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Immunology and Infection

Herstellung von menschlichen Monozyten abgeleiteten Dendritischen Zellen aus Vollblut

doi: 10.3791/54968 Published: December 24, 2016

Introduction

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Dendritische Zellen (DCs) sind die wichtigsten spezialisierten Antigen-präsentierenden Zellen des Immunsystems. Unreifen DCs (iDC) befinden sich in der Haut oder in Schleimhautgewebe und sind daher unter den ersten Immunzellen mit eindringenden Pathogenen zu interagieren. DCs stellen die Brücke zwischen dem angeborenen und adaptiven Immunsystem 1, da sie T- und B-Zell - Antworten folgende Erregernachweis aktivieren kann. Außerdem tragen sie zur proinflammatorische Immunantworten aufgrund der Sekretion von hohen Mengen von Cytokinen, wie IL-1β, IL-6 und IL-12. DCs aktivieren auch NK-Zellen und ziehen andere Immunzellen an den Ort der Infektion durch Chemotaxis.

DCs können in unreife dendritische Zellen (iDC) und reifen dendritischen Zellen (mDCs) 2 auf der Grundlage ihrer Morphologie und Funktion aufgeteilt werden. Nach der Erkennung von fremden Antigenen durch eine der vielen Mustererkennung Rezeptoren (zB Toll-like - Rezeptoren, C-TypLektine, Rezeptoren oder Komplement) reichlich auf der Zelloberfläche exprimiert, durchlaufen iDCs große Veränderungen und beginnen zu reifen. Während dieser Reifungsprozess, Rezeptoren für Antigen - Capture werden herunterreguliert, während wesentliche Moleküle für die Antigenpräsentation sind drei hochreguliert. Reifen DCs hochregulieren die Haupt-Histokompatibilitäts-Komplexen I und II (MHC I und II), co-stimulatorische Moleküle, wie CD80 und CD86, die für die Antigenpräsentation und Aktivierung von T-Lymphozyten wichtig sind. Zusätzlich ist die Expression des Chemokinrezeptors CCR7 auf der Zelloberfläche induziert, die die Migration von DCs aus peripheren Geweben in die Lymphknoten ermöglicht. Die Migration wird durch die "Rollen" von DCs entlang eines Chemokinligand 19 (CCL19 / MIP-3b) und Chemokinligand 21 (CCL21 / SLC) Gradienten in die Lymphknoten 4-6 erleichtert.

Nach der Migration präsentieren mDCs das verarbeitete Antigen CD4 + und CD8 + T - Zellen zu naiv, so initiating eine adaptive Immunantwort gegen das eindringende Pathogen 7. Diese Interaktion mit T - Zellen in den Lymphknoten ist auch mit der Ausbreitung des Virus 8 verbunden. Andere In - vitro - Studien zeigten , dass DCs effizient erfassen und übertragen HIV T - Zellen und dass diese Übertragung führt zu einer kräftigen Infektion 12.09. Diese Experimente unterstreichen , dass in vivo HIV - Exploits DCs als Shuttles von der Peripherie zu den Lymphknoten. Während der Antigenpräsentation, sekretieren DCs Schlüssel Interleukine, die die Differenzierung von Effektor-T-Helferzellen die Form und somit die Ergebnisse der gesamten Immunantwort gegen die Mikrobe in diesem sehr Wechselwirkung bestimmt. Abgesehen von Typ 1 (Th1) und Typ 2 (Th2) Effektor - T - Zellen, andere Untergruppen von CD4 + T - Helferzellen (zB Typ 17 (Th17) und Typ 22 (Th22) T - Zellen) beschrieben wurden, und deren Induktion und Funktion wurden eingehend untersucht. DCs sind außerdem beteiligtdie Erzeugung von regulatorischen T - Zellen (Treg) 13,14. Diese Zellen sind Immunsuppressiva und stoppen kann oder herunterregulieren Induktion oder Proliferation von Effektor-T-Zellen und sind somit entscheidend für die Immunität und Toleranz zu entwickeln.

Menschliche herkömmlichen DCs (cDCs) umfassen mehrere Untergruppen von Zellen mit einer myeloischen Ursprungs (dh Langerhans'schen Zellen (LKS) und dermale und interstitielle DCs) oder lymphatischen Ursprungs (dh plasmazytoiden DCs (pDCs)). Für In - vitro - Experimente oder DC Impfstrategien, Monozyten abgeleiteten DCs sind als Modell für die dermale DCs routinemäßig eingesetzt. Diese Zellen zeigen Ähnlichkeiten in der Physiologie, Morphologie und Funktion zu herkömmlichen myeloischen dendritischen Zellen. Sie werden durch die Zugabe von Interleukin 4 (IL-4) und Granulozyten-Makrophagen - Kolonie-stimulierender Faktor (GM-CSF) an Monozyten isoliert von gesunden Spendern 12,15-18 erzeugt. Dendritische Zellen können auch aus dermalen oder Schleimhaut-Biopsien direkt isoliert werden oder können sogar be von CD34 + hämatopoetischen Vorläuferzellen aus Nabelschnurblut erhaltenen Proben ex utero isoliert entwickelt. Hier zeigen wir, wie Monozyten isoliert und stimuliert von antikoaguliertem menschlichem Blut nach Pbmc (PBMC) Anreicherung durch Dichtegradientenzentrifugation. Nach einer Inkubation für 5 Tage, sind menschliche Monozyten unter spezifischen Bedingungen in iDCs differenziert und sind bereit für die experimentellen Verfahren in einem nicht-klinischen Umfeld.

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Protocol

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Ethik-Anweisung: schriftliche Einverständniserklärung wurde von allen teilnehmenden Blutspender vom Zentralinstitut für Bluttransfusion und Immunologische Abteilung, Innsbruck, Österreich erhalten. Die Verwendung von anonymisierten übrig gebliebenen Proben für wissenschaftliche Zwecke wurde von der Ethikkommission der Medizinischen Universität Innsbruck genehmigt.

1. Anreicherung von peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs)

  1. Konzentration von PBMCs durch Zentrifugation.
    1. Öffnen Sie die Blutpackung und Split-Blut in sterilen 50 ml Zentrifugenröhrchen nach der Menge des Blutes empfangen.
    2. Falls erforderlich, stellen Sie die Lautstärke auf 50 ml für jedes Röhrchen mit sterilem Dulbecco-Phosphat-gepufferte Saline (D-PBS).
    3. Die Röhrchen in eine Zentrifuge und Spin sie bei 400 xg für 15 min bei Raumtemperatur (RT) ohne Bremse.
    4. Zeichnen Sie die obere Schicht mit Plasma und Blutplättchen mit einer sterilen 10 ml serologische Pipette ab, so dass die boundary Schicht ungestört.
      HINWEIS: Wenn autologem Plasma anstelle von FCS verwendet, wird das Kulturmedium zu ergänzen, muss das Plasma in diesem Schritt aufgefangen und hitzeinaktiviertem werden.
    5. Sammeln Sie die mononuklearen Zellen (Grenzschichten) aus zwei 50-ml-Zentrifugenröhrchen und übertragen sie in eine sterile 50-ml-Röhrchen mit einer sterilen 10 ml serologische Pipette.
    6. Stellen Sie das Volumen auf 50 ml für jedes Rohr mit sterilen D-PBS.
    7. Die Röhrchen in eine Zentrifuge und Spin sie bei 400 xg für 15 min bei RT ohne Bremse.
    8. Zeichnen Sie die obere Schicht, die das Plasma ausgeschaltet und Blutplättchen eine sterile 10 ml serologische Pipette, so dass die Grenzschicht ungestört.
    9. Sammeln Sie die mononuklearen Zellen (Grenzschichten) aus den 50 ml Zentrifugenröhrchen und übertragen sie in zwei sterile 50 ml Sammelröhrchen mit einer sterilen 10 ml serologische Pipette.
    10. Stellen Sie das Volumen auf 50 ml für jedes Röhrchen mit sterilem D-PBS.
  2. Trennungvon PBMCs durch Dichtegradientenzentrifugation (Abbildung 1).
    1. Bereiten Sie vier 50-ml-Röhrchen und Pipette 15 ml Dichtegradientenmedium in jedes Röhrchen.
    2. 25 ml gepoolt Zellen / Blut aus dem Sammelrohr (Schritt 1.1.10) und sorgfältig die Dichtegradientenmedium überlagern.
    3. Die Röhrchen in eine Zentrifuge und Spin sie bei 700 xg für 30 min bei RT ohne Bremse.
  3. Sammlung und Reinigung von PBMCs.
    1. Zeichnen Sie die obere Schicht, die das Plasma ausgeschaltet und Blutplättchen eine sterile 10 ml serologische Pipette, so dass die PBMC Schicht ungestört.
    2. Sammeln Sie die PBMC Interphase aus allen Rohren und bündeln die Zellen in zwei sterile 50-ml-Röhrchen mit einer sterilen 25 ml serologische Pipette.
    3. Stellen Sie das Volumen auf 50 ml für jedes Röhrchen mit sterilem D-PBS. Die Röhrchen in eine Zentrifuge und Spin sie bei 400 xg für 15 min bei 4 ° C mit der Bremse.
    4. Den Überstand aspirieren und resuspendieren dieZellen in sterile D-PBS. Pool der Zellen aus den beiden Rohren und stellen Sie die Lautstärke auf 50 ml mit sterilem D-PBS.
    5. Die Röhrchen in die Zentrifuge und Spin sie bei 400 xg für 10 min bei 4 ° C mit Bremse.
    6. Den Überstand aspirieren und resuspendieren die Zellen in sterilen D-PBS. Stellen Sie die Lautstärke auf 50 ml mit sterilem D-PBS und Pipette 50 ul in ein 1,5-ml-Röhrchen mit 450 & mgr; l D-PBS.
    7. Vortex die 1,5-ml-Röhrchen kräftig und zählen Sie die Zellen in einer Neubauer-Kammer oder einem anderen Zellzählung Instrument.
    8. Platzieren Sie die 50-ml-Röhrchen in die Zentrifuge und Spin sie bei 400 xg für 10 min bei 4 ° C mit Bremse.

2. Isolierung von Monozyten durch Anti-human CD14 magnetische Partikel

  1. Kennzeichnung von PBMCs mit magnetischen Partikeln.
    1. Stellen Sie die PBMC - Konzentration auf 8 x 10 7 Zellen / ml Isolationspuffer verwendet wird .
    2. Vortex die anti-human CD14 magnetischen Teilchen thoroughly und je 1 x 10 7 PBMCs für 50 ul Partikel hinzufügen.
    3. Mischen der Zellpartikel-Suspension gründlich und Inkubation es bei RT für 30 min.
  2. Trennung der positiven und negativen Fraktionen.
    1. Stellen Sie die Lautstärke bis zu 12 ml mit Isolationspuffer.
    2. Bereiten Sie sechs sterile Rundboden Röhrchen und Pipette 2 ml der Zell-Partikel-Suspension in jedes Röhrchen.
    3. Unmittelbar danach ist die Rohre auf dem Magneten. Inkubieren sie für 10 min bei RT.
    4. Halten Sie die Rohre auf dem Magneten und den Überstand vorsichtig abziehen. Der Überstand enthält die negative Fraktion.
    5. Entfernen Sie den Schlauch aus dem Magneten und 2 ml Isolationspuffer.
    6. die Zellen durch Auf- und Abpipettieren vorsichtig resuspendieren.
    7. Die Röhrchen wieder auf den Magneten. Inkubieren für 5 min bei RT.
    8. Halten Sie die Rohre auf dem Magneten und den Überstand vorsichtig abziehen. Der Überstand enthält die negative Fraktion.
    9. Entfernen Sie die Schläuche aus dem Magneten und 2 ml Isolationspuffer in jedes Röhrchen. die Zellen durch Auf- und Abpipettieren vorsichtig resuspendieren.
    10. Übertragen Sie die positive Fraktion in ein steriles 50-ml-Tube und stellen Sie die Lautstärke auf 50 ml unter Verwendung von sterilen D-PBS.

3. Stimulation von isolierten Monozyten mit IL-4 und GM-CSF

  1. Das Röhrchen wird in die Zentrifuge und drehen Sie es bei 400 × g für 10 min bei 4 ° C mit Bremse.
  2. Den Überstand aspirieren und wieder die Zellen in 50 ml D-PBS.
  3. Je 50 ul in ein 1,5 ml Röhrchen mit 450 & mgr; l D-PBS. Vortex die 1,5-ml-Röhrchen kräftig und zählen Sie die Zellen in einer Neubauer-Kammer oder eine andere Zelle Zählgerät.
  4. Legen Sie die 50-ml-Röhrchen in die Zentrifuge und drehen Sie es bei 400 × g für 10 min bei 4 ° C mit Bremse.
    HINWEIS: Wenn die negative Fraktion, peripheren Blut-Lymphozyten (PBL) enthält, auch erforderlich ist, führen Sie das Waschen und Zählen Schritte ähnlich zu tSchlauch der positiven Fraktion (Schritte 3,1-3,5).
  5. Stellen Sie die Zellkonzentration auf 1 x 10 6 / ml mit vorgewärmten Kulturmedium (RPMI 1640 Medium , ergänzt mit 10% hitzeinaktiviertem FBS und 1% L-Glutamin - Lösung) und Pipette 3 ml / Vertiefung in Platten mit 6 Vertiefungen.
    HINWEIS: Wenn hitzeinaktiviertem autologem Plasma verwendet, ersetzen Sie die 10% FCS mit 1-5% autologem Plasma, nach dem Versuchsaufbau.
  6. Stimulierung der Monozyten mit rekombinantem humanem IL-4 (250 U / ml) und rekombinantem Human-GM-CSF (1000 U / ml) pipettiert, die Cytokine direkt in das Kulturmedium. Inkubieren bei 37 ° C und 5% CO 2.
  7. Re-Stimulierung der Zellen mit IL-4 (250 U / ml) und GM-CSF (1000 U / ml) nach 48 h durch das Pipettieren Cytokine direkt in das Kulturmedium.
    HINWEIS: Wenn es irgendwelche Anzeichen für eine Versauerung durch den pH-Indikator in dem Medium gezeigt sind, mit vorgewärmten Kulturmedium die Hälfte des Mediums ersetzen.
  8. Ernte unreifen dendritischen Zellen am Tag 5 füraus der 6-Well-Platte down-stream-Experimente durch die kultivierten Zellen pipettiert und in ein 50 ml Zentrifugenröhrchen nach dem Pipettieren des Kulturmediums nach oben und unten ein paar Mal.
  9. Zählen Sie die Zellen und färben eine Probe von isolierten Monozyten mit anti-human Antikörper gegen CD11b, CD11c und DC-SIGN / CD209, zusammen mit einem Zellebensfähigkeit Farbstoff. Zur Vermeidung von unspezifischer Bindung der Antikörper bei der Oberflächenfärbung, die Verwendung von Fc-Rezeptor-Reagenzien oder Rinderserumalbumin (BSA) Puffer blockiert wird dringend empfohlen.
  10. Analyse der Probe, die die Lebensfähigkeit der Zellen unter Verwendung von Farbstoff, entsprechend dem Protokoll des Herstellers durch Zytometrie Durchführung fließen, um die Reinheit und Lebensfähigkeit der erzeugten iDCs zu beurteilen.

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Representative Results

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Nach der Zentrifugation von antikoaguliertem Blut ein Sucrosekissen, peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs) unter Verwendung von in einem Interphase auf dem Dichtegradienten-Medium (Abbildung 1) angereichert. Nachdem die PBMCs abgezogen werden, wird FACS - Analyse durchgeführt , um die verschiedenen Zellpopulationen innerhalb der PBMCs zu charakterisieren mit Lineage Marker (zB CD3 für T - Lymphozyten, CD14 für Monozyten und CD19 für B - Lymphozyten). 2A zeigt die Ergebnisse einer FACS - Analyse von repräsentativen PBMCs nach Dichtegradienten Zentrifugation gesammelt und gefärbt. Aus der gated Bevölkerung (2A, obere Kurve), entdeckten wir 4,03% B - Lymphozyten, 28,20% Monozyten und 67,62% andere Zellen (2A, mittlere Plot), von denen 43,62% waren T - Lymphozyten (2A, untere Kurve ).

PBMCs werden dann inkubiert with CD14 magnetischen Teilchen und auf einem Magneten nach der Inkubation, die negative Fraktion, die die periphere Blut-Lymphozyten (PBLs) enthält, wird durch FACS unter Verwendung der Auswahl der oben genannten lineage Marker analysiert. Im Vergleich zu PBMCs, gemessen wir ähnliche Prozentsätze von B - Lymphozyten (4,65%, 2B, mittlere Plot), höhere Prozentsätze anderer Zellen (88,61%, 2B, mittlere Plot) und stark reduzierten Prozentsatz der Monozyten (6,59%, 2B , mittlere Grundstück). Die Charakterisierung der positiven Fraktion (Abbildung 3) zeigte eine hohe Trennleistung, da die Reinheit der isolierten Zellen ist über 97% (Abbildung 3, links Grundstück), von denen 99,56% (Abbildung 3, rechts Grundstück) ausgedrückt ein hohes Maß an CD14 auf der Zelloberfläche.

IL4 und GM-CSF-Stimulation von Monozyten für 5 Tage ergibt Differenzierung zu dendritischen Zellen monocyte-deriveds, die dendritischen Zellen in der Morphologie, Verhalten und Rezeptorexpression 19 vergleichbar sind , auf den Haut. FACS - Analyse von Monozyten abgeleiteten dendritischen Zellen am Tag 5 zeigt eine homologe Population (Figur 4, links Plot) Exprimieren hohe CD11b, CD11c (nicht gezeigt) und dem C-Typ - Lektin - DC-SIGN. Kein Ausdruck des Reifungsmarker CD83 DC erkannt wird (Abbildung 4, rechts Plot), und die Zellen auch die Monozyten - Marker CD14 (nicht dargestellt) verlieren.

Figur 2
Abbildung 1: Trennung von Blutbestandteilen durch Dichtegradientenzentrifugation. PBMCs werden in einem Interphasen auf der Oberseite des Trennmediums durch Dichtegradientenzentrifugation angereichert wird. Schichten vor (links) und nach (rechts) der Zentrifugation dargestellt. Bittehier klicken, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 2
Abbildung 2: Die durchflusszytometrische Analysen von PBMCs (A) und PBL (B). (A) PBMCs werden geerntet, gefärbt lineage Marker (Maus-anti-Human - CD3, CD14 und CD19 Antikörper) und mittels Durchflusszytometrie analysiert. Dot Plots eines repräsentativen Ergebnis gezeigt. (B) Die negative Fraktion PBLs enthält, gekennzeichnet durch lineage Marker (Maus-anti-Human - CD3, CD14 und CD19 - Antikörper) und mittels Durchflusszytometrie analysiert. Dot Plots eines repräsentativen Ergebnis gezeigt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 3

Abbildung 4
Abbildung 4: Durchflusszytometrische Analysen von Monozyten-abgeleiteten dendritischen Zellen. Monozyten sind für 5 Tage mit IL4 und GM-CSF und gefärbt für charakteristische DC-Marker, wie CD11b, CD11c (nicht dargestellt), der C-Typ Lektin DC-SIGN und die Reifung Marker CD83 stimuliert. Dot Plots eines repräsentativen Ergebnis gezeigt.

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Discussion

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Dieses Protokoll beschreibt die Erzeugung von Monozyten-abgeleiteten dendritischen Zellen (MDDCs) durch die Isolierung von humanen Monozyten aus antikoaguliertem Blut eines magnetischen Nanopartikel-basierten Assay. In diesem Protokoll werden die Zentrifugationsschritte stromaufwärts der Zellisolierungsverfahren durchgeführt, was zu einer Anreicherung der PBMC-Fraktion führt. Obwohl Zellen während der Zentrifugation verloren gehen würde, den Inhalt eines Vollblut-Packung auf Dichtegradienten-Medium zu überlagern 200-300 ml des Dichtegradientenmedium erfordern und somit nicht kostengünstig angesehen werden. Zusätzlich kann die Anreicherung von PBMCs durch Zentrifugation führt zu einer saubereren Zellpopulation, die sich positiv auf die Anheftung der anti-human CD14 magnetischen Teilchen während des Isolierungsprozesses beeinflusst. Magnetisch-Nanopartikel Isolierung von Monozyten führt zu einer lebensfähigen Monozytenpopulation, die weiter zur in vitro Differenzierung in verschiedene DC Untergruppen oder Makrophagen verwendet werden können.

Alternativ können dendritische Zellen direkt aus dermal oder Schleimhautbiopsien isoliert werden oder kann aus CD34 + hämatopoetischen Vorläuferzellen getrennt aus Nabelschnurblut erhaltenen Proben ex utero entwickeln.

Nichtsdestoweniger sind MDDCs das am häufigsten verwendete Modell für dendritische Zellen, da die direkte Isolierung von DCs aus Biopsien komplexer durchzuführen. Es kann auch zu einer ineffizienten Zellzahlen führen, die häufig aufgrund von Unterschieden in den Spender Qualität variieren. Ähnliche Probleme können auftreten , wenn DCs von CD34 + Stammzellen aus dem Nabelschnurblut isoliert erzeugt werden.

Für zukünftige Anwendungen, induzierbare pluripotente Stammzellen (iPS) anstelle von CD14-magnetischen Kügelchen Isolierung von Monozyten aus Blut verwendet werden könnte. Die Vorteile der Verwendung iPSCs sind, dass nicht nur die DC-Untergruppen, aber alle hämatopoetischen Zellen von Interesse können von einem Spender (T-Zellen, B-Zellen erzeugt werden, und c NKells) und dass die patientenspezifischen iPS-Zellen können die Wechselwirkungen von autologem Immunzellen in einer personalisierten Weise zu charakterisieren, verwendet werden.

Der wichtigste Schritt bei der Isolierung von Monozyten ist der Zentrifugationsschritt Dichtegradienten, da eine genaue Trennung der roten und weißen Blutzellen nur dann erreicht wird, wenn die Bremse der Zentrifuge ausgeschaltet wird. Dies bestimmt das Ergebnis des Down-Stream-Isolierwirkungsgrad.

Zusammenfassend ist dieses Protokoll eine sehr schnelle, effiziente und kostengünstige Weise ein lebensfähiges und homogene Monozyten-abgeleiteten dendritischen Zellpopulation durch die Isolierung von humanen Monozyten aus antikoaguliertem Blut zu erzeugen.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
APC Mouse Anti-Human CD19 Clone HIB19 BD Biosciences 555415
APC Mouse Anti-Human CD83 Clone HB15e BD Biosciences 551073
BD Imag Anti-Human CD14 Magnetic Particles BD Biosciences 557769
BD Imagnet BD Biosciences 552311
BSA (Albumin Fraction V) Carl Roth EG-Nr 2923225
Costar 6 Well Clear TC-Treated Multiple Well Plates Costar 3506
Density gradient media: Ficoll-Paque Premium GE Healthcare Bio-Sciences 17-5442-03
Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline (D-PBS) Sigma-Aldrich D8537
Falcon 10 ml Serological Pipet Corning 357551
Falcon 25 ml Serological Pipet Corning 357525
Falcon 50 ml High Clarity PP Centrifuge Tube Corning 352070
Falcon Round-Bottom Tubes Corning 352054
FITC Mouse Anti-Human CD3 Clone HIT3a BD Biosciences 555339
Ghost Dye Violet 510 (Cell Viability Reagent) Tonbo biosciences 13-0870
GM-CSF MACS Miltenyi Biotec 130-093-862
Heat Inactivated FBS (Fetal Bovine Serum), EU Approved Origin (South America) Gibco 10500-064
Hettich Rotanta 460R Hettich ---
IL-4 CC PromoKine C-61401
Isolation buffer: BD IMag Buffer (10x) BD Biosciences 552362
L-Glutamine solution Sigma-Aldrich G7513
Microcentrifuge tubes, 1.5 ml, SuperSpin VWR 211-0015
PE Mouse Anti-Human CD14 Clone M5E2 BD Biosciences 555398
PE Mouse Anti-Human CD209 Clone DCN46 BD Biosciences 551265
RPMI-1640 medium Sigma-Aldrich R0883
UltraPure 0.5 M EDTA, pH 8.0 Invitrogen 15575020

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References

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Posch, W., Lass-Flörl, C., Wilflingseder, D. Generation of Human Monocyte-derived Dendritic Cells from Whole Blood. J. Vis. Exp. (118), e54968, doi:10.3791/54968 (2016).More

Posch, W., Lass-Flörl, C., Wilflingseder, D. Generation of Human Monocyte-derived Dendritic Cells from Whole Blood. J. Vis. Exp. (118), e54968, doi:10.3791/54968 (2016).

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