Summary
Questo studio descrive un di imaging basata su test di micro-neutralizzazione per analizzare le relazioni antigeniche tra virus. Il protocollo impiega uno scanner piano ed ha quattro fasi, tra cui la titolazione, la titolazione quantificazione, neutralizzazione, e la neutralizzazione quantificazione. Il test funziona bene con corrente circolante pdm09 influenza A (H1N1), A (H3N2), e virus B.
Introduction
Micro-neutralizzazione (MN) saggi sono utilizzati in virologia per la determinazione quantitativa di anticorpi neutralizzanti e di attività antivirale. Come alternativa di inibizione emoagglutinazione (HI) saggi, saggi MN in grado di superare gli effetti non antigeniche influenzati dai cambiamenti di affinità di recettoriale in virus influenzali, che possono complicare l'interpretazione dei risultati HI 1,2,3. Fino a poco tempo, la maggior parte dei saggi di MN sono stati basati su effetti citopatico (CPE) o metodica immunoenzimatica (ELISA) 4,5. Saggi MN basate sulla riduzione della messa a fuoco e la placca sono stati sviluppati nel 1990 6,7,8. saggi di riduzione delle placche si basano sul conteggio targhe visibili da quantificare infettività. Tuttavia, conta visive coprono solo grandi placche che sono risolvibile occhi umani, anche se la maggior parte delle placche sono piccole e invisibili per molti virus che circolano correnti. Questa copertura incompleta può causare variazioni significative tra gli esaminatori e tra gli esperimenti, che porta a Irisultati ncomparable. È anche possibile utilizzare il metodo quando alcuni virus mostrano infezione abortiva di singole cellule o molto piccole placche.
La risoluzione poveri conteggio può essere migliorata con l'introduzione di un protocollo di imaging basata. Con i progressi della tecnologia, la microscopia ottica e high-throughput lettori ben piastre in grado di fornire i mezzi precisi per contare le cellule infette 9. Sotto un microscopio trans-illuminato, cellule infettate taggati con alcuni marcatori possono essere visualizzati con il loro assorbimento o fluorescenza contrasto con risoluzione sub-cellulare. Un campione può essere quindi analizzato sullo schermo del computer.
Sfortunatamente, a causa della limitazione del campo di vista, più di cento immagini affiancate necessari per coprire un singolo pozzo. Analizzando una piastra con 96 pozzetti richiederebbe l'immagine e l'elaborazione di circa diecimila immagini. Tale processo laborioso è lunga e costosa, e la risoluzione acquisita è nei generil inutili per la caratterizzazione di routine delle infezioni virali. Laboratori con un budget limitato possono trovare che l'approccio costruito intorno uno scanner piano prevede un costo-efficacia, high-throughput alternativa.
In questo articolo, descriviamo un test MN riduzione delle placche perfezionato che è adatto per la caratterizzazione antigenica di un gran numero di virus e per misurare quantitativamente attività antivirali e anticorpi di neutralizzazione. Il test ha diversi vantaggi: in primo luogo, si tratta di un test di imaging-based che è in grado di misurare infezioni da virus a livello cellulare, indipendentemente dalle dimensioni della placca. Contando la popolazione cellulare infettata totale (ICP) all'interno di un pozzo aumenta notevolmente la sensibilità di rilevamento, rendendo possibile caratterizzare i virus a bassa infettività. In secondo luogo, una titolazione quantitativa più accurata è introdotto prima della neutralizzazione per determinare la quantità di virus in ingresso. Il virus di ingresso quantitativa riduce significativamente il variazione tra i diversi esperimenti e rende i risultati più comparabili tra laboratori. In terzo luogo, titoli di neutralizzazione possono essere determinati direttamente analizzando le immagini, rendendo la quantificazione rapida e user-friendly. Infine, il protocollo prevede un costo-efficacia e high-throughput alternativa con la risoluzione e la precisione richiesta. La quantificazione è basata su uno scanner piano e software di elaborazione dati libera. L'intero setup ha un ingombro ridotto ed è implementabile nella maggior parte dei laboratori.
Il protocollo presentato in questo documento si compone di quattro fasi principali, tra cui titolazione del virus, la titolazione quantificazione, neutralizzazione del virus, e la neutralizzazione quantificazione. Virus titolazione è un esperimento preparazione che determina la quantità di virus in ingresso da utilizzare in neutralizzazione. Durante una titolazione, un numero di concentrazioni virali sono applicati ai monostrati di cellule in una piastra da 96 pozzetti. Le cellule infette sono poi quantificati nella sezione 2. La diluizione viralezione che produce il 20% -85% ICP viene a sua volta applicato come virus di ingresso alla neutralizzazione corrispondente sezione 3. I titoli del protocollo di neutralizzazione vengono quantificati utilizzando la sezione 4. Gli esperimenti che hanno seguito i protocolli di cui sopra sono presentati nelle Rappresentante dei risultati. Il test è stato testato a fondo nel corso degli ultimi due anni con la maggior parte degli attuali virus influenzali circolanti, come A (H1N1) pdm09, A (H3N2), e virus B. I risultati della caratterizzazione virus dell'influenza sono stati inclusi nelle relazioni per la riunione di consultazione dell'OMS che ha dato dei consigli su vaccini antinfluenzali per l'uso nel sud del mondo nel 2016 e nell'emisfero settentrionale nel 2016-2017.
Protocol
NOTA: Il livello di biosicurezza (BSL) per il seguente protocollo è BSL 2 per i virus dell'influenza stagionale e BSL 3+ per i potenziali virus influenzali pandemici. titolazione virale è richiesto in anticipo di un esperimento di neutralizzazione per decidere la concentrazione virale del controllo virale (VC).
1. Virus Titolazione
NOTA: A seconda del numero di virus e il numero di duplicati, una piastra ben può essere impostato con i seguenti flessibilità: (1) La diluizione virale può essere disposti sia lungo le righe o colonne (Figura 1). Ogni virus dovrebbe occupare una riga / colonna separata. (2) L'incremento di diluizione virale è flessibile, ma dovrebbe iniziare con la più alta concentrazione virale nell'angolo in alto a sinistra. (3) Non vi è alcun limite al numero di duplicati.
NOTA: Madin Darby rene canino (MDCK) e MDCK-SIAT1 cellule (SIAT) sono stati gentilmente forniti dal Dr. M. Matrosovich, Marburg, Germolti 10. cellule SIAT sono cellule MDCK stabilmente trasfettate con il CMP-N-acetylneuraminate umana: gene beta-galattoside α-2,6-sialyltransferase per una maggiore espressione di acido sialico (SA) oligosaccaridi α2-6Gal-terminati.
- Cellule aliquote sufficienti MDCK o cellule MDCK-SIAT 8 in piastre da 96 pozzetti (200 pl / pozzetto). Incubare le cellule a 37 ° C con 5% di CO 2 per 2 o 3 giorni per raggiungere la confluenza. Propagare le cellule in DMEM supplementato con 10% inattivato al calore siero fetale di vitello (FCS) e antibiotici (100 U / ml di penicillina e 100 ug / ml di streptomicina). Incubare le cellule SIAT a 37 ° C con 5% di CO 2 e 1 mg / ml G418 solfato.
NOTA: Il fattore di diluizione dipende esperienza e la linea cellulare utilizzato. Il monostrato cellulare deve essere confluenti (cioè, senza parete cellulare o lo schema visibili cellule MDCK e un layout fitto per le cellule MDCK-SIAT1) al momento dell'inoculazione virus. Esempi di diluizioni basano susubcultura dei flaconi confluenti di cellule MDCK o MDCK-SIAT1 sono riportati nella tabella 1. - Lavare le cellule 3 volte con 200 ml di terreno di coltura dei virus (VGM) per pozzetto. Sterilizzare la rondella targa alveolare con il 70% EtOH per 30 minuti, e poi sciacquare in sterili PBS (PBS) o VGM prima del lavaggio.
- Aspirare il VGM e subito aggiungere 50 ml di VGM in ogni pozzetto.
- Aggiungere 900 pl di VGM a ciascuno dei 6 tubi sterili (o meno, a seconda del numero di virus di prova e duplicati). Dispensare 100 ml di virus nel primo tubo, mescolare bene, e in serie diluire, cambiando le punte tra ogni diluizione. Ripetere l'operazione per ogni virus da titolare.
NOTA: Questo darà diluizioni di virus di 10 -1 a 10 -6. - Aggiungere 50 ml di ciascuna diluizione virus, partendo dalla diluizione massima (1 x 10 -5 in figura 1), nei pozzetti duplicati (colonne 9 e 10 in figura 1) di un 96-pozzetti.
- Posizionare la piastra a 37 ° C per 2-3 ore per consentire al virus di infettare le cellule.
NOTA: A incubazione da 2 a 3 ore è necessario per assicurare che i virus del inoculo hanno abbastanza tempo per raggiungere il monostrato. - Preparare la sovrapposizione (10 ml / piastra)
NOTA: La sovrapposizione è costituito da 5 ml di 2x DMEM, tripsina (2 mg / ml concentrazione finale), 20 ml di 1 mg / ml di borsa, e 5 ml di cascami di cotone di cellulosa (vedere l'elenco dei materiali). - Rimuovere l'inoculo.
- Aggiungere la sovrapposizione (200 ml per ogni pozzetto). Incubare per una notte a 37 ° C, indisturbato.
NOTA: Il germogliamento virus avviene dopo circa 4 ore, quindi è importante che la piastra non è disturbata dopo questo tempo. - Aspirare la sovrapposizione dai pozzi.
- Aggiungere ghiacciata 4% paraformaldeide in PBS A (200 pl / pozzetto). Metterli a 4 ° C per 30 minuti oa temperatura ambiente per 20 min.
NOTA: PBS A è naturale pH PBS con 10 gof NaCl, 0,25 g di KCl, 1.437 g di Na 2 HPO 4, 0,25 g di KH 2 PO 4 e 1 L di acqua distillata (vedere l'elenco dei materiali).
NOTA: Paraformaldeide è nocivo se inalato e può provocare ustioni in caso di ingestione. C'è anche una limitata evidenza di effetti cancerogeni, e può causare sensibilizzazione dopo contatto con la pelle. - Aspirare il paraformaldeide e lavare due volte le piastre con PBS A (200 pl / pozzetto).
- Conservare le piastre in PBS A a 4 ° C per un uso futuro, o continuare con i seguenti passaggi.
- Aggiungere buffer di permeabilizzazione (100 l / pozzetto). Lasciare a temperatura ambiente per 30 min.
- Lavare piatto due volte con PBS A (200 pl / pozzetto).
- Aggiungere 50 ml di il primo anticorpo, Mab topo contro l'influenza di tipo A (1: 1.000 in ELISA buffer), per pozzetto. Incubare a temperatura ambiente per 1 ora (o 4 ° C durante la notte), con agitazione.
- Lavare 3 volte in 100 ml di tampone di lavaggio (0,05% Tween 80 in PBS A, v / v) pER bene. Incubare a temperatura ambiente per 5 min tra un lavaggio. In alternativa, lavare 3 volte senza incubazione con 300 pl per pozzetto.
- Aggiungere 50 ml di secondo anticorpo, capra anti-topo IgG (H + L) coniugato HRP (1: 1.000 in ELISA Buffer), per pozzetto. Incubare a temperatura ambiente per 1 ora, con agitazione.
- Lavare 3 volte come descritto al punto 1.17.
- Aggiungere il substrato (50 ul / pozzetto). Incubare a temperatura ambiente per 30 minuti o fino a quando lo sviluppo di un colore blu è chiaramente visibile.
- Per arrestare la reazione, lavare la piastra due volte con 200 ml di acqua distillata per pozzetto, incubare a temperatura ambiente per 2 -3 min tra i lavaggi.
- Asciugare la piastra e conservarla in un luogo buio (ad esempio, avvolgerla in un foglio di alluminio).
2. Titolazione quantificazione
- Posizionare una piastra bene nella zona di scansione di uno scanner, come mostrato in Figura 2a. Utilizzare il limite di posizione a forma di L pergarantire una posizione ottimale e ripetibile imaging.
NOTA: E 'possibile immagine di due pozzetti in una sola scansione. - Scansione di un'immagine.
NOTA: Le impostazioni sono riportate in Tabella 2. - Eseguire il software "Wellplate Reader" per calcolare la concentrazione di virus richiesta (Figura 3).
- Fare clic sul pulsante "Carica immagine" per caricare un'immagine. Far scorrere la barra rossa nella istogramma della scheda "soglia globale" per regolare la soglia di campionamento. Fare clic sul pulsante "Aggiorna" per esaminare l'effetto sull'immagine.
- Barrare la casella "Calcola neutralizzazione / Titolazione". Fare clic sul pulsante "Sampling" per quantificare la ICP. Fare clic sul pulsante "Salva" per salvare i risultati del campionamento quando richiesto.
NOTA: Dopo il processo di campionamento, una nuova finestra chiamata "neutralizzazione e titolazione di calcolo" viene visualizzato automaticamente se la casella "Calcola neutralizzazione / titolazione" sia selezionata. - Caricare o inserire la definizione della mappa ben piatto. Indicare la soglia (ad esempio, 30%) in "Titolazione: Virus Popolazione Ottimale (%)". Selezionare la scheda "titolazione di processo" per calcolare i risultati di titolazione. Controllare i risultati della titolazione. Fare clic sul pulsante "Salva e chiudi" per salvare i risultati della titolazione.
NOTA: Vedere supplementare S1 per istruzioni più dettagliate sul software. Una copia del software su misura è disponibile su richiesta.
NOTA: In genere, il miglior diluizioni di virus per le placche di riduzione Tenore circa 50% (20-85%) ICP di cellule totali all'interno di ogni ben 11.
3. neutralizzazione del virus
NOTA: Calcolare il numero di piastre necessarie per il saggio di neutralizzazione. Ogni piastra può ospitare un virus e un numero di antisieri.
NOTA: A seconda del numero di antisieri e il numero di duplicati, una piastra ben può essere impostato con the seguente flessibilità: (1) La diluizione del siero possono essere disposti lungo riga o una colonna (Figura 4). Ogni siero deve occupare una riga o colonna separata. (2) L'incremento di diluizione del siero è flessibile, ma dovrebbe iniziare con la più alta concentrazione sierica nell'angolo superiore sinistro di una piastra. (3) Il numero di duplicati bilancia il numero di antisieri. Più duplicati possono aiutare a smussare le variazioni sperimentali. (4) Il numero di VC e il numero del controllo cellulare (CC) duplicati sono flessibili, ma devono anche essere in righe o colonne separate. Si prevede che il numero di duplicati VC è significativamente maggiore di quello degli antisieri.
- Preparare il monostrato cellulare, come nei passaggi 1.1-1.3, 2 o 3 giorni di anticipo.
- Aggiungere 50 ml di VGM a ciascun pozzetto della piastra.
- Utilizzare le colonne 11 e 12 per VC e CC, rispettivamente. Aggiungere 50 ml aliquote di 01:20 enzima recettore-distruzione (RDE) siero -treated alla prima riga (A) di Columns 1-10.
NOTA: Per ogni combinazione di virus e siero, il test viene eseguito in duplicato, così uno piastra può, ad esempio, contenere un virus testato contro cinque antisieri. - Eseguire 2-diluizioni seriali con il trasferimento di 50 ml da Riga A remare H (Colonne 1-10 in figura 4) e scartando 50 ml da Riga H.
- Aggiungere 50 ml di diluente in ciascun pozzetto della colonna CC (colonna 12 in figura 4).
- Aggiungere 50 ml di virus in ciascun pozzetto della piastra, tranne per la colonna CC (Colonne 1-11, righe AH in figura 4).
- Incubare a 37 ° C per 2-3 ore. Rimuovere l'inoculo. Aggiungere la sovrapposizione (200 ml) in ciascun pozzetto. Incubare durante la notte a 37 ° C, indisturbato. Fissare e macchiare le piastre come per la titolazione del virus (passi 1,11-1,22).
4. neutralizzazione Quantificazione
- Posizionare una piastra bene nella zona di scansione di uno scanner, come mostrato in Figure 2a. Utilizzare il limite di posizione a forma di L per garantire una posizione ottimale e ripetibile imaging.
NOTA: E 'possibile immagine di due pozzetti in una sola scansione. - Eseguire la scansione del piatto, come descritto al punto 2.2.
- Eseguire il software "Wellplate Reader" per calcolare i titoli virali richiesti (Figura 3, punto 2.3).
- Fare clic sul pulsante "Carica immagine" per caricare un'immagine. Far scorrere la barra rossa in "soglia globale" per regolare la soglia di campionamento. Fare clic sul pulsante "Aggiorna" per esaminare l'effetto.
- Barrare la casella "Calcola neutralizzazione / Titolazione". Fare clic sul pulsante "Sampling" per quantificare la ICP. Fare clic sul pulsante "Salva" per salvare i risultati del campionamento quando richiesto.
NOTA: Dopo il processo di campionamento, una nuova finestra chiamata "neutralizzazione e titolazione di calcolo" viene visualizzato automaticamente se la casella "Calcola neutralizzazione / titolazione" sia selezionata. - Carico o ingresso pozzo-pMappa in ritardo. Indicare la soglia (ad esempio, 50%) in "Neutralizzazione: Infection deduzione (%)."
- Selezionare "processo di neutralizzazione" per calcolare i titoli. Controllare i titoli e fare clic sul pulsante "Salva e chiudi" per salvare i risultati di neutralizzazione.
NOTA: neutralizzazione viene riportato come il reciproco della diluizione massima del siero con la riduzione predefinito ICP (ad esempio 50% o 80%) contro il VC (la media di colonna 11 in figura 4). Una riduzione ICP 50% è stato utilizzato negli Risultati rappresentativi.
Representative Results
Seguendo le procedure di cui sopra, vi presentiamo alcuni risultati di recenti esperimenti caratterizzazione antigenica. La messa a punto di titolazione è stato progettato per esaminare otto virus in ingresso, con doppi duplicati per ogni diluizione. Le diluizioni virali sono stati testati tra 1,0 x 10 -1 e 1,0 x 1,0 -6 per coprire le variazioni tra i virus. I virus di prova erano dal sottotipo H3N2, tra cui A / Camerun / 15V-3538/2015, A / Vladivostok / 36/2015, A / Mosca / 103/2015, A / Tomsk / 5/2015 /, A / Mosca / 101 / 2015, A / Mosca / 100/2015, A / Mosca / 133/2015, e A / Bratislava / 437/2015. I risultati della titolazione sono illustrati nella Figura 5. Figura 5d mostra la diminuzione del PIC con l'aumento della diluizione virus. Le curve sono state normalizzate contro i PIC dello stesso virus che ha dato infezioni in tutte le celle all'interno di un pozzetto 12 (definiti come ICP saturazione). Se la ICP non ha raggiunto la saturazione con l'hiconcentrazione di virus Ghest, la media ICP da duplicati corrispondenti è stato utilizzato invece (A / Mosca / 103/2015 figura 5d). Le diluizioni di virus che hanno prodotto il 30% di saturazione ICP sono stati scelti come la diluizione del virus ingresso per la neutralizzazione (Tabella 3).
La neutralizzazione l'obiettivo di avere un ingresso di virus contro cinque antisieri, con doppio duplicati su ogni piatto. Il virus di riferimento indicato è H3N2 A / Stoccolma / 63/2015. I cinque antisieri sono A / HK 4801/14 Egg F12 / 15, A / HK 7295/14 MDCK F02 / 15, A / Sud Africa r2665 / 15 SIAT F50 / 15, A / Swiss 9.715.923 tredicesimi SIAT NIBF F18 / 15, e A / olandese 525/14 SIAT F23 / 15. I risultati di neutralizzazione vengono illustrati nella Figura 6. Figura 6d mostra il progresso dell'infezione con l'aumento della diluizione del siero. Nella frazione normalizzata positiva sull'asse verticale rappresenta il rapporto PIC dalla risposta antisieri corrispondenti contro la media ICPdel virus di riferimento 12. Lo sfondo ICP dai controlli di cellule non infette è stata sottratta durante la normalizzazione. I titoli di neutralizzazione sono stati determinati come reciproci dei diluizione di antisiero corrispondenti alla riduzione ICP% 50 (Tabella 4). L'interpolazione lineare è stato utilizzato per stimare i titoli rientranti tra due diluizioni di siero adiacenti.
Figura 1: Esempio di una configurazione ben piatto in un esperimento di virus titolazione. virus di prova vengono assegnati a righe separate (da A a H). Le colonne sono progettati per diverse diluizioni virali (1 a 12). Due colonne sono stati usati come duplicati per ogni diluizione virale. Barra di scala = 10 mm. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Schema di un sistema di scansione del campione. (A) Una piastra a 96 pozzetti sulla posizione di imaging di uno scanner piano (ripubblicato da riferimento 11 con il permesso di Elsevier), e (b) dimensioni del limite di posizione L-forma mostrata in (a). Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Schema desktop del software quantificazione "Wellplate Reader". Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. 
Figura 4: Esempio di una configurazione a micropiastre in un esperimento di neutralizzazione. Ogni antisiero è assegnato a due colonne con i duplicati (da 1 a 10). Le righe sono progettati per diverse diluizioni di siero (da A a H). Il controllo del virus prende Colonna 11, con otto duplicati (A11 a H11). Il controllo cella è nella colonna 12, con otto duplicati (A12 a H12). Barra di scala = 10 mm. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 5: risultati di un esperimento di titolazione. (A) Il setup ben piatto, (b) la scansione ben piatto di immagine, (c) Illustrazionedel, quantificato, popolazione di cellule infettate da virus-colore-codificati, e (d) normalizzati popolazioni di cellule infettate da virus contro diluizioni di virus. 30% ICP è stato usato come soglia. Le barre di errore in (d), sono deviazioni standard (SD) delle duplicazioni del campione (± 1 SD). Barre di scala in (b) e (c) = 10 mm. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 6: I risultati di un esperimento di neutralizzazione. (A) Il setup ben piatto, (b) immagine ben piatto, (c) illustrazione della, popolazione di cellule infette da virus quantificato, e (d) normalizzata popolazione cellulare infettato da virus contro la diluizione del siero digitalizzata. Il VI di ingressorus (VC) è A / Stoccolma / 63/2015. 50% ICP stato utilizzato per calcolare i titoli. Le barre di errore in (d), sono deviazioni standard (SD) delle duplicazioni del campione (± 1 SD). Barre di scala in (b) e (c) = 10 mm. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
S1 supplementare: Fare clic qui per scaricare questo file.
| diluizione tipica | ||
| cellule MDCK | Cellule MDCK-SIAT1 | |
| 2 giorni | 1: 5 (1 + 4) | 1:10 (1 + 9) |
| 3 giorni 1:10 (1 + 9) | 1:20 (1 + 19) | |
| Numero tipico di cellule per ml | ||
| cellule MDCK | Cellule MDCK-SIAT1 | |
| 2 giorni | 2 x 10 5 | 1 x 10 5 |
| 3 giorni | 1 x 10 5 | 5 x 10 4 |
Tabella 1: diluizioni tipici di una subcultura di fiaschi confluenti di cellule MDCK o MDCK-SIAT1.
| Modalità | Modo professionale |
| tipo di documento | Film (con Film Guide Turistiche) |
| Tipo Esposizione automatica | Foto |
| SonoTipo di età | 24-bit di colore |
| Risoluzione | 1.200 dpi |
| Formato immagine salvata | TIFF |
Tabella 2: configurazione tipica di uno scanner piano.
| Riga | Virus | diluizione raccomandata |
| UN | A / Cameron / 15V-3538/2016 | 1,0 x 10 -2 |
| B | A / Vladivostok / 36/2015 | 1,0 x 10 -3 |
| C | A / Mosca / 103/2015 | 1,1 x 10 -1 |
| D | A / Tomsk / 5/2015 | 5.9 x 10 -1 |
| E | A / Mosca / 101/2015 | 8,3 x 10 -1 |
| F | A / Mosca / 100/2015 | 1,4 x 10 -2 |
| sol | A / Mosca / 133/2015 | 1,3 x 10 -2 |
| H | A / Bratislava / 437/2015 | 1,3 x 10 -4 |
Tabella 3: diluizioni virali calcolati da una popolazione pari al 30% ICP.
| Colonna | Antisera | titolo consigliato |
| 1 - 2 | A / HK4801 / 2014 | 110 |
| 3 - 4 | A / HK7295 / 2014 | 213.3 |
| A / Sud Africa / r2665 / 2015 | 2.155,8 | |
| 7 - 8 | A / Svizzera / 9715293/2013 | 89.4 |
| 9 - 10 | A / Netherlands / 525/2014 | 78.6 |
Tabella 4: I titoli a 50% ICP di A / Stoccolma / 63/2015 contro antisieri.
Discussion
In questo studio, abbiamo descritto un test MN di imaging-based per quantificare i veri rapporti tra antigeniche dei virus. Rispetto ad altri saggi placca di riduzione, il metodo sottolinea misurando la ICP di un'intera bene, garantendo la completa copertura della popolazione infettivo. L'indipendenza di formazione della placca allarga anche l'applicazione del test di virus che possono formare piccole placche prevalentemente invisibili o che può gestire solo infezione singola cellula. Pertanto, l'analisi è in grado di esaminare più virus e gli effetti di una più ampia gamma di anticorpi diversi da HI, e aiuta a riflettere in modo più completo le somiglianze antigeniche o differenze tra virus 12. Ad esempio, quando oseltamivir carbossilato è incluso, il saggio MN è meno influenzata da NA-legame dipendente, riflettendo le differenze antigeniche più accurato. Durante lo sviluppo del test, grandi sforzi sono stati fatti per migliorare la consistenza esperimento, velocità e rilevamentosensibilità, anche a controllare i virus di ingresso attraverso la titolazione quantificato, immagini in alta produttività con uno scanner piano, e l'implementazione di una piattaforma di elaborazione dei dati di facile utilizzo. I risultati sono stati generalmente in linea con e confermato quelli di HI. In particolare, i risultati hanno inoltre rivelato differenze antigeniche tra varianti deriva antigenica dei recenti virus di tipo A e di vaccini B, così come i cambiamenti antigenici causati da cambiamenti di cultura-selezionato o sporadici, come ad esempio la sostituzione G155E in HA1 di alcuni (H1N1) virus pdm09 A 12.
Il protocollo ha trovato il tipo di virus o sottotipo con la selezione di linee cellulari che hanno dato l'infezione più forte, che ha notevolmente migliorato il segnale di imaging. variazione sperimentale è stata lisciata con la progettazione di duplicati che bilanciato con il numero di antisieri testato. Incertezze possono anche venire dalla qualità delle immagini, che è principalmente influenzata dal dispositivo di imaging. Un colore flatbed scanner decente può significantly migliorare il contrasto dell'immagine e ridurre il rumore. La quantità di virus in ingresso nella neutralizzazione deve essere determinata quantitativamente in anticipo dal corrispondente titolazione mentre i virus ancora mantengono uno stato simile. Durante la neutralizzazione, la risposta antisiero un'infezione è normalizzata contro la differenza tra il virus di riferimento (VC) e il livello di fondo (CC). Misure accurate di VC e CC sono essenziali per un esperimento di neutralizzazione. Più duplicati sono raccomandati (otto duplicati sono stati utilizzati nelle Rappresentante dei risultati). Infine, la comprensione del software è di vitale importanza per il successo di un esperimento. Il software è stato testato per la caratterizzazione del virus di routine nella Influenza Centro OMS, Regno Unito per più di due anni. Istruzioni dettagliate per affrontare varie situazioni è previsto nella S1 supplementare.
Questo test MN è adatta per applicazioni in cui i campioni coprono un extremely ampio campo di vista, ma solo richiedono Resolution Imaging moderata. Il basso costo e la configurazione semplice rendono il sistema facilmente disponibile alla maggior parte dei laboratori di virologia. La variazione misurazioni dello stesso campione era inferiore al 3%, che definisce circa l'incertezza introdotta durante la scansione 11. Tale riproducibilità è sufficiente in molti studi virologici e può essere ulteriormente ridotto media immagini da più scansioni.
In conclusione, questo studio dimostra un test MN robusto che può essere utilizzato di routine nello studio antigenica e per sostenere i dati HI in analisi dettagliate delle attualmente in circolazione virus influenzali, in particolare per la selezione biennale dei virus per l'inclusione in vaccini antinfluenzali umani.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| VGM | Sigma | D6429, P0781 | 500 ml DMEM+5 ml Pen/Strepb |
| PBS A | Nature pH Phosphate-buffered saline: NaCl 10 g, KCl 0.25 g, Na2HPO4 1.437 g, KH2PO4 0.25 g, and Dist. Water 1 L. | ||
| Avicell | FMC | RC-581F | 2.4 g in 100 ml distilled water dissolved by agitation on a magnetic stirrer for 1 hr. Sterilize by autoclaving. |
| 2x DMEM | Gibco | 21935-028 | |
| Trypsin | Sigma | T1426 | |
| Overlay (10 ml/plate): | 5 ml 2x DMEM, Trypsin 2 μg/ml final concentration, Avicell 5 ml | ||
| Triton X- 100e | Sigma | T8787 | Permeabilisation buffer: 0.2% in PBS A (v/v) |
| Tween 80 | Sigma | P5188 | Wash Buffer: 0.05% Tween 80 in PBS A (v/v) |
| Horse serum | PAA Labs Ltd | B15-021 | ELISA Buffer: 10% in PBS A (v/v) + 0.1% Tween 80 |
| Mouse MAb against influenza type A | Biorad | MCA 400 | 1st Antibody: 1:1,000 in ELISA Buffer |
| Goat anti-mouse IgG (H+L) HRP conjugate | Biorad | 172-1011 | 2nd Antibody: 1:1,000 in ELISA Buffer |
| True Blu peroxidase substrate | KPL | 50-78-02 | Substrate: True blue +0.03% H2O2g (1:1,000 of 30% solution) |
| 96-well flat-bottom microtitre plates | Costar | 3596 | |
| 8 channel multiwall-plate washer and manifold | Sigma | M2656 | |
| Perfection Plate Scanner | Epson | V750 Pro | The imaging software can be downloaded freely from http://www.epson.com/cgi-bin/Store/support/supDetail.jsp?oid=66134&infoType=Downloads. |
| Software operational environment: LabVIEW | National Instruments Corporation | Window based with NI Vision builder | Version: LabVIEW2012 or above |
References
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