Summary
Genetisch gecodeerde histon-miniSOG induceert genoom-brede erfelijke mutaties in een blauw licht-afhankelijke manier. Dit mutagenese methode is eenvoudig, snel, vrij van giftige chemicaliën, en zeer geschikt voor forward genetische screening en transgene integratie.
Introduction
Genetische screens zijn op grote schaal gebruikt om genetische mutanten verstoren diverse biologische processen in modelorganismen zoals Caenorhabditis elegans (C. elegans) 1 genereren. Analyses van dergelijke mutanten leiden tot de ontdekking van functioneel belangrijke genen en hun signaalwegen 1,2. Traditioneel mutagenese in C. elegans wordt bereikt met mutagene chemicaliën, straling of transposons 2. Chemicaliën zoals ethylmethaansulfonaat (EMS) en N-ethyl-N -nitrosourea (ENU) zijn giftig voor de mens; gammastraling of ultraviolet (UV) stralingsmutagenese vereist speciale apparatuur; en transposon-actieve stammen, zoals mutator stammen 3, kan onnodige mutaties veroorzaken tijdens onderhoud. We hebben een eenvoudige benadering van erfelijke mutaties met behulp van een genetisch-gecodeerde fotosensibilisator 4 induceren ontwikkeld.
Reactive oxygen species (ROS) kan DNA 5 beschadigen.De mini-singlet zuurstof Generator (miniSOG) is een groen fluorescerend eiwit van 106 aminozuren dat werd ontworpen door de LOV (licht, zuurstof, en Voltage) domein van Arabidopsis phototropin 2 6. Bij blootstelling aan blauw licht (~ 450 nm), miniSOG genereert ROS zoals singlet zuurstof met fl avin mononucleotide als cofactor 6-8, die in alle cellen. Construeerden wij een His-fusie-eiwit door MSOG tagging miniSOG aan de C-terminus van histon-72, een C. elegans variant van Histon 3. We genereerden een losse transgene 9 tot en met His-MSOG drukken in de kiemlijn van C. elegans. Onder normale kweekomstandigheden in het donker, het His-MSOG transgene wormen normale broedsel grootte en levensduur 4. Bij blootstelling aan blauw LED-licht, het His-MSOG wormen produceren erfelijke mutaties onder hun nageslacht 4. Het spectrum van geïnduceerde mutaties omvat nucleotide veranderingen, zoals G: C tot T: A en G: C C: G, en kleine chromosome deleties 4. Dit mutagenese procedure is eenvoudig uit te voeren, en vereist een minimale veiligheid lab setup. We beschrijven hier de LED verlichting setup en procedures voor optogenetic mutagenese.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. De bouw van de LED-verlichting
LET OP: De benodigde LED-apparatuur wordt samengevat in de lijst van materialen. De gehele LED setup is klein en kan overal in het laboratorium worden geplaatst, hoewel we aan in een donkere kamer aan licht blootgesteld worms 4 controle worden geplaatst.
- Sluit de LED aan een controller met kabels (Figuur 1A, D).
- Sluit de stuureenheid om een digitale functiegenerator / versterker met een BNC kabel (Figuur 1A, C, D).
- Bevestig het LED-lampje 10 cm boven het podium met een aangepaste houder (Figuur 1A).
LET OP: We hebben de houder met metalen onderdelen. - Bedek de LED-verlichting setup gedeeltelijk, maar vermijd warmteaccumulatie (Figuur 1B), die wormen ziek maakt.
LET OP: We maken gebruik van een op maat gemaakte hard plastic hoes met open boven- en onderkant (Figuur 1A). Het deksel is niet vereist voor de mutagenese zelf, maar wordt gebruikt to beperken onnodige blootstelling van het blauwe licht naar de omgeving. Wij adviseren om de LED-setup geheel (Figuur 1B) om te voorkomen dat oververhitting van de wormen niet dekken. - Draag laser-beschermende bril.
LET OP: Wij dragen laser-beschermende bril, omdat het licht is heel helder. Zonnebril kan net zo goed werken. - Zet de hendel van de LED-controller 'Int.' voor continue belichting (figuur 1D) en instellen op 65% van het maximale vermogen (figuur 1C).
- Gebruik een fotometer om de blauwe lichtintensiteit te meten op het podium waar de wormen worden geplaatst met behulp van het protocol van de fabrikant. De setup geeft 2,0 mW / mm 2 onder continue belichting.
2. Blue Light Treatment
OPMERKING: Gebruik de stam CZ20310 juSi164 [Pmex-5-HIS-72 :: miniSOG-3'UTR (TBB-2) + CB-unc-119 (+)] unc-119 (ED3) III 4 De stam is beschikbaar. bij de Caenorhabditis Genetics Center (CGC, http: //www.cgc.cbs.umn.edu/).
- Handhaving van de His-MSOG stam in het donker op standaard nematode groeimedium (NGM) platen met E. coli OP50 na een standaardprotocol 10,11.
LET OP: Onder omgevingslicht, hoeft juSi164 bevattende stammen geen mutatie snelheid boven een spontane tarief 4 weer te geven. Routine stam passage met een dissectie scope met een halogeenlamp algemeen geen mutaties eveneens veroorzaken. Toch moet ervoor worden gezorgd dat onnodige blootstelling aan licht, bijv vermijden, het bijhouden van de stammen in een standaard donker binnen incubator, of met betrekking tot de stammen met folie. Het is aangeraden om hoeveelheden van de stam te bevriezen na ontvangst in het geval van onnodige mutaties zich ophopen in de tijd. - Pick gravid jonge volwassene (ongeveer 12 uur na L4) dieren met een worm te halen 11.
OPMERKING: Jongere dieren vertonen minder mutageen effect 4, terwijl de oudere dieren lagere broed omvang kunnen hebben. - Snijd een filter paper te passen een 60 mm plaat met een 25 mm x 25 mm vierkante gat en leg op een ongeplaatste plaat (figuur 1E).
OPMERKING: Een vierkant stempel kan worden gebruikt, maar de grootte van de stempel hoeft niet precies te zijn. - Drop 100 pi van 100 mM CuCl 2 op het filter papier gelijkmatig wormen binnen het vierkant gat op de plaat te beperken.
- Pick gewenste aantal zwangere jonge volwassen hermafrodieten (zie stap 3 voor een voorbeeld) en over te brengen naar het centrum van het CuCl 2 plaat.
- Draag laser beschermende bril.
- Schakelaar op de LED en de functie generator.
- Zet de hendel van de LED-controller 'Ext.' om het te controleren door de functie generator (figuur 1D).
- Stel de vluchtleider van 65% van het maximale vermogen en de functie generator sinusgolf, 4 Hz (figuur 1C).
- Plaats de CuCl 2 plaat uit stap 2,5 zonder deksel op het podium onder LED (Figuur 1A </ Strong>).
- Verlichten de dieren met blauw licht gedurende 30 minuten.
- Transfer gezond uitziende wormen naar een zaadjes plaat als P 0.
Opmerking: Het gewenste aantal P 0 is afhankelijk van het soort scherm. Zie stap 3 voor een voorbeeld. De P 0 wormen kunnen verschijnen ongecoördineerd onmiddellijk na de lichtbehandeling te zijn en zal herstellen in de tijd. - Houd wormen bedekt met behulp van folie in een couveuse of in het donker; en volg de standaard procedure om te beginnen met het screenen van de gewenste fenotypes onder hun nageslacht 2,10.
3. Voorbeeld van een Forward Genetic Screen
Opmerking. Dit is een voorbeeld van het scherm met klonale 120 haploïde genoom te controleren of de LED en druk werken Figuur 2 toont een schema van de procedure.
- [Day1] Na blauw licht behandeling, pick vijf gezond uitziende wormen op een NGM plaat met OP50 als P 0, bewaar ze in een 20 ° C incubator, en laat ze eieren leggen voor 1d ( 'Dag 1' plaat).
- [Day2] Transfer P 0 op een nieuwe zaadjes plaat ( 'Day2' plaat).
- [Day3] Pick en dood P 0 op de 'Dag 2' plaat door ze te verbranden.
- [Day4] Oogst 30 zwangere jonge volwassen F 1 van de 'Dag 1' bord en zet ze op afzonderlijke platen (30 F 1 platen voor 'Dag 1').
- [Day5] Herhaal stap 3.4 voor de 'Dag 2' plaat (30 F 1 platen voor 'Dag 2').
- [Day7-9] Bekijk de abnormale morfologie en / of het gedrag van F 2 wormen in vergelijking met de WT stam (figuur 3A) in het kader van een standaard stereomicroscoop wanneer ze volwassen zijn.
OPMERKING: een erfelijke mutatie geeft ongeveer een kwart van wormen met hetzelfde fenotype onder F2 wanneer het recessieve hoge penetrantie. Echter, sommige mutanten langzaam groeien en / of tonen gedeeltelijke penetrantie. Daarom is het mogelijk dat minder dan een kwart van de mutanten kan worden gevonden op eenbord. - Pick wormen met zichtbare fenotypes individueel en controleer de erfelijkheid van het fenotype in de volgende generatie.
4. Voorbeeld van een extrachromosomaal transgenintegratie
- Injecteer het DNA van belang in CZ20310 juSi164 [Pmex-5-HIS-72 :: miniSOG-3'UTR (TBB-2) + Cb-unc-119 (+)] unc-119 (ED3) uiteenzetten en transgene wormen met een lage overdrachtssnelheid (10-30%) na een standaard injectie protocol 12,13.
LET OP: U kunt gevestigde extrachromosomaal arrays worden gekruist in de juSi164 stammen. Om genotypering voor juSi164 voorkomen, kan juSi164 heterozygoten worden gebruikt als P 0 hoewel efficiëntie kan worden verminderd. De genotyperingsmethode voor juSi164 wordt beschreven in hoofdstuk 5. - [Day1] Behandel ~ 20 transgene dieren als P 0 met blauw licht, zoals beschreven in stap 2.
OPMERKING: Meer P 0 wormen zijn naar gelang van de tr ansmission tarief. Transgenen kunnen worden geïdentificeerd door fenotypes of co-injectie marker 12,13. - Pick 10 gezond uitziende P 0 op afzonderlijke platen, bewaar ze in een 20 ° C incubator, en laat ze eieren leggen voor een paar dagen (P 0 platen)
- [Day4] Single uit 20 transgene F 1 wormen uit elk P 0 plaat op afzonderlijke platen en laat ze eieren leggen. (20 F 1 x 10 P 0 platen = 200 F 1 platen in totaal.)
- [Day7] Zoek F 1 platen met> 75% F 2 met transgenen.
- Pick vijf transgene dieren uit de> 75% overdrachtssnelheid F 1-platen (F 2 platen).
- [Dag 10] Houd F 2 platen met 100% overdrachtssnelheid als potentiële geïntegreerde lijnen.
- Outcross het potentieel geïntegreerd lijnen met behulp van een standaard procedure 10 om de Mendeliaanse segregatie te controleren en om potentiële achtergrond mutaties te verwijderen.
- Lyse 20 outcrossed F 2 wormen in lysisbuffer behulp van een standaard protocol 14.
- Voer PCR met de primers voor het inbrengen MosSCI 9, juSi164, (tabel 1) met een hybridisatietemperatuur van 58 ° C volgens een standaard protocol 14.
LET OP: Het is onnodig om unc-119 (ED3) genotype omdat unc-119 (ED3) door ongecoördineerde gedrag na het verwijderen van het redden van transgene (juSi164) in de volgende stappen 5.4 en 5.5 kan worden gedetecteerd. - Run agarosegelelektroforese 15 en onderzoekt de bandgroottes (tabel 1) bij de WT juSi164 vinden.
- Onderzoeken of de F2 nakomelingen wormen verlamd door de aanwezigheid van unc-119 (ED3).
- Als ongecoördineerde wormen gevonden in stap 5,4, één enkele nonuncoordinated wormen nonuncoordinated alle wormen in de volgende generatie te verkrijgen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
We voerden een voorwaartse genetische screen met CZ20310 juSi164 unc-119 (ED3) met behulp van 30 minuten blootstelling aan licht na het standaardprotocol in de afdelingen 2 en 3 beschreven onder 60 F 1-platen die overeenkomt met 120 gemutageniseerde haploïde genomen, vonden we 8 F 1 platen met F 2 wormen weergave zichtbaar fenotypes zoals lichaamsgrootte defect (Figuur 3B), ongecoördineerde beweging (figuur 3C), en volwassen dodelijkheid (Figuur 3D). We hadden geen verschil in het aantal mutanten tussen 'Dag 1' en 'Dag 2' platen opmerken. Alle nakomelingen van een honkslag kleine F 2 wormen en ongecoördineerde F 2 wormen toonde de overeenkomstige fenotypes, wat erop wijst dat ze erfelijk mutanten. De volledige waarneming wordt samengevat in Tabel 2. Gemiddeld zal een klonale scherm met 120 haploïde genomen resulteren in ongeveer 10 F 1 platen conTaining wormen met zichtbaar detecteerbaar fenotypes zoals lichaamsvorm en motoriek die gemakkelijk onder een stereomicroscoop gespot. Meer kwantitatieve analyse moet de mutatie snelheid precies 4 bepalen. Het verwachte aantal zichtbare mutanten van dit scherm suggereert dat de stam en de setup goed werken voor optogenetic mutagenese.
Figuur 1:. De LED Setup (A) Het hele systeem. De LED is gemonteerd op een op maat gemaakte houder. Details zijn te vinden in de lijst van materialen. (B) Het is gemaakt van kunststof. Het maakt het systeem niet volledig bedekken broei te voorkomen. (C) Controller en functie generator. (D) De achterzijde van het systeem. (E) Een ongeplaatste plaat met CuCl 2 -soaked filter papier voor blauw licht behandeling. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2:. Experimentele procedure voor een van klonen scherm na blauw licht behandeling, P 0 wormen worden overgebracht naar een zaadjes plaat en liet om eieren te leggen. P 0 wormen worden overgebracht naar een nieuwe zaadjes plaat 1 d na de lichtbehandeling en vermoord 2 d na de lichtbehandeling. F 1 wormen zijn uitgekozen uit de P 0 platen. Fenotypen van F 2 wormen worden onderzocht nadat ze volwassen zijn. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
10fig3.jpg "/>
Figuur 3: Voorbeeld van Mutants (A) Original stam voor optogenetic mutagenese. CZ20310 juSi164 unc-119 (ED3). Deze stam heeft een normale vorm van het lichaam, gedrag en broed grootte. Schaal bar: 0,5 mm. . (B - D) F 2 nakomelingen tonen lichaamsgrootte defect (B), ongecoördineerde (C), en dodelijke (D) fenotypes Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Tabel 1: Genotypering van juSi164 en unc-119 (ED3).
Tabel 2: Voorbeeld van Phenotypes frOM een van klonen Screen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Hier beschrijven we een gedetailleerde procedure van optogenetic mutagenese met behulp van His-MSOG tot uitdrukking in de kiembaan en geven een voorbeeld van een kleinschalige forward genetische screen. Vergeleken met standaard chemische mutagenese, deze optogenetic mutagenese werkwijze heeft verschillende voordelen. Ten eerste is het niet-toxisch, daarmee had het laboratoriumpersoneel verwijderd van toxische chemische mutagenen zoals EMS, ENU en trimethylpsoraleen met ultraviolet licht (TMP / UV). Ten tweede kan de experimentele procedure van mutagenese worden gebruikt voor een klein aantal van de P 0 dieren en kunnen worden afgewerkt binnen één uur. Ten derde, de optogenetic mutagenese levert een breed spectrum van mutaties, waaronder nucleotidesubstituties en chromosoom deleties. Tenslotte kan de optogenetic mutagenese worden gebruikt voor integratie van transgenen extrachromosomale.
De kritische stap in deze mutagenese protocol is dat de LED-opstelling werkt His-MSOG bevattende stammen in de exwachte efficiëntie. We raden aan het uitvoeren van een pilot-klonale scherm, zoals beschreven in het Protocol van 3, met ongeveer 100 haploïde genomen. De mutagenese is gemakkelijk schaalbaar van de kleinschalige pilot-schermen nonclonal schermen door het verhogen van het aantal P 0 voor de lichtbehandeling. Voor grootschalige nonclonal schermen, raden we het synchroniseren van de wormen om zwangere jonge volwassenen en het overdragen van honderden van hen met M9 oplossing op een CuCl 2 plaat voor lichte behandeling. Standaard condities beschreven in de stappen 2 en 3 wordt geschat op ongeveer 4,4 keer lager rendement dan de gebruikte 50 mM EMS-mutagenese methode 4 hebben. De mutaties kunnen worden verbeterd door het licht belichtingstijd en / of verhogen van de intensiteit van het licht. Toch kunnen deze wijzigingen fototoxiciteit veroorzaken en leiden tot kleine broedselgrootte en ziekte van licht-behandelde wormen. Om de efficiëntie te verhogen, kan het mogelijk zijn om miniSOG derivaten met een hogere opbrengst zoals ROSals miniSOG (Q103L), hoewel zij de achtergrond mutagenese effect zonder licht behandeling 16,17 kan verhogen. Voor de modificatie van het DNA-construct, het Pmex-5-HIS-72 :: miniSOG-3'UTR (TBB-2) plasmide (pCZ886) is commercieel verkrijgbaar.
Onder de hier beschreven omstandigheden, worden geïntegreerde transgenen gegenereerd op ongeveer één regel per 200 F 1 gemiddeld 4 bij het gebruik van een extrachromosomaal transgene stam met een transmissiesnelheid van 10 - 30%. Deze efficiëntie kan worden verhoogd door gebruik extrachromosomaal transgene stammen met hoge transmissiesnelheden zoals eerder beschreven voor werkwijze 18 UV-straling.
His-MSOG gemedieerde mutagenese optogenetic induceert mutaties in een groot aantal genen. Ook de frequentie van loci gewonnen uit de rpm-1 suppressor scherm met optogenetic mutagenese is vergelijkbaar met die van hetzelfde scherm met behulp van EMS 4. Het is echter moble dat optogenetic mutagenese onder toepassing van een histon-gen kan een voorkeur voor bepaalde genen, door onbekende factoren zoals chromatinestructuur. Om dit probleem aan te pakken, is het noodzakelijk om veel optogenetically geïnduceerde mutaties van whole genome sequencing analyseren.
His-MSOG optogenetic gemedieerde mutagenese veroorzaakt een breed spectrum van mutaties, waaronder enkele nucleotide substituties en deleties variëren van 1 bp tot enkele honderden bp 4. Het spectrum single nucleotide varianten stelt miniSOG geïnduceerde reactieve zuurstofsoorten zijn de oorzaak van de mutaties 4. Het is ook mogelijk dat miniSOG schade histon eiwitten en veroorzaakt instabiliteit chromatine omdat miniSOG wordt gebruikt om eiwitten en 19 inactiveren. Het is mogelijk om het type mutaties te manipuleren met behulp van licht met verschillende intensiteiten. Aangezien optogenetic mutagenese veroorzaakt deleties, is het belangrijk om deleties en enkele nucleotide veranderingen die analyserenle genome sequencing gegevens in kaart te brengen 20.
Eerder werd gemeld dat een epifluorescerende microscoop wordt gebruikt voor miniSOG-gemedieerde ablatie 21,22. De lichtintensiteit van een standaard epifluorescerende samengestelde microscoop werd gemeten als zijnde ~ 0,5 mW / mm2 zonder lens, die ongeveer 4 x hoger dan die van het standaard optogenetic mutagenese protocol. Aldus is het zeer wenselijk om de efficiëntie empirisch bepalen als een epi-fluorescentie microscoop als lichtbron. Een voordeel van de LED is de stabiliteit gedurende duizenden uren. Eerdere studies hebben aangetoond dat miniSOG potenter in ROS-gemedieerde ablatie onder pulsed light 22, alhoewel het exacte mechanisme te bepalen blijft. We gebruikten een digitale functie generator / versterker gepulseerd licht te maken. Een andere optie is om de lichtbron op een computer via een USB-TTL-interface (Figuur 1A) naar de LED li regulerenGHT door een programma. De LED systeem beschreven kunnen ook worden gebruikt voor andere doeleinden, zoals optogenetic controle exciteerbare cellen met behulp channelrhodopsin 23, cell ablatie behulp mitochondria- of celmembraan gerichte miniSOG 17,22 en chromofoor-Assisted Light Inactivering (CALI) van 19 eiwitten. Verder heeft deze optogenetic mutagenese heeft het potentieel om te worden toegepast op andere organismen, zoals bacteriën, gist, vlieg en zebravis, en zoogdiercellijnen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ultra High Power LED light source | Prizmatix | UHP-mic-LED-460 | 460 ± 5 nm |
| LED controller | Prizmatix | UHPLCC-01 | |
| Digital function generator/amplifier | PASCO | PI-9587C | PI-9587C is no longer available. The replacement is PI-8127. |
| BNC cable male/male | THORLABS | CA3136 | |
| USB-TTL interface | Prizmatix | Optional | |
| Photometer | THORLABS | PM50 and Model D10MM | |
| Filter paper | Whatman | 1001-110 | |
| Stereomicroscope | Leica | MZ95 | |
| NGM plate | Dissolve 5 g NaCl, 2.5 g Peptone, 20 g Agar, 10 µg/mL cholesterol in 1 L H2O. After autoclaving, add 1 mM CaCl2, 1 mM MgSO4, 25 mM KH2PO4(pH 6.0). | ||
| Lysis solution | 10 mM Tris(pH 8.8), 50 mM KCl, 0.1% Triton X-100, 2.5 mM MgCl2, 100 µg/mL Proteinase K |
References
- Jorgensen, E. M., Mango, S. E. The art and design of genetic screens: caenorhabditis elegans. Nat Rev Genet. 3 (5), 356-369 (2002).
- Kutscher, L. M., Shaham, S. Forward and reverse mutagenesis in C. elegans. WormBook. , 1-26 (2014).
- Collins, J., Saari, B., Anderson, P. Activation of a transposable element in the germ line but not the soma of Caenorhabditis elegans. Nature. 328 (6132), 726-728 (1987).
- Noma, K., Jin, Y.
- Cooke, M. S., Evans, M. D., Dizdaroglu, M., Lunec, J. Oxidative DNA damage: mechanisms, mutation, and disease. FASEB J. 17 (10), 1195-1214 (2003).
- Shu, X., et al. A genetically encoded tag for correlated light and electron microscopy of intact cells, tissues, and organisms. PLoS Biol. 9 (4), 1001041 (2011).
- Ruiz-Gonzalez, R., et al. Singlet oxygen generation by the genetically encoded tag miniSOG. J Am Chem Soc. 135 (26), 9564-9567 (2013).
- Pimenta, F. M., Jensen, R. L., Breitenbach, T., Etzerodt, M., Ogilby, P. R. Oxygen-dependent photochemistry and photophysics of "miniSOG," a protein-encased flavin. Photochem Photobiol. 89 (5), 1116-1126 (2013).
- Frokjaer-Jensen, C., et al. Random and targeted transgene insertion in Caenorhabditis elegans using a modified Mos1 transposon. Nat Methods. 11 (5), 529-534 (2014).
- Brenner, S.
- Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. An introduction to worm lab: from culturing worms to mutagenesis. J Vis Exp. (47), (2011).
- Berkowitz, L. A., Knight, A. L., Caldwell, G. A., Caldwell, K. A. Generation of stable transgenic C. elegans using microinjection. J Vis Exp. (18), (2008).
- Mello, C., Fire, A.
- Fay, D., Bender, A. Genetic mapping and manipulation: chapter 4--SNPs: introduction and two-point mapping. WormBook. , 1-7 (2006).
- Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C. Y., Kim, Y. H. Agarose gel electrophoresis for the separation of DNA fragments. J Vis Exp. (62), (2012).
- Westberg, M., Holmegaard, L., Pimenta, F. M., Etzerodt, M., Ogilby, P. R. Rational design of an efficient, genetically encodable, protein-encased singlet oxygen photosensitizer. J Am Chem Soc. 137 (4), 1632-1642 (2015).
- Xu, S., Chisholm, A. D. Highly efficient optogenetic cell ablation in C. elegans using membrane-targeted miniSOG. Sci Rep. 6, 21271 (2016).
- Mariol, M. C., Walter, L., Bellemin, S., Gieseler, K. A rapid protocol for integrating extrachromosomal arrays with high transmission rate into the C. elegans genome. J Vis Exp. (82), (2013).
- Lin, J. Y., et al. Optogenetic inhibition of synaptic release with chromophore-assisted light inactivation (CALI). Neuron. 79 (2), 241-253 (2013).
- Minevich, G., Park, D. S., Blankenberg, D., Poole, R. J., Hobert, O. CloudMap: A Cloud-Based Pipeline for Analysis of Mutant Genome Sequences. Genetics. 192 (>4), 1249-1269 (2012).
- Qi, Y., Xu, S.
- Qi, Y. B., Garren, E. J., Shu, X., Tsien, R. Y., Jin, Y. Photo-inducible cell ablation in Caenorhabditis elegans using the genetically encoded singlet oxygen generating protein miniSOG. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (19), 7499-7504 (2012).
- Nagel, G., et al. Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Curr Biol. 15 (24), 2279-2284 (2005).
