Summary
Vi beskriver en protokol for at fremkalde givende og nonrewarding oplevelser i bananfluer (Drosophila melanogaster) ved hjælp af forbruget frivillige ethanol som et mål for ændringer i belønning stater.
Abstract
Vi beskriver en protokol til måling ethanol selvadministration i bananfluer (Drosophila melanogaster) som en proxy for ændringer i belønning stater. Vi demonstrerer en enkel måde at udnytte det flue belønningssystem, ændre erfaringer relateret til naturlig belønning, og bruge forbrug frivillige ethanol som et mål for ændringer i belønning stater. Den fremgangsmåde tjener som et relevant værktøj til at studere de neuroner og gener, der spiller en rolle i erfaring-medierede ændringer af interne tilstand. Protokollen består af to forskellige dele: udsætte fluerne til givende og nonrewarding erfaringer, og analysere forbruget frivillige ethanol som et mål for motivationen til at få et lægemiddel belønning. De to dele kan bruges uafhængigt at inducere modulering af erfaring som et første skridt til yderligere efterfølgende analyser eller som et selvstændigt to-valg fodring assay hhv. Protokollen kræver ikke en kompliceret opsætning og kan derfor anvendes i enhver LABORATORy med grundlæggende flue kultur værktøjer.
Introduction
Ændring af adfærd som reaktion på erfaring tillader dyr at tilpasse deres adfærd til ændringer i deres miljø 1. Under denne proces, dyr integrere deres interne fysiologiske tilstand med de skiftende forhold i det eksterne miljø og efterfølgende vælge en handling frem for en anden at øge deres chancer for overlevelse og reproduktion. Belønningssystemer udviklet sig til at motivere adfærd, der er nødvendige for overlevelsen af individer og arter ved at styrke adfærd, der forbedrer øjeblikkelig overlevelse, såsom at spise eller drikke, eller dem, der sikrer langsigtede overlevelse, såsom seksuel adfærd eller omsorg for afkom 2. Kunstige forbindelser såsom misbrugsstoffer påvirker også belønningssystemer ved co-vælger nervebaner, der medierer naturlige belønninger 2.
I løbet af de sidste to årtier, frugten flyve Drosophila melanogaster er blevet etableret som en lovende model til at studere Molecular og neuronale mekanismer, der former virkningerne af ethanol på adfærd 3,4.
Tidligere har vi identificeret en delmængde af peptiderge neuroner i fluer (NPF / NPF receptor (R) neuroner) at par naturlige belønninger, såsom seksuel erfaring, at motivationen for at opnå narkotika belønninger 5. NPF udtryk er følsom over for både seksuelle oplevelser og narkotika belønninger, såsom ethanol forgiftning. Ændringer i NPF ekspressionsniveauerne konverteres til ændringer i ethanol selvadministration 5, hvor høj NPF reducerer og lav NPF øger præference at forbruge ethanol. Aktivering NPF neuroner er givende for fluer, da de viser stærk præference for en lugt parret med aktiveringen, hvilket også afspejles af reduceret forbrug ethanol. Vigtigere, aktivering af NPF neuroner interfererer med evnen af fluer til at danne en positiv sammenhæng mellem ethanol forgiftning og en lugt cue. Årsagssammenhængen mellem NPF / Rsystemet, belønning hukommelse, og forbruget ethanol tyder på, at man kan bruge ethanol selvadministration som et mål for ændringer i belønning stater 5.
I denne publikation demonstrerer vi en integreret tilgang til at tappe fluen naturlige belønningssystem og analysere ændringer belønning stater. Tilgangen består af to enkeltdele, en uddannelse protokol for at manipulere naturlige belønning-relaterede erfaringer, efterfulgt af en to-valg kapillær feeder assay (CAFE) for at vurdere ethanol selvadministration som estimat for ændringer i belønning stater. CAFE-analysen er analog med de to-flaske choice analyser, der anvendes i gnavere for narkotika selvadministration og har vist sig at afspejle visse egenskaber af afhængighed-lignende adfærd i fluer 6.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Bemærk: Generel oversigt over det eksperimentelle design: Det eksperimentelle design omfatter en tilpasset protokol til frieri undertrykkelse 7-9, hvor mandlige fluer udsættes for givende og nonrewarding erfaringer i 3 på hinanden følgende træningssessioner i løbet af fire d. Ved slutningen af de erfaringer fase, fluerne testet i en to-valg frivillig assay for 3 forbrug ethanol - 4 d. Protokollen heri indbefatter en række forberedende trin, hvoraf nogle kan gøres i forvejen skal anvendes i mere end ét forsøg, mens andre skal foregå rettidigt inden begyndelsen af eksperimentet (tabel 1).
1. Forberedende Steps
- Klargøring af kapillar fødesystem
- Varm en 27 G nål og bruge den til at punktere små huller langs et hætteglas (figur 1).
- Skær hætteglasset prop i halvdelen (tværs) under anvendelse af et barberblad. Mark fire punkter på overfladen af proppen, hvilket skaber en square form at positionere kapillære holdere ind. Brug en 18 G nål til at gøre 4 huller gennem proppen (figur 1b).
- Bruge et barberblad til at skære micropipets så de fast kan holde 5 pi glaskapillarer, der tjener som adaptorer.
- Sæt 4 kapillære adaptere i den forberedte stik.
- Markér placeringen af de 2 ethanol-og to nonethanol-holdige kapillærer på stikket.
Bemærk: Det anbefales at holde positionerne for de 2 typer af kapillærer konsistente på tværs af alle hætteglas. Vær opmærksom på størrelsen af hullerne, som store huller tillader udslip af fluer ud af hætteglassene. Derudover anbefales det at anvende glatteste side af proppen (normalt modsat snittet side) som den side, der vender nedad, når den indsættes i hætteglasset, som skære proppen skaber nogle små, løse fibre, fluerne kan blive viklet ind . - Forbered et stort antal hætteglas og adaptere, der skal anvendes til den kapillære fødesystem (CAFE)beskrevne eksperimenter i trin 2.3.
- Forberedelse lille glas mad hætteglas
- En dag før opsamling af de fluer (trin 1.4), arrangere 200 hætteglas på mikrocentrifugerør stativer. Melt flyve mad (ifølge cornmeal melasse opskriften, se Table of Materials) ved hjælp af en mikrobølgeovn. Hæld 2 ml flyve mad ind i hætteglas (prøv ikke at smøre maden på hætteglasset vægge). Lad maden hærde, og dække hætteglas med plastic wrap.
BEMÆRK: hætteglas med fødevaren kan holdes på 4 ° C i adskillige uger. - På dagen for flue indsamling, hætteglassene ud af køleskabet og lad dem nå RT før du bruger dem til at huse fluer.
BEMÆRK: Hvis fødevarer hætteglas er flere uger gamle, skal du sørge for, at fødevaren er stadig intakt og ikke løsrevet fra hætteglasset, som fluer kan være fanget i revnerne mellem mad og glasset.
- En dag før opsamling af de fluer (trin 1.4), arrangere 200 hætteglas på mikrocentrifugerør stativer. Melt flyve mad (ifølge cornmeal melasse opskriften, se Table of Materials) ved hjælp af en mikrobølgeovn. Hæld 2 ml flyve mad ind i hætteglas (prøv ikke at smøre maden på hætteglasset vægge). Lad maden hærde, og dække hætteglas med plastic wrap.
- Gør lager mad løsning til kapillær feeder-analysen
- Til prestudse bestanden fødevarer opløsning (5% saccharose og 5% gærekstrakt), opløses 5,88 g gærekstrakt og 5,88 g saccharose i 100 ml destilleret vand.
BEMÆRK: Stamopløsningen er meget udsat for forurening. Derfor anbefales det at autoklavere det (121 ° C, 30 min, og uden et tørreprogram) og alikvot det ind 850 pi arbejder alikvoter holdes ved 4 ° C indtil yderligere anvendelse. Koncentrationen af bestanddelene i stamopløsningen er 5,88% og vil nå den endelige koncentration på 5% efter tilsætning af 15% ethanol eller vand (150 uL ind 850 pi af premade fødevarer opløsning) lige før dens anvendelse i trin 2.3.
- Til prestudse bestanden fødevarer opløsning (5% saccharose og 5% gærekstrakt), opløses 5,88 g gærekstrakt og 5,88 g saccharose i 100 ml destilleret vand.
- Indsamling eksperimentelle fluer
- Indsaml 200 naive mandlige fluer ved hjælp af en CO2-pad.
Bemærk: Brug en lab stammen er relevant for den eksperimentelle spørgsmål. 250 fluer let kan indsamles fra fem flasker af fluer på deres eclosion pick fase. Ved afhentning fluerne, være meget opmærksomme på colLect fluer, der for nylig eclosed (jomfruelige udseende fluer: lyse fluer med et mekonium plet på deres underliv). Eksperimentelle fluer bør holdes enkeltvis i små hætteglas med mad og ældet til 3 - 4 d gamle, inden den anvendes i eksperimentet. - Brug bløde propper til at lukke hætteglassene.
BEMÆRK: De samme bløde propper vil være meget nyttigt for uddannelse fase, når du bruger munden aspiration at indsætte hunner ind og ud af hætteglassene under oplevelsen fase.
- Indsaml 200 naive mandlige fluer ved hjælp af en CO2-pad.
- Indsamling træner fluer
BEMÆRK: Alle indsamlede fluer bør holdes i en 12 timer / 12 timer lys / mørke inkubator ved 25 ° C og 70% relativ fugtighed (RH). 12 h / 12 h lys / mørke cyklus kan ændres til en bekvem starttidspunkt.- Virgin kvindelige træner fluer
- Saml 500 jomfru kvindelige træner flyver fra en WT bestand eller virginator lager til brug som jomfruelige modtagelige hunner. Hold de kvindelige fluer i grupper på 25 pr almindelig størrelse mad hætteglas, og alleow dem til alder til 3 - 4 d gammel, før du bruger dem i eksperimentet.
- Parret kvindelige træner fluer
- Saml 300 jomfruelige kvindelige fluer fra en WT bestand eller virginator lager til at gennemgå parring før træningen fase (trin 1.6.1).
BEMÆRK: Kvinde fluer holdes i grupper på 10 kvinder pr regulære-størrelse fødevarer hætteglas og ældet til 3 - 4 d gamle, inden den anvendes i eksperimentet.
- Saml 300 jomfruelige kvindelige fluer fra en WT bestand eller virginator lager til at gennemgå parring før træningen fase (trin 1.6.1).
- Mandlige fluer bruges til at generere Parrede kvindelige træner fluer
- Saml 150 mandlige fluer (ikke nødvendigvis jomfru).
BEMÆRK: Fluer holdes i grupper af 15 hanner pr almindelig størrelse mad hætteglas og alderen til 3 - 4 d gamle, før de parret med jomfru kvindelige flyver til skabe de parrede træner hunner.
- Saml 150 mandlige fluer (ikke nødvendigvis jomfru).
- Virgin kvindelige træner fluer
- Generering parret kvindelig træner fluer
- For at generere Parret kvindelige fluer til at blive brugt som undervisere, par grupper på 10 jomfru kvindelige flyver med 15 mandlige fluer ved at vende en han-holdige hætteglas i en kvinde-contalingen hætteglas 16-18 h før træningen fase (trin 2.1) 10.
BEMÆRK: Dette bør normalt sted aftenen før træningen. Den 1,5: 1 forhold mellem mandlige flyver til kvindelige fluer forsikrer, at alle kvinder vil blive parret. - På dagen for eksperimentet adskille parrede hunrotter fra hannerne ved sugning hannerne ud af hætteglasset ved anvendelse af en mund aspirator. Udfør denne ret inden begyndelsen af hver træningsdag.
- For at generere Parret kvindelige fluer til at blive brugt som undervisere, par grupper på 10 jomfru kvindelige flyver med 15 mandlige fluer ved at vende en han-holdige hætteglas i en kvinde-contalingen hætteglas 16-18 h før træningen fase (trin 2.1) 10.
2. Eksperimentelle Steps
- Opsætning af oplevelsen fase
- Starte eksperimentet så tæt som muligt på begyndelsen af den lette fase i inkubatoren. Placer træner kvinder (både jomfruelige og parret) i adfærd kammer.
BEMÆRK: Det anbefales at udføre eksperimentet i en adfærd kammer, eller enhver afsondret miljø, der er stille og indstillet til 25 ° C og 60 - 65% relativ luftfugtighed. Holde fugtighed over 50% er meget vigtig, da frieri og parring adfærds afhænge feromon sensing, som vides at være følsomme over for fugtighed.
- Starte eksperimentet så tæt som muligt på begyndelsen af den lette fase i inkubatoren. Placer træner kvinder (både jomfruelige og parret) i adfærd kammer.
- Udsættes mandlige fluer til givende og nonrewarding erfaringer
- Arranger hætteglas med de enkelte mandlige fluer på mikrocentrifugerør stativer, positionering hætteglassene langs randen af racket.
BEMÆRK: Dette arrangement tillader forsøgslederen til nemt at observere parrene af fluer, der gennemgår samleje uden at tage hætteglassene ud af racket. - Forbered (som beskrevet i trin 2.2.1) 2 grupper af 100 hætteglas med enkelt mandlige fluer på separate stativer til mænd, der gennemgår givende og nonrewarding parring erfaringer (dvs. afvist og parret).
- Aspirer træner hunner og tilføje dem til hvert hætteglas indeholder de mandlige fluer. Indstil timeren i 1 time. Fra og med den afviste gruppe, tilføje en parret kvinde til hvert hætteglas. Derefter gå videre til de mænd til at blive parret og tilføje en jomfru kvinde til hvert hætteglas.
- Se parring møder nøjeat sikre, at hannerne interagerer med jomfruelige hunner parrer med succes inden for den første time, og at hannerne interagerer med de tidligere parrede hunner ikke parre sig. At overvåge den afviste kohorte i løbet af 1 time, indstille en anden timer i 15 minutter og se hannerne hver 15 min.
- Aflad hannerne fra afviste kohorte, der formåede at parre sig og hanner fra parret kohorte, der ikke ender parring ved udgangen af den første træningssession.
- Afslut første træningspas ved at aspirere de tidligere parrede kvindelige trænere i en regulær flue fødevare hætteglas, og holde dem til næste condition session. Følg dette trin ved forsigtigt at aspirere hunnerne fra parret mandlige gruppe.
- Lad fluerne hvile i 1 time.
- Gentag trin 2.2.3 - 2.2.7 to gange.
- Gentag træningen i trin 2.2.3 - 2.2.8 hver dag i 3 mere d.
- Arranger hætteglas med de enkelte mandlige fluer på mikrocentrifugerør stativer, positionering hætteglassene langs randen af racket.
- Optagelse forbrug (CAFE)
- Ved slutningen af den sidste conditioning session (fjerde dag), opsug de enkelte hanner og gruppere dem i kapillær feeder hætteglas. Brug en blød prop til at dække kapillære feeder hætteglasset, mens du indsætter fluer, og erstatte det hurtigt med den færdige kapillær feeder stik efter alle fluerne er indsat. Gruppe 6 - 8 fluer fra hver af de eksperimentelle grupper i et hætteglas, skaber ikke mindre end 8 hætteglas pr tilstand.
- Fugt propperne ved forsigtigt at tilsætte 5 ml vand til toppen af proppen. Vær forsigtig, mens tilsætning af vandet for at undgå spild i hætteglas. Tilføj lige mængde vand til hvert hætteglas.
BEMÆRK: Dette trin udføres for at reducere fordampningen fra kapillærerne. Derfor er det gentages hver dag for resten af eksperimentet. Afhængigt af den relative fugtighed, kan følgende dage kræver mindre vand, hvormed stikkene. - Fremstille to separate fødevareløsninger ved tilsætning af ethanol eller vand til råmaterialet fødevarer portioner for at skabe en endelig koncentration på 15%.
- For at fylde capillaries med de to fødevarer løsninger, skabe 5 uL flydende føde dråber på et laboratorium filmstrimmel og lad opløsningen fylde kapillarrøret, indtil den når mærket 5 uL. Sørg for at bruge den klare ende af kapillæren, som er tæt på 5 pi sort mærke linje.
BEMÆRK: For at fylde flere kapillærer på én gang, er det muligt at forbinde 6 - 8 kapillære adaptere sammen og bruge dem som et indstik til at holde kapillærer. - Tryk kapillærerne forsigtigt på paraffin strimmel at placere maden løsning præcis på det sorte mærke. Forsegl kapillærerne ved at dyppe udgangen af hvert kapillar i små dråber af mineralsk olie. Dette trin minimerer potentielle fordampning af fødevaren opløsning.
- Sæt to ethanolholdige kapillærer og to nonethanol indeholdende kapillærer gennem de 4 adaptere / holdere i proppen, indtil de blotlagte sider af kapillærerne knapt kigge fra det indre af hætteglasset (1 mm eller mindre fra proppen overflade).
NOTE:Holde åbningen af kapillærerne tæt på våde stik reducerer fordampning og giver let adgang til de fødevarer, som fluer normalt sidde på stikkene og klatre ned på udsatte kapillær til foder. - Foruden hætteglas, der indeholder eksperimentelle fluer, forberede en mock hætteglas uden fluer. Denne kontrol tjener til at vurdere naturlig fordampning.
BEMÆRK: prøv at opretholde forholdsvis lige positionering af den kapillære åbning i forhold til de stik, som forskelle kan føre til variabel fordampning og vildledende forbrugsdata. Oprethold tilstrækkelig fugtighed under eksperimentet og positionere de kapillære åbninger så tæt som muligt til den våde stik, så lav fugtighed og stor afstand fra det våde stik kan både resultere i ukontrolleret fordampning. - Optag den relative position af væsken i hver af de kapillærer i forhold til den sorte mærke linie i mm under anvendelse af en lineal, og skriver disse værdier ned.
BEMÆRK: Hvis løsningen er placeret præcis på det sorte lIne bør værdien lig nul, og hvis det er over eller under, bør det være positive eller negative værdier hhv. De første niveauer af væsken indstille referencepunkter for endelige O / N forbrug værdier. - Sæt hætteglassene tilbage i inkubatoren i 24 timer. Erstat kapillærerne på et konstant tidspunkt gennem hele eksperimentet.
- Fjern kapillærerne forsigtigt fra hætteglassene og måle indholdet af væske i forhold til den sorte markeringsstriben.
- Kontroller omhyggeligt væskeniveauet i mock hætteglas.
BEMÆRK: Hvis niveauerne faldt mere end 2 mm, betyder det, at fordampningen er høj, og niveauerne forbrug er ikke pålidelige. - Fugt propperne forsigtigt med 2 ml vand, og indsætte et nyt sæt af kapillærer, som angivet i trin 2.3.3 - 2.3.10. Sæt hætteglassene tilbage i inkubatoren i 24 timer.
- Bestemmelse præference
- Beregn det samlede forbrug af hvert kapillar ved at trække det endelige niveau fra Initial niveau ved udgangspunktet.
- Kombiner værdierne af begge kapillærer med den samme mad (dvs. nonethanol kapillærer separat fra ethanolholdige kapillærer).
- Beregn præference ethanol ved at trække beløbet forbruges fra de ikke-ethanol kapillærer fra den forbrugte mængde fra ethanolholdige kapillærer og dividere værdien med de samlede værdier forbrug fra alle kapillærer af samme hætteglas.
- Gennemsnittet af præference indekser af alle hætteglas af samme eksperimentelle gruppe.
BEMÆRK: Nonethanol 1 (NE1), Nonethanol 2 (NE2), Ethanol en (E1), Ethanol 2 (E2), Total nonethanol (Total NE) = NE1 + NE2, Total ethanol (Total E) = E1 + E2, Total sum præference forbrug (Total Sum) = Samlet NE + Total E, og Ethanol Index (PI)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
FPreviously, Devineni et al. viste, at når bananfluer får valget til at forbruge ethanol-holdige fødevarer, de viser en stærk præference for ethanol-holdige fødevarer over nonethanol indeholder mad 6. Vist her er nogle repræsentative resultater, vi opnåede, da analyse den medfødte ethanol præference for naive mandlige fluer, der ikke undergår uddannelsen protokollen.
Naive Canton S mandlige fluer blev opsamlet ved eclosion, alderen indtil 4 dage gamle, og undersøgt for deres medfødte præference at forbruge ethanol i løbet af 4 d (figur 2). Analyse af de beløb, der forbruges fra ethanolproducerende og nonethanol-holdige løsninger viser, at fluer udviser en robust præference for forbruge 15% ethanol fødevarer over nonethanol mad (Figur 2).
Brug modsatrettede seksuelerfaringer, har vi tidligere vist, at mandlige fluer, der fik lov til at parre sig i grupper ( "parret-grupperet") display lavere ethanol præference end enkeltvis-huse mænd, der blev afvist af tidligere parret kvinder ( "afvist-isolerede"). Vi bruges flere kontroller for at afkoble huset erfaring fra parring-relaterede erfaringer og viste, at forskellen præference skyldes parring erfaring 5.
Brug den her beskrevne træning protokol, genereret vi enkeltvis-parret og afviste mandlige fluer, der undergik lignende boliger og parring regimer. Enkelt mandlige Canton S fluer blev udsat i løbet af fire d til uensartede parring erfaringer. En kohorte af mænd fik lov til at interagere og parre sig med jomfruelige kvindelige fluer (single parret kohorte), og den anden kohorte blev trænet med tidligere parret kvindelige fluer (single afvist kohorte). Efter træning fase, de enkelte hanner from de to kohorter blev grupperet (8 / hætteglas) og anbragt i kapillær feeder hætteglas; deres frivillige forbrug ethanol blev registreret i 4 dage (figur 3A). Præferencen at forbruge ethanol blev beregnet ud fra forbrugsdata ved hjælp af formlen i trin 2.4 (figur 3B). Positive værdier indikerer præference for ethanol-holdige fødevarer, og negative værdier angiver aversion mod ethanol-holdige fødevarer.
Den nuværende eksperiment understøtter vores tidligere fund, tyder på, at seksuel erfaring, og ikke boliger tilstand, modulerer forbrug ethanol. Vellykket parring øger interne belønning niveauer, som igen sænker forbruget ethanol. Afvisninger, opfattes som en manglende belønning, føre til en stigning i belønning-søger adfærd (figur 3B).
Figur 2. Et eksempel på medfødte præference til at forbruge Ethanol. Naive WT hanner blev grupperet i grupper på 8 hanner / hætteglas, og deres forbrug af ethanolproducerende og nonethanol opløsninger blev registreret i løbet af 96 timer. Fluerne forbrugt en større mængde 15% ethanol containing mad (** P <0,01, *** p <0,001, to-vejs gentagne målinger ANOVA med Bonferroni post-test, n = 8). De viste data er middelværdien + SEM eller mener - SEM. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3. Modstående Parring Erfaringer mModulate Ethanol præference. (A) Skematisk af den kombinerede protokol. Enkelte jomfruelige WT hanner får lov til at parre sig med jomfruelige hunner eller udsættes til 3x 1h frieri-undertrykkelse træningssessioner (afbildet som "T") afstand af 1 time af hvile (afbildet som "R"). Træning gentages i 4 d. Ved slutningen af hver dag, er fluerne placeres i inkubatoren (afbildet som "ON"). Efter 4 d uddannelse blev hanner placeret i hætteglas, hvor de kunne vælge at fodre frakapillærer indeholdende fødevareløsninger med eller uden 15% ethanol. (B) Single afviste hanner udstillet præference højere ethanol end enlige parret mænd (** P <0,01, to-vejs gentagne-foranstaltninger ANOVA med Bonferroni post-tests, n = 9, sammenligninger mellem behandlingsgrupper tværs 3 d efter afslutningen af uddannelse). De viste data er middelværdien + SEM eller mener - SEM. Klik her for at se en større version af dette tal.
| henvisning sektion | Noter |
| 1.1 | Kan anvendes i mange eksperimenter |
| 1.2 | Kan holdes i 4 ° C i flere uger |
| 1.3 | Husk på 4 ° C efter autoklave |
| 1.4 | Aged til 3 - 4 d førbliver anvendt i eksperimentet |
| 1.5 | Dette trin bør finde sted aftenen før hver træningssession |
| 2.1 | Dette trin bør ske om morgenen af hver træningssession |
| 2.2 | Skal gentages i 3 på hinanden følgende træningssessioner i løbet af 4 d |
| 2.3 | Dump propperne med vand, måle forbruget og erstatte kapillærer i løbet af 4 d |
| 2.4 | Dette trin udføres hver gang, før du udskifter kapillærer under to-valg assay |
Tabel 1. En oversigt over protokollen skildrer orden og tid flow for de forskellige trin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
Vi takker U. Heberlein og A. Devineni for langvarige diskussioner og teknisk rådgivning. Vi takker også Shohat-Ophir lab medlemmer, A. Benzur, L. Kazaz, og O. Shalom, for hjælp med at demonstrere metoden. Særlig påskønnelse går til Eliezer Costi til fastsættelse af flyve-systemer i laboratoriet. Dette arbejde blev støttet af Israel Science Foundation (384/14) og Curie Integration Grants Marie Karriere (CIG 631.127).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Polystyrene 25 x 95 mm Vials | FlyStuff | 32-109 | |
| narrow plastic vials flugs | FlyStuff | 42-102 | |
| Disposable Sterile Needle 18 G and 27 G | can be acquired by any company | 1.20 X 38 mm (18 G x 1 1/2") , 0.40 X 13 mm (27 G x 1/2") | |
| 10 x 75 mm Borosilicate Glass Disposable Culture Tubes | kimble chase | 73500-1075 | |
| calibrated pipets 5 μL | VWR | 53432-706 | color coded white to contain 5 μL |
| Mineral Oil | Sigma-Aldrich | M5904 | |
| Sucrose, Molecular Biology Grade | CALBIOCHEM | 573113 | |
| Yeast extract Powder for microbiology | can be acquired by any company | ||
| Ethanol | Sigma-Aldrich | 32221 | |
| standard pipette Tips (micro-pipetts) | ThermScientific | T114R-Q | volume: 0.1 - 20 μL (ultramicro) |
| IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs) | Jaece | L800-A | fits opening 6 - 13 mm |
| IDENTI-PLUGS (Foam Tube Plugs) | Jaece | L800-D | fits opening 35 - 45 mm |
| virginator fly stock | bloomington drosophila stock center | #24638 | |
| Narrow Vials, Tray Pack (PS) | Genesee Scientific Corporation | # 32-109BR | |
| Drosophila Media Recipes and Methods | Bloomington Drosophila Stock Center | http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/molassesfood.htm | |
| propionic acid | Sigma-Aldrich | P5561 | |
| phosphoric acid | Sigma-Aldrich | W290017 | |
| Methl 4-Hydroxybenzoate | Sigma-Aldrich | H3647 | |
| Agar Agar | can be acquired by any company | ||
| corn meal | can be acquired by any company | ||
| Grandma's molasses | B&G Foods, Inc | not indicated | |
| instant dry yeast | can be acquired by any company |
References
- Robinson, G. E., Fernald, R. D., Clayton, D. F. Genes and social behavior. Science. 322, 896-900 (2008).
- Koob, G. F. Neurobiological substrates for the dark side of compulsivity in addiction. Neuropharmacol. 56, Suppl 1 18-31 (2009).
- Kaun, K. R., Devineni, A. V., Heberlein, U. Drosophila melanogaster as a model to study drug addiction. Hum Genet. 131, 959-975 (2012).
- Devineni, A. V., Heberlein, U. Addiction-like behavior in Drosophila. Commun Integr Biol. 3, 357-359 (2010).
- Shohat-Ophir, G., Kaun, K. R., Azanchi, R., Mohammed, H., Heberlein, U. Sexual deprivation increases ethanol intake in Drosophila. Science. 335, 1351-1355 (2012).
- Devineni, A. V., Heberlein, U. Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction. Curr Biol : CB. 19, 2126-2132 (2009).
- McBride, S. M., et al. Mushroom body ablation impairs short-term memory and long-term memory of courtship conditioning in Drosophila melanogaster. Neuron. 24, 967-977 (1999).
- Ejima, A., Smith, B. P., Lucas, C., Levine, J. D., Griffith, L. C. Sequential learning of pheromonal cues modulates memory consolidation in trainer-specific associative courtship conditioning. Curr Biol. 15, 194-206 (2005).
- Ejima, A., et al. Generalization of courtship learning in Drosophila is mediated by cis-vaccenyl acetate. Curr Biol. 17, 599-605 (2007).
- Keleman, K., Kruttner, S., Alenius, M., Dickson, B. J. Function of the Drosophila CPEB protein Orb2 in long-term courtship memory. Nat Neurosci. 10, 1587-1593 (2007).
- Kaun, K. R., Azanchi, R., Maung, Z., Hirsh, J., Heberlein, U. A Drosophila model for alcohol reward. Nat Neurosci. 14, 612-619 (2011).
- Xu, S., et al. The propensity for consuming ethanol in Drosophila requires rutabaga adenylyl cyclase expression within mushroom body neurons. Genes Brain Behav. 11, 727-739 (2012).
- Devineni, A. V., Heberlein, U. The evolution of Drosophila melanogaster as a model for alcohol research. Annu Rev Neurosci. 36, 121-138 (2013).
- Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PloS one. 9, 101107 (2014).
- Itskov, P. M., et al. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila. Nat Commun. 5, 4560 (2014).
- Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. A Taste Circuit that Regulates Ingestion by Integrating Food and Hunger Signals. Cell. 165, 715-729 (2016).
- Peru, Y. C., et al. Long-lasting, experience-dependent alcohol preference in Drosophila. Addict Biol. 19, 392-401 (2014).
- Dus, M., et al. Nutrient Sensor in the Brain Directs the Action of the Brain-Gut Axis in Drosophila. Neuron. 87, 139-151 (2015).
- Anderson, D. J., Adolphs, R. A framework for studying emotions across species. Cell. 157, 187-200 (2014).
- Gibson, W. T., et al. Behavioral responses to a repetitive visual threat stimulus express a persistent state of defensive arousal in Drosophila. Curr Biol. 25, 1401-1415 (2015).
