Introduction
Koronare Herzerkrankungen und deren Komplikationen gehören zu den führenden Todesursachen weltweit. Aktuelle Therapiestrategien konzentrieren sich auf die Wiederherstellung des Blutflusses, entweder durch die verengte Gefäß dilating oder durch einen Bypass zu schaffen. Koronaren Bypass-Operation (CABG) Venentransplantaten wurde erstmals im Jahr 1968 beschrieben und wurde im Laufe der Jahre verfeinert. Abgesehen von der Revaskularisierung des linken vorderen absteigenden Koronararterie, Vena saphena Leitungen werden am häufigsten 1 verwendet. Allerdings bleibt Graft Durchgängigkeit die Achillesferse der Vena saphena-Transplantate (SVG). Ein Jahr nach der Operation, ist Graft Durchgängigkeit 85% und fiel auf 61% nach zehn Jahren 2,3. Die Enthüllung der pathophysiologischen Mechanismen und Ursachen für den Verlust SVG Durchgängigkeit ist daher eine wichtige Aufgabe.
Dieses Video zeigt eine Ratte Vene Zwischen Modell Venentransplantatverlust zu untersuchen. Die allgemeinen Ziele dieser Methode sind die zugrunde liegenden pathobiologischen zu erkundenund Physiologische Prozesse während der Krankheitsprogression und ein geeignetes Modell für Arzneimittel oder therapeutische Option Tests zu entwickeln. die V. epigastrica superficialis in das arterielle System, dieses Modell ahmt die klinische Einstellung der koronaren Bypass-Operation durch Transplantation. Chirurgische Trauma, Ischämie und Wandspannung sind wichtige Auslöser der pathologischen Gefäßveränderungen und werden im Modell beschrieben nachgeahmt.
Verschiedene Modelle und Arten sind vorhanden Venentransplantat Durchgängigkeit Verlust zu untersuchen. Großtiermodellen, wie Schweine 4, Schafe 5, 6 Hunden und Affen 7 ähneln menschlichen Gefäßes und anatomischer Strukturen und so komplexe therapeutische Strategien, wie beispielsweise Bypass - Stenting oder neue chirurgische Techniken zu ermöglichen, werden 8 getestet. Allerdings spezielles Gehäuse, Ausrüstung und Personal erforderlich sind. Darüber hinaus hohe Kosten und die Notwendigkeit für eine zusätzliche Anästhesist während eines chirurgischen Eingriffs zu behindern ihre breitere Anwendung. Smalle Tiere, einschließlich Ratten, sind einfach nicht spezielles Gehäuse zu handhaben, benötigen, und haben überschaubaren Kosten. Im Vergleich zu Maus - Modellen 9,10 haben Rattenmodelle den Vorteil der besseren Handhabbarkeit und damit weniger Variabilität in den Ergebnissen. Ratten sind physiologisch und genetisch ähnlich wie beim Menschen als Mäuse 11,12. Zudem sind die meisten Wildtyp - Mäusen entwickeln nur begrenzte myointima 13, die Mausmodelle machen anfällig II Fehler zu geben. Die Histologie der Hauptmaus Venen, wie die inferior vena cava, besteht nur aus wenigen Zellschichten und rendert frühzeitige Bewertung schwierig 13. Ein weiterer Nachteil ist die geringe Menge an Gewebe für eine nachfolgende Analyse nach Graft Genesung.
Das Modell in diesem Video beschrieben ist reproduzierbar, kostengünstig und einfach durchzuführen, und es kann schnell und zuverlässig hergestellt werden. Es eignet sich besonders für teure experimentelle therapeutische Mittel, wie virale Vektoren Auswertenfür die Gentherapie, in wirtschaftlicher Weise.
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Protocol
Die Tiere erhielten humane Pflege im Einklang mit dem Leitfaden für die Grundsätze von Labortieren, hergestellt durch das Institut für Labortierressourcen und durch die National Institutes of Health veröffentlicht. Alle Tier Protokolle wurden von der zuständigen Behörde ( "Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz) Hamburg") zugelassen.
1. Animal Care
- Erhalten Lewis-Ratten (LEW / GRL) Ratten und ROSA / Luciferase-LEW transgenen Ratten 300-350 g vom Institut für Labortiere wiegen.
- Halten Sie die Ratten unter üblichen Bedingungen in belüfteten Schränken und füttern sie Standard-Rattenfutter und autoklaviert Wasser ad libitum.
- Führen Sie eine Graft-Transplantation die ROSA / Luciferase-LEW transgenen Ratten als die Spender und die syngenen LEW / Crl Ratten als Empfänger verwendet wird.
2. Herstellung des Donor-Ratte
- Verwenden Sie ein inductIonenkammer eine Ratte mit Isofluran (2,5-3%) zu betäuben.
- Legen Sie die Ratte auf den Rücken und halten die Anästhesie mit einer Gesichtsmaske für den Mund und Nase. Achten Sie auf ausreichende Narkosetiefe durch die Hinterfüße Kneifen und Überprüfung der Abwesenheit von Reflexen. Tragen Sie etwas Tierarzt Salbe in die Augen Trockenheit zu verhindern, während der Narkose.
- Verbreiten Sie die Hinterbeine und fixieren ihre Position Klebeband.
- Rasieren Sie den Leisten Haare mit einem Haarschneider und desinfizieren Sie die gesamte Fläche mit Povidon-Iod, gefolgt von 80% Ethanol. Wiederholen Sie den Desinfektionsschritt zweimal.
HINWEIS: Der OP-Bereich, Gaze und chirurgische Instrumente sollten sterilisiert werden. Halten Sie einen sterilen Bereich während des gesamten Verfahrens und tragen Einweg, sterile OP-Handschuhe, Masken und Kappen. - Unter einem Mikroskop, einen vertikalen Schnitt entlang der linea inguinalis zuführen. Verwenden Sie zwei Pinzette vorsichtig die subkutanen Gewebe trennen und die V. epigastrica superficialis von seinem ori aussetzenGin auf die Oberschenkelvene. Sorgfältig isolieren die V. epigastrica superficialis aus den umliegenden Geweben.
- Stopp des Blutflusses in der oberflächlichen Vene epigastric unter Verwendung von zwei Mikroschellen.
- Ernte eine etwa 0,5 bis 1 cm-Segment der Vene durch vorsichtiges die isolierte Ader mit einer Pinzette Heben und Schneiden durch das Gefäß mit Mikroscheren. Lassen Sie die Mikroklammern auf dem Schiff Stumpf den Blutverlust zu verhindern. Legen Sie die entnommene Stück Vene auf steriler Gaze. eine 30-G-Nadel innerhalb eines Endes des geernteten Vene vorsichtig platzieren und das Gefäß mit Heparin (50 Einheiten / ml) spülen.
HINWEIS: Behandeln Sie die Vene mit Sorgfalt und Vermeidung von Schäden beim Heben, Schneiden und Spülung. Stellen Sie sicher, das Transplantat mit der richtigen Menge an Heparin zu spülen. - Halten Sie das Gefäßsegment in 1% Lidocain auf Eis bis zur Transplantation in den Empfänger Ratte einen Gefäßspasmen zu verhindern.
- Euthanize die Spender Ratte nach der Anästhesie bis 5% Isofluran erhöht. Nach 2-3 min, open den Bauch entlang der linea alba, schneiden durch die Membran, und entfernen Sie das Herz-Kreislauf zu stoppen.
3. Vorbereitung der Empfängerratte
- Anästhesieren und die Empfängerratte in der gleichen Weise wie der Spenderratte fixieren.
- Rasur die mediale Seite der Schenkel mit einem Haarschneider und desinfizieren dreimal mit Povidon-Jod und 80% Ethanol.
- Überwachen Sie die Tiefe der Anästhesie und sicherzustellen, dass es durch die Überprüfung das Fehlen von Reflexen ausreichend ist, wenn die Hinterfüße Kneifen.
- Führen Sie eine mittlere Oberschenkel Schnitt vom Knie bis zur Leistenbeuge. Unter dem Mikroskop benutzen 2 Zange die Femoralarterie von der Umgebung zu trennen.
- Verwenden Sie Mikro Klammern um den Blutfluss zu stoppen. Legen Sie die proximale Klemme zuerst durch die distale Klammer gefolgt.
- Schneiden Sie ein kurzes Segment der geklemmten Femoralarterie mit Mikroschere aus und entsorgen. Verkürzen Sie die verbleibenden arteriellen Stumpf mit Mikroschere, eine Lücke zu schaffen, ist1-2 mm größer als die Vene Graft. Spülen Sie den arteriellen Stumpf mit Heparin eine 30 G Nadel.
HINWEIS: Wenn die Adventitia geringfügig über den Gefäßstumpf ragt, Zangen verwenden Sie es über das Ende des Schiffes leicht zu ziehen und ein Stück entfernen. - Legen Sie die geernteten Vene aus Schritt 2.8 zwischen den arteriellen Stümpfe und die Länge so einstellen, dass sie in geeigneter Weise in den Spalt passt. Beachten Sie die Richtung der Vene.
- Führen Sie die proximale Anastomose zuerst eine 10-0 Prolene Naht verwendet wird. Führen Sie einzelne Stiche in der angegebenen Reihenfolge (Abbildung 1D). Beginnen mit einer Naht auf jeder lateralen Seite, bevor sie auf der Bauchseite drei Fäden hinzugefügt wird. Danach legen drei Maschen auf der dorsalen Seite des Schiffes die Anastomose zu vervollständigen.
- Verbinden Sie die distale Gefäße mit dem Transplantat mit der gleichen Technik wie für die proximale Anastomose beschrieben in Schritt 3.8. Wieder mit einer Naht auf jeder Seite beginnen und dann auf der ventralen sid drei Nähte platzierene und der dorsalen Seite.
- Legen Sie zwei 1-ml-Spritzen mit Fibrinkleber Komponente 1 und 2. Heben Sie vorsichtig das Transplantat mit einer Pinzette und fallen etwa 100 ul Fibrinkleber Komponente 1 unter dem Transplantat, gefolgt von Komponente 2.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Komponenten 1 und 2 in einem 1 angewendet werden: 1-Verhältnis. - Legen Sie das Transplantat wieder in seine Position und fallen weitere 100 & mgr; l der Komponenten 1 und 2 auf der Oberseite des Transplantats. Achten Sie darauf, dass der Klebstoff sowohl das Transplantat und die Anastomose abdeckt, um Anastomoseninsuffizienzen und Überdehnung der Vene Transplantat zu verhindern.
- Öffnen Sie vorsichtig die distale Klammer, durch die proximalen gefolgt.
- Bestätigen einer erfolgreichen Operation durch einen sichtbaren Impuls in der transplantierten Vene und Arterie distal des Transplantats zu überprüfen.
- Überschüssiges Klebstoff, der Hautverschluss verhindert. Verwenden einer Pinzette, um das gehärtete Klebstoff zu heben und den Überschuss mit Mikroschere entfernen. Schließen Sie die Hautschichten mit 5-0 Prolene Fäden.
- Injizieren 4-5 mg / kg Carprofen subkutan, bevor der Ratte zu wecken. Nicht das Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedergewonnen hat. Halten Sie das Tier in einem Käfig, bis es vollständig zurückgewonnen wird.
- In Metamizol dem Trinkwasser (50 mg Metamizol pro 100 ml) als Schmerzmittel für die folgenden 3 Tage und überwachen täglich das Tier.
4. Duplex-Sonographie
HINWEIS: Verwenden Sie duxplex Sonographie Blutfluss nicht-invasiv in Ratten 14 sichtbar zu machen.
- Betäuben eine Ratte in einer Induktionskammer (Isofluran 2%). Legen Sie die Ratte auf den Rücken und halten Anästhesie mit einer Gesichtsmaske bedeckt die Nase.
- Verwenden Sie Haarschneidemaschinen und Enthaarungscreme die Haare um den Bereich des Oberschenkels zu entfernen.
- Bewerben Ultraschall-Gel auf den Oberschenkel. Stellen Sie sicher, dass es keine Luftblasen. Erwerben Duplexsonographie Bilder eine MS 400 Wandler mit (Mittenfrequenz: 30 MHz) mit einer Bildrate von 230 bis 400 Bilder / Sek.
5. Histopathologie
HINWEIS: Ernte und färben das Gefäß mit Masson Trichrom Färbung für morphometrische Analyse 15.
- Befestigen Sie das entnommene Gefäß in 4% Paraformaldehyd über Nacht und entwässern es in Konzentrationen von Ethanol zu erhöhen. Einbetten der Probe in Paraffin und schneiden Sie es in 5 & mgr; m dicke Scheiben mit einem Mikrotom.
HINWEIS: Paraformaldehyd ist giftig und sollte mit besonderer Sorgfalt behandelt werden. - Entparaffinieren Dias vor ihnen mit Trichromfärbung Lösung Färbung. Entwässern die gefärbten Objektträger, deaktivieren Sie sie mit Xylol und montieren sie Medium bei der Montage. Nachdem die Folien Trocknen sehen Sie die Proben mit einem Mikroskop.
6. Biolumineszenz-Bildgebung (BLI)
HINWEIS: Die postoperative Transplantat wurde im Laufe der Zeit in vivo verfolgt durch Biolumineszenz - Messsignal 16.
- Man löst 1 g D-Luciferin-Kaliumsalz in 22 ml PBS und injizieren sie intraperitoneal in der Ratte (375 mg / kg Körpergewicht). Warten Sie 15 min für das Luciferin in dem Tier zu zirkulieren.
- Legen Sie die Ratte in einer Echtzeit-Biolumineszenz-Quantifizierungssystem und auf das Biolumineszenz-Signal.
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Representative Results
Die Ratte Vene Zwischen Modell geeignet ist, die Entwicklung von myointima Hyperplasie und Venentransplantatversagen zu untersuchen. Tiere erholen gut von der Operation und zeigen eine hervorragende körperliche Verfassung nach der Operation. Abbildung 1 zeigt die wichtigsten Operationsschritte. Nach dem Hautschnitt entlang der linea inguinalis sind die epigastric oberflächliche Vene und Arteria femoralis (Abbildung 1A) identifiziert. Ernten des Transplantats sollte sorgfältig durchgeführt werden, ohne dass das Transplantat (Abbildung 1B) zu beschädigen, da dies zu einer frühen Transplantatversagen und Durchgängigkeit Verlust führen kann. Nach dem Positionieren des Transplantats im Empfängertier (Abbildung 1C), Anastomose Stiche werden in der gezeigten Reihenfolge in 1D durchgeführt. Die fertige venösen Zwischen Transplantat erscheint blass (Abbildung 1E) und sollte rot werden und zeigen Pulsieren nach Reperfusion (1F).
Die erfolgreichen Integrati auf der Vene in die Durchgängigkeit Femoralarterie und Transplantat nach der Transplantation kann nicht-invasiv mit Duplexsonographie (2A) bestätigt werden. Durch die Transplantation können die Vene eines Luc-positive Ratte in einem syngenen Luc-negativen Ratte, Biolumineszenz - Bildgebung verwendet werden , um Transplantat Präsenz im Laufe der Zeit (2B) zu überwachen.
Myointima Hyperplasie entwickelt progressiv im Transplantat im Laufe der Zeit. Histologischer Färbung mit Masson Trichrom zeigt myointima Bildung im Inneren der inneren elastischen Lamina (Abbildung 2C). Die Berechnung der luminalen Obliteration, (die Querschnittsfläche des Lumens durch die Fläche innerhalb der Lamina elastica interna Dividieren) ergab einen allmählichen Verlust der Transplantatdurchgängigkeit von Tag 7 bis Tag 28 nach dem chirurgischen Eingriff, wodurch die reproduzierbaren Dynamik myointima Hyperplasie Bestätigung in diesem Rattenmodell (2D).
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Abbildung 1: Detaillierte Schema des chirurgischen Eingriffs. (A) Anatomie der Leistengegend. (B) Ernten der epigastric oberflächliche Venentransplantat. (C) Platzieren des Venentransplantat zwischen den arteriellen Stümpfe des Empfängertieres. (D) Reihenfolge der Anastomose Stiche. (E) Website nach der venösen Transplantat Konstruktion. (F) Website nach der Reperfusion des venösen Zwischen Transplantat. Schwarze Pfeile markieren die epigastric oberflächliche Vene. Der Maßstabsbalken = 5 mm. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 2: Charakterisierung des Tiermodells. (A) Duplexsonographie eines venösen Zwischen immed pfropfen iately nach der Transplantation (0d) und 28 Tage nach der Operation (28d). (B) BLI von Luc-positiven Transplantate transplantiert in Luc-negativen Ratten bei 0 und 28 Tagen nach der Operation. (C) Repräsentative Graft Querschnitte nach Tagen geerntet 7, 14, 21 und 28 und gefärbt mit Masson Trichrom. (Oberes Feld: der Maßstabsbalken = 400 & mgr; m; Unteres Feld: der Maßstabsbalken = 100 & mgr; m) (D) Luminal Verödung in Prozent wird berechnet, indem die neuen inneren Lumen aus den ehemaligen Lumen berechnet. Unterschiede zwischen den Gruppen wurden durch Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) mit Bonferroni post-hoc-Test beurteilt. p <0,01. Die Fehlerbalken sind die Standardabweichung (SD). Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
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Ergänzende Datei 1: Schematische Darstellung des chirurgischen Eingriffs. Ein vertikaler Schnitt entlang der linea inguinalis auf der Spenderratte durchgeführt, die epigastrica Vene freigelegt wird. Blutfluss ist mit zwei Mikroklammern gestoppt und ein Venensegment 0,5-1,0 cm lang geerntet. In der Empfängerratte wird eine mittlere Oberschenkel Inzision durchgeführt, die Oberschenkelvene, Arterie und Nerven auszusetzen. Nach der Femoralarterie Klemm wird ein Gefäßsegment entfernt und durch die geernteten Venentransplantat ersetzt. Bitte klicken Sie hier Supplemental Datei 1 (oder Rechtsklick zum Herunterladen) anzuzeigen.
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Discussion
Dieses Video zeigt eine Ratte Vene Zwischen Modell Venentransplantatverlust zu untersuchen und für die Erforschung der zugrunde liegenden pathologischen Prozesse und die Erprobung neuer Medikamente oder Therapieoptionen zu ermöglichen.
Anästhesie ist ein entscheidender Aspekt der chirurgischen Verfahren. Eine kontinuierliche inhalative Anästhesiesystem wird empfohlen, da dies eine sichere und einfache Methode ist, vor allem bei längeren Operationen. Dies kann während der Trainingsphase von großer Bedeutung sein, wenn der Betrieb mehr als 1 h dauert.
In Bezug auf das chirurgische Verfahren ist es wichtig , nicht die Venentransplantat während der Ernte und die Implantation 17 zu beschädigen. Greifen der Adventitia des Schiffes kann zu Schäden an der Vene Transplantat zu verhindern und die anschließende Thrombusbildung und Transplantatversagen zu vermeiden. Graft Durchgängigkeit kann sofort bestimmt werden, nachdem Graft Konstruktion durch die Beobachtung des Blutflusses Vene und der Pulsation in der Venentransplantat oder distal Arterie, sowie durch Duplex-Sonographie.
Ein weiterer kritischer Aspekt des Verfahrens ist es, die Überdehnung des Venentransplantat zu verhindern. Plötzliche Belichtung des Venentransplantat zu dem arteriellen Drucksystem führt zu einer erhöhten Wandspannung, anschließende Überdehnung und Änderungen der Strömungsmuster. Dies sind Quellen von Thrombose, Anastomoseninsuffizienzen und frühen Transplantatversagen. Die Unterstützung der Venentransplantat mit Fibrinkleber kann zu einer unkontrollierten Ballon verhindern und die Intima und Medien vor mechanischer Zerstörung zu schützen. Resorbierbaren Kollagen - Abdeckungen sind eine Alternative zu Fibrinkleber und kann verwendet werden als perivenösen 18 abdeckt.
Der wichtigste Schritt in diesem Protokoll ist zweifellos die Anastomose zwischen der Vene Transplantat und der Arterie. Muss darauf geachtet werden, daß die beiden Wände des Gefäßes zu durchstoßen, da dies zur Verengung der Anastomose führen wird, die in einem frühen Versagen des Transplantats führen kann. Darüber hinaus werden spezielle attention muss die Lokalisierung von Nähten gezahlt. Kongruenz der Nahtpositionen in der Arterie und Vene sorgt für Durchgängigkeit Transplantat und verhindert Insuffizienz. Dargestellt in Figur 1D Um dies zu erleichtern, Nähte können in der Reihenfolge durchgeführt werden.
Der Grad der technischen Schwierigkeit kann als Einschränkung der Technik angesehen werden, da ein Neuling zunächst vertraut mit der mikro Ausrüstung und die kleinen Größen der anatomischen Strukturen werden müssen. Allerdings verwendet, um andere Modelle zeigen die gleichen Schwierigkeiten, und wir glauben, dass dieses Video unerfahrene Chirurgen helfen, diese Technik in kurzer Zeit zu meistern.
Zahlreiche kleine Tiermodelle für haben Venentransplantatversagen wurde in der Literatur beschrieben. Allerdings bieten die meisten Modelle nur sehr geringe Mengen von Gewebe für die Analyse 13. Ein Vorteil dieses Verfahrens ist die vergleichsweise große Menge an Gewebe, das erhalten werden kann. Ein Transplantat kann in mehrere Teile aufgeteilt werden einnd für verschiedene Tests verwendet, wodurch die Anzahl der Versuchstiere zu reduzieren erforderlich.
Jüngste Fortschritte in der Zinkfinger - Nuclease - Technologie ermöglicht die Erzeugung von Knockout - Ratten 19. Durch die Auswahl geeigneter Knock-out-Ratten können Transplantat Durchgängigkeit Verlust in verschiedenen Krankheitszuständen untersucht werden. So kann beispielsweise Ratten - Renin - knockout verwendet werden Hypertension 20 zu studieren. Diese genetischen Hintergründe können mit diesem Tiermodell kombiniert werden, um Informationen über die Mechanismen der Venentransplantatversagen in verschiedenen Einstellungen oder über die Auswirkungen bestimmter Gene in der Entwicklung von myointima Hyperplasie aufzulesen.
Abschließend ist das Modell in diesem Video beschrieben reproduzierbar, kostengünstig und einfach durchzuführen, und es kann schnell und zuverlässig hergestellt werden. Myointima Hyperplasie, die die Hauptursache von Venentransplantatversagen ist, entwickelt sich schnell mehr als vier Wochen, was zu einer progressiven luminalen Auslöschung. Erfolgreich getestet BehandlungOptionen in diesem Modell kann weiter in großen Tiermodellen bestätigt werden.
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Acknowledgments
Die Autoren danken Christiane Pahrmann für ihre technische Unterstützung. Diese Studie wurde von der Deutschen Stiftung für Herzforschung (F / 28/14) finanziert. DW wurde vom Travel Award von der International Society for Heart and Lung Transplantation unterstützt. TD erhielt die Else Kröner Exzellenzstipendium von der Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS erhielt ein Forschungsstipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD und SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rat LEW/Crl | Charles River | Stock number 004 | |
| Rat LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk |
Institute of laboratory animals, Kyoto University, Japan | NBPR rat number 0299 | http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/ |
| PFA 4% | Electron Microscopy Sciences | #157135S | 20% |
| hair clipper | WAHL | 8786-451A ARCO SE | |
| Forene | AbbVie | PZN 10182054 Art.Nr.: B506 | Isoflurane |
| microsurgical clamp | Fine Science Tools | 18055-04 | Micro-Serrefine - 4 mm |
| clamp applicator | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| hair removal creme | Rufin cosmetic | 27618 | |
| Povidone-Iodine | Betadine Purdue Pharma | NDC:67618-152 | |
| 10-0 Ethilon suture | Ethicon | 2814G | |
| 5-0 prolene suture | Ethicon | EH7229H | |
| Rimadyl | Pfizer | 400684.00.00 | Carprofen |
| Novaminsulfon | Ratiopharm | PZN 03530402 | Metamizole |
| Heparin | Rotexmedica | PZN: 3862340 | 25.000 I.E./ ml |
| Xylocain 1% | AstraZeneca | PZN: 1137907 | Lidocain |
| EVICEL | J&J Med.Ethicon Biosur | PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE | fibrin glue |
| NaCl 0.9% | B.Braun | PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160 | |
| Vevo 770 high-resolution in vivo micro-imaging system | VisualSonics | duplex sonography | |
| Ecogel 100 ultrasound gel | Eco-med | 30GB | |
| D-Luciferin Firefly, potassium salt | Biosynth | L-8220 | |
| PBS pH 7.4 | Gibco | 10010023 | |
| Xenogen Ivis 200 | Perkin Elmer | bioluminescence imaging | |
| Weigerts iron hematoxylin Kit | Merck | 1.15973.0002 | Trichrome staining |
| Resorcine-Fuchsine Weigert | Waldeck | 2.00E-30 | Trichrome staining |
| Acid Fuchsin | Sigma-Aldrich | F8129-25G | Trichrome staining |
| Ponceau S solution | Serva Electrophoresis | 33427 | Trichrome staining |
| Azophloxin | Waldeck | 1B-103 | Trichrome staining |
| Molybdatophosphoric acid hydrate | Merck | 1.00532.0100 | Trichrome staining |
| Orange G | Waldeck | 1B-221 | Trichrome staining |
| Light Green SF | Waldeck | 1B-211 | Trichrome staining |
| Vitro-Clud | Langenbrinck | 04-0001 | |
| Glacial Acetic Acid | Sigma-Aldrich | 537020 | |
| 37% HCl | Sigma-Aldrich | H1758 | |
| Xylene | Th. Geyer | 3410 | |
| Paraffin | Leica biosystems | REF 39602004 | |
| Ethanol absolute | Th. Geyer | 2246 | |
| Ethanol 96% | Th. Geyer | 2295 | |
| Ethanol 70% | Th. Geyer | 2270 | |
| Slide Rack | Ted Pella | 21057 | |
| Staining dish | Ted Pella | 21075 | |
| Bepanthen Eye and Nose ointment | Bayer | 1578675 | Eye ointment |
References
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