-photon calcium imaging in mice navigating a virtual reality environment. Journal of visualized experiments : JoVE. , e50885 (2014).
- Takalo, J., et al. A fast and flexible panoramic virtual reality system for behavioural and electrophysiological experiments. Sci Rep. 2, 324 (2012).
- Bahl, A., Ammer, G., Schilling, T., Borst, A. Object tracking in motion-blind flies. Nat Neurosci. 16, 730-738 (2013).
- Bellmann, D., et al. Optogenetically Induced olfactory stimulation in Drosophila larvae reveals the neuronal basis of odor-aversion behavior. Front Behav Neurosci. 4, 27 (2010).
- Gaudry, Q., Hong, E. J., Kain, J., de Bivort, B. L., Wilson, R. I. Asymmetric neurotransmitter release enables rapid odour lateralization in Drosophila. Nature. 493, 424-428 (2013).
- Tabuchi, M., et al. Pheromone responsiveness threshold depends on temporal integration by antennal lobe projection neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 15455-15460 (2013).
- Schulze, A., et al. Dynamical feature extraction at the sensory periphery guides chemotaxis. Elife. 4, 06694 (2015).
- Duistermars, B. J., Chow, D. M., Frye, M. A. Flies require bilateral sensory input to track odor gradients in flight. Curr Biol. 19, 1301-1307 (2009).
- Gomez-Marin, A., Duistermars, B. J., Frye, M. A., Louis, M. Mechanisms of odor-tracking: multiple sensors for enhanced perception and behavior. Front Cell Neurosci. 4, 6 (2010).
- Sakurai, T., et al. A single sex pheromone receptor determines chemical response specificity of sexual behavior in the silkmoth Bombyx mori. Plos Genet. 7, (2011).
- Tripathy, S. J., et al. Odors pulsed at wing beat frequencies are tracked by primary olfactory networks and enhance odor detection. Front Cell Neurosci. 4, 1 (2010).
- Daly, K. C., Kalwar, F., Hatfield, M., Staudacher, E., Bradley, S. P. Odor detection in Manduca sexta is optimized when odor stimuli are pulsed at a frequency matching the wing beat during flight. Plos One. 8, 81863 (2013).
- Szyszka, P., Gerkin, R. C., Galizia, C. G., Smith, B. H. High-speed odor transduction and pulse tracking by insect olfactory receptor neurons. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 16925-16930 (2014).
- Harvey, D., Lu, T. F., Keller, M. Odor sensor requirements for an insect inspired plume tracking mobile robot. Proceedings of'The 2006 IEEE International Conference on Robotics and Biomimetics. , 130-135 (2006).
