Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Модель травматической травмы спинного мозга на мышах на мышах

Published: June 18, 2017 doi: 10.3791/54988
Automatic Translation
*1, *2, 1, 2, 2,3, 1
1Spinal Cord and Brain Injury Research Group, Stark Neurosciences Research Institute, Department of Neurological Surgery and Goodman and Campbell Brain and Spine, Indiana University School of Medicine, 2Norton Neuroscience Institute, Norton Healthcare, 3Department of Anatomical Sciences and Neurobiology, University of Louisville
* These authors contributed equally

Summary

Мы вводим модель травмы спинного мозга на основе тканевого смещения, которая может приводить к последовательному повреждению спинного мозга у взрослых мышей.

Abstract

Проведение последовательной и воспроизводимой травмы спинного мозга (SCI) имеет решающее значение для минимизации поведенческих и гистологических вариаций между экспериментальными животными. Было разработано несколько моделей оконечных SCI для получения травм с использованием различных механизмов. Тяжесть SCI основана на высоте падения данного веса, силе травмы или смещении спинного мозга. В текущем исследовании мы вводим новое устройство SCI для мыши с контузией мышц, ударный агент системы травмы Луисвилля (LISA), который может создавать SCI с вытеснением с высокой скоростью и точностью травмирования. Эта система использует лазерные дистанционные датчики в сочетании с передовым программным обеспечением для получения градуированных и сильно воспроизводимых травм. На мышах 10 -го торакального позвонка (T10) мы провели контузивный SCI, чтобы продемонстрировать пошаговую процедуру. Модель также может применяться к шейному и поясничному спинномозговым уровням.

Introduction

Наиболее распространенная травма спинного мозга (SCI), встречающаяся у людей, представляет собой ошеломляющий SCI 1 . Чтобы исследовать механизмы травмирования и различные терапевтические стратегии после SCI, необходима точная, последовательная и воспроизводимая модель SCI для грызунов.

В экспериментальных исследованиях SCI 2 , 3 , 4 , 5 , 6 использовались многие модели травмы спинного мозга с различными механизмами травмирования. Три модели SCI на основе контузии - в частности, основанный на весовых категориях Нью-Йоркский университет (NYU) / Multicenter Animal Spinal Inchury Studies (MASCIS), 3 , 6 , импактор / 7 ,D Импульс Infinite Horizon (IH) 4 , 8 - широко распространен в области исследований SCI. Ударник NYU / MASCIS или эквивалент наносят урон, уменьшая фиксированный вес с разных высот на спинной мозг, чтобы создать множественные травмы 3 , 6 . OSU / ESCID вызывает травму, вызывая перемещение ткани 5 , 7 . Ионный ударник IH вызывает травму, применяя различные силы к спинному мозгу 4 , 8 . Каждый ударный элемент использует другую скорость, что является важным параметром, влияющим на результаты травм. Устройство NYU / MASCIS генерирует скорости от 0,33 до 0,9 м / с. Устройство IH имеет максимальную скорость 0,13 м / с 4 . Ударник OSU / ESCID имеет фиксированную скорость 0,148 м / с 5 . Примечательно, что скоростиSe моделей ниже, чем наблюдаемые в клинических скоростях, которые обычно превышают 1,0 м / с 9 .

Здесь мы вводим новое устройство SCI, основанное на вытеснении, которое называется аппаратом для лечения травм Луисвилля (LISA), для производства SCI у мышей с высокой скоростью удара 10 . Эта система включает в себя позвоночный стабилизатор, который надежно стабилизирует позвоночник в месте повреждения, позволяя производить постоянный воспроизводимый SCI. Лазерный датчик устройства обеспечивает точное определение перемещения ткани и результирующей тяжести SCI. Скорость плунжера в точке соприкосновения со спинным мозгом может регулироваться от 0,5 до 2 м / с. Эти параметры травматизма точно повторяют травматический SCI, наблюдаемый клинически.

Protocol

Все хирургические операции и процедуры обработки животных выполнялись в соответствии с рекомендациями Руководства по уходу и использованию лабораторных животных (Национальный исследовательский совет) и Руководящими указаниями Комитета по институциональному уходу и использованию животных Университета штата Индиана.

1. Подготовка животного и выполнение T10-спинальной ламинэктомии

  1. Стерилизуйте хирургические инструменты и стабилизатор металлического шипа в автоклаве. Очистите хирургический операционный стол. Нагрейте нагревательную подушку до 37 ° C. Поместите грелку на рабочий стол и накройте его стерильными хирургическими шторами. Используйте стерильную технику во время операции.
  2. Для этого исследования используйте молодых молодых взрослых C57 / 6J мышей в возрасте 10 недель. Анестезируйте каждого животного с помощью внутрибрюшинной (ip) инъекции смеси кетамина (87,7 мг / кг) и ксилазина (12,3 мг / кг). Подтвердите полную анестезию, не вызывая реакции на стимуляцию ноцицепции, вызванной лапкой. нг>
    1. Подкожно вводить бупренорфин (0,01-0,05 мг / кг), анальгетик и карпрофен (5 мг / кг), нестероидный противовоспалительный препарат.
  3. Потрите волосы на тораколумбаре, используя электрический клипер. Скраб кожи с бетадином и 70% спиртовыми салфетками.
  4. Нанесите офтальмологическую мазь на роговицу, чтобы защитить глаза от высыхания во время операции.
  5. С помощью скальпеля сделайте разрез средней линии размером 1,5 см на спине животного, чтобы выставить 9-11 -ю грудную позвоночную пластинку. Надавите подкожную жировую ткань рострально. Препарируйте мышцы параспинала от остистых отростков и пластинок к боковым граням с каждой стороны.
  6. Расположите мышь на U-образном желобе стабилизатора ( рис. 2A И 2В ). Двусторонне зажмите рычаги из нержавеющей стали под открытыми гранями позвонка T10 (G "> Рисунок 4A) и затяните с помощью винтов большого пальца, прикрепленных к кронштейнам ( рис. 2A ).
  7. Удалите остистый процесс T10 и ламинацию (ламинэктомия) с помощью микророга, который обнажает твердую мозговую оболочку поверх спинного мозга ( рис. 4B ).

2. Выполнение травмы T10 с использованием LISA Impactor

  1. Поверните ручку регулятора давления в емкости для азота, чтобы установить сжатый азот на 20 PSI или 138 кПа ( рисунок 1A ) для этого исследования.
    ПРИМЕЧАНИЕ. Давление регулируется от 10-120 фунтов на кв. Дюйм. Более высокое давление приведет к высокоскоростному удару. Кончик устройства SCI диаметром 1,2 мм предназначен для мышей, а наконечник диаметром 2,2 мм предназначен для крыс. При переходе от мышей к крысам наконечник большего диаметра может быть образован путем добавления кольца к металлическому наконечнику (id 1,2 мм / 2,2 мм). Мы использовали кончик 1,2 мм у этих мышей SCI sTudy. Перед использованием стерилизуйте наконечник SCI.
  2. Включите компьютер, чтобы запустить программное обеспечение. Нажмите кнопку 1 ( рисунок 1B ), чтобы включить кончик ударника в полностью выдвинутое положение ( рис. 3A- 1 ).
    ПРИМЕЧАНИЕ. Функция кнопки 1 состоит в том, чтобы вручную активировать или деактивировать пневматический цилиндр.
  3. Поместите U-образный контейнер с помощью мыши на сцену ( рисунок 2B ). Закрепите сцену на месте, затянув винты большого пальца крепления ( рис. 2B ).
  4. В зоне «SET ZERO LEVEL» (зеленый) установите нулевой уровень с помощью лазерного датчика, измеряющего расстояние до полностью расширенного наконечника плунжера, нажав кнопку «START READING» ( Рисунок 3A ). Расстояние будет отображаться в параметре «Диапазон» в этой зоне ( рис. 3A ). Нажмите кнопку «SET ZERO» ( например, 8,951 мм, как показано на рисунке 3A ).
  5. Нажмите кнопку 1 ( Рисунок 1B ), чтобы снять наконечник ударника ( Рисунок 3B -1 , обозначенный верхней стрелкой) и разблокировать крепеж Винт 1 ( Рисунок 2B ). Потяните винт в правильное положение ( рисунок 3B -1 , обозначенный боковой стрелкой), чтобы отодвинуть наконечник от траектории лазерного луча и поверните винт на 90 ° по часовой стрелке, чтобы зафиксировать винт.
  6. Переместите сцену, отрегулировав фронтальные и боковые микро-драйверы ( рис. 1C ), чтобы направить лазерный луч на центр обнаженного спинного спинного мозга. После того, как местоположение травмы нацелено, измерьте расстояние между тканями, нажав кнопку «START READING» в разделе «SET INJURY LEVEL "(синий) ( рис. 3B и 3B-1 ).
  7. Медленно отрегулируйте расстояние между датчиком и спинным мозгом с помощью вертикального микро-драйвера ( рис. 1C ), чтобы достичь желаемого параметра перемещения ( например, 0,500 мм, показанного в поле параметра «Травма») в зоне «УРОВЕНЬ УРОВНЯ УРОВНЯ» (Синий) ( рисунок 3B ).
    1. Когда достигнуто желаемое смещение смещения, запишите расстояние между тканями ( например, 8,451 мм, показано в поле параметра «Диапазон») ( рисунок 3B ). Определите требуемое смещение (травма) = расстояние до конца (ноль) - расстояние между тканями (диапазон) ( рисунок 3B ). Когда достигнута желаемая травма ( например, смещение ткани размером 0,500 мм) ( рис. 3B ), нажмите кнопку «УСТАНОВИТЬ ТРАВМ» в зоне «УРОВЕНЬ УРОВНЯ УСТРОЙСТВА», чтобыУстановить травму.
  8. Поверните винт 1 на 90 ° против часовой стрелки, чтобы разблокировать винт, надавить ударный наконечник обратно на траекторию лазерного луча ( рис. 3C -1 , направление, обозначенное стрелкой), и зафиксировать винт 1, повернув его на 90 ° по часовой стрелке.
  9. Нажмите кнопку «Выполнить» в красной зоне «RUN EXPERIMENT» ( Рисунок 3C ), чтобы выполнить удар. В блоках параметров в этой зоне будут отображаться время (и) травмы, сила (мВ), скорость (м / с) и смещение повреждений (мм) ( рис. 3C ).
  10. После того, как все данные о травме будут записаны и сохранены, удалите U-образный желоб с помощью мыши со сцены. Визуально подтвердите повреждение спинного мозга под хирургическим микроскопом ( рис. 4C ).
  11. Шовную часть паравертебральных мышц, поверхностную фасцию и кожу используют непрерывный шов с шелком 3-0 (Henry Schein, 776-SK).
  12. ВводЖивотное с 1 мл 0,9% солевого раствора подкожно для гидратации и поместите его на контролируемую температурой прокладку до тех пор, пока полное сознание не будет восстановлено. Поместите мышь в клетку с доступной едой и водой.
  13. Для послеоперационного ухода вручную выражайте мочевой пузырь до тех пор, пока спонтанное мочеиспускание не исчезнет. Для аналгезии вводите бупренорфин (0,05-2,0 мг / кг, SQ) 8-12 ч / сут в течение 2 дней. Если происходит инфекция мочевого пузыря, вводите Baytril (SQ, 5-10 мг / кг в 0,1 мл, 1 раз в день) в течение 7-10 дней. Если возникает региональная / системная инфекция, вводите гентамицин (SQ, 5-8 мг / кг, разведенный в 1 мл стерильного физиологического раствора, каждые 8-12 ч) в течение 4 дней.
  14. Удалите нити шовного материала через 14 дней после SCI.
  15. На 42-й день после травмы мышей будут жертвовать перфузией. После соответствующей анестезии в виде 1,2, они будут перфузированы 30 мл (0,01 М) забуференного фосфатом физиологического раствора (PBS) и 30 мл 4% параформальдегида в 0,01 М PBS. Один сантиметр спинного мозга, включая эпический эпическийВвод будет собираться и обрабатываться для секционирования и гистологического анализа.

Representative Results

Это устройство состоит из пяти основных компонентов: (1) корпус с ударным наконечником ( рис. 1C ), (2) компьютер с программным обеспечением ( рис. 1B ), (3) электрический блок управления ( рис. 1B ), (4) a ( Рис. 2А ) и (5) сжатый воздух для пневматической системы управления ( рис. 1А ). Чтобы вызвать точное перемещение ткани, система использует лазерный датчик для измерения расстояния между полностью выдвинутым наконечником плунжера и дорсальной поверхностью целевого спинного мозга. Программное обеспечение учитывает толщину наконечника 4 мм из-за того, что лазерный луч достигает только отражающей поверхности ударного элемента ( рис. 2В и рис. 3А- 1 ). Есть два положения, в которые может быть помещен наконечник плунжера: (1) iN путь лазерного луча ( рис. 3A -1 ) или (2) в боковом положении от лазерного луча ( рис. 3B -1 ). Когда плунжер находится в пути лазерного луча ( рис. 3А- 1 ), он измеряет расстояние от наконечника ударника и контролирует скорость наконечника ударного элемента во время движения между растяжением и втягиванием. Когда плунжер находится в боковом положении от траектории лазерного луча ( рис. 3В- 1 ), измеряется расстояние между лазером и спинным мозгом.

Стабилизация позвонка T10 с использованием нашего позвоночного стабилизатора является неотъемлемой частью процедуры ( рис. 2A ) 10 , 11 . Надежные измерения расстояния с использованием лазерного датчика зависят от sКоторая может быть искажена при наличии движения. Для определения точности и консистенции этой системы 8 мышей подвергались повреждениям с удалением 0,5 мм. У этих животных наблюдалась изменчивость смещения ± 0,001 мм (± SD), что свидетельствует о высокой точности и воспроизводимости системы. Рисунок 4 демонстрирует иммобилизованные целевые позвонки в стабилизаторе ( рис. 4A ) и открытый T10 спинной мозг до ( рис. 4B ) и после ( рис. 4C ) ушиба под хирургическим микроскопом.

Давление сжатого воздуха контролирует скорость ударного элемента в момент травмы. Наши данные показывают, что скорость удара составляет 0,81 ± 0,0455 м / с (среднее ± SD) при давлении 138 кПа. Ручка ( рисунок 1B ) на элементе управления электрической коробкойПродолжительность контакта наконечника (время ожидания) после травмы и его можно отрегулировать в пределах от 0 до 5000 мс. Время ожидания наконечника в большинстве экспериментов установлено на уровне 0,32 ± 0,0147 с (среднее ± SD) ( рисунок 5 ). Используя это устройство, тяжелые зависимые повреждения могут быть получены с тканевыми смещениями 0 мм (ложное управление), 0,2 мм (умеренная травма), 0,5 мм (умеренная травма) и 0,8 мм (тяжелая травма) у взрослых мышей ( Рисунок 6 ).

Рисунок 1
Рисунок 1: Аппарат системы травм Луисвилля (LISA). ( A ) Система состоит из ударника, системы управления и источника сжатого воздуха. ( B ) Система управления включает в себя блок управления и портативный компьютер. Программное обеспечение и кнопки управления блока управления позволяют пользователю устанавливатьПоказатели травматизма. ( C ) Лазерный датчик является ключевым компонентом устройства и измеряет положение травмы, расстояние от спинного мозга до датчика и скорость травмы. Быстрое движение вниз и вверх по ударному наконечнику питается от сжатого воздуха. Расположение травмы и тяжесть перемещения ткани регулируются микроприводами, которые контролируют движение в трех измерениях. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

фигура 2
Рисунок 2: Стабилизатор и держатель мыши. ( A ) Стабилизатор позвоночника состоит из U-образного желоба и двух металлических плеч для удержания мышиного позвонка. ( B ) Затем стабилизатор устанавливается на ударное устройство. TКрасная линия указывает путь лазерного луча. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Рисунок 3
Рисунок 3: Способ получения контузионного SCI. ( A - C ) Отображается программное обеспечение графического интерфейса пользователя (GUI) с тремя параметрами / зонами травматизма. ( A , A-1 ) Зеленая зона (SET ZERO LEVEL) калибрует расстояние от наконечника плунжера. Красная линия указывает путь лазерного луча. ( B , B-1 ) Синяя зона используется для установки уровня травматизма (УРОВЕНЬ УРОВНЯ УСТРОЙСТВА). Ударник поднимается и перемещается сбоку в правую сторону, чтобы лазерный луч достиг дорсальной поверхности спинного мозга, чтобы установить нулевой уровень. Красная линия указывает на лазер b Eam путь. ( C , C-1 ) Перед ударом наконечник возвращается на путь лазерного луча для выполнения травмы (RUN). Параметры травмы находятся под красной зоной (RUN EXPERIMENT). Красная линия указывает путь лазерного луча. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Рисунок 4
Рисунок 4: Воздействие и оценка травматизма. ( A ) Металлические плечи стабилизатора позвоночника стабилизируют позвонок T10. ( B ) T10 ламинэктомия, чтобы выявить спинной мозг, хорошо видны спинные сосуды. ( C ) Ушиб, вызванный ударом (стрелка) на дорсальной поверхности спинного мозга, подтверждает повреждение. Шкала шкалы = 2 мм.G4large.jpg "target =" _ blank "> Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Рисунок 5
Рисунок 5: Параметры травмирования. Последовательные параметры травматизма включают смещение ткани (мм), скорость ранения (м / с) и время (ы) ожидания наконечника. N = 8, среднее ± SD. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Рисунок 6
Рисунок 6: Гистологическая оценка. Репрезентативные поперечные сечения спинальных шнуров, окрашенных Cresyl Violet и Eosin, показывают повреждения, зависящие от тяжести заболевания, следующие ( A ) фиктивные (0 мм), ( B ) мягкие (0,2 мм), ( C D ) тяжелых (0,8 мм) обмоточных SCI на T10 с использованием устройства LISA. Изображения были сделаны в эпицентре травм. Шкала шкалы = 500 мкм. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Discussion

В 1911 году Аллен описал первую модель снижения веса с использованием фиксированного веса, чтобы вызвать травмы на открытых спинномозговых клетках собак 12 . Аналогичные модели снижения веса были разработаны на основе модели Аллена, включая импактор NYU / MASCIS 3 , 6 , 13 , 14 . В дополнение к модели снижения веса были созданы другие устройства SCI. Модель OSU / ESCID 5 , 7 использует механизм перемещения ткани для контроля тяжести травматизма, а модель IH 4 , 8 использует силу для создания градируемого SCI. В этих системах стабилизация позвонков достигается за счет застегивания ростовых и каудальных отростков на место повреждения. Эти устройства используют низкие скорости травматизма, в частности 0,33-0,9 м / с (NYU / MASCIS), 0,148 м / с (OSU / ESCID),И 0,13 м / с (IH). Стабилизация рострального и каудального остистых процессов может привести к гибкости позвоночника и движению позвоночника во время удара, что может повлиять на точность травмирования.

Метод LISA пытается преодолеть недостатки существующих моделей, особенно в отношении нестабильности позвоночника и низкой скорости повреждения. Этот метод использует двустороннюю стабилизацию факела и позволяет избежать артефактов движения, связанных с травмой. Это устройство использует скорость удара, которая может быть установлена ​​между 0,5-2 м / с 11 , 15 . Лазерный датчик более продвинут, чем вибратор Ling, используемый в модели ESCID, и точно измеряет расстояние от поверхности спинного мозга, не требуя контакта с телом. Модель первоначально была разработана для производства SCI крысы, и теперь она была адаптирована для производства SCI на мышах и на приматах 16 , не связанных с человеком, с изменениями.

СпиннойАбилитация уменьшает изменчивость во всех экспериментальных методах SCI, особенно в моделях перемещения тканей. Датчик расстояния лазера определяет величину перемещения ткани спинного мозга во время дыхательных движений. Важно, что точка спинного мозга, на которой фокусируется лазер, должна быть одинаковой точкой удара ударника. Этот шаг выполняется на этапе калибровки ( рис. 3 ), когда кончик ударника и лазерный луч выравниваются. Потенциальная слабость этой модели заключается в том, что величина смещения ткани измеряется от дуральной поверхности. Хотя толщина твердой мозговой оболочки представляет собой незначительную разницу между животными, значительная изменчивость может существовать в субарахноидальном пространстве, заполненном спинномозговой жидкостью (CSF). Изменчивость результатов травм может возникать при очень умеренном ушиблении при небольшом перемещении ткани. В целом, последовательность травмы в основном зависит отНа точность перемещения ткани, а также на скорость и время контакта ткани плунжера.

Диапазон перемещения ткани широкий (точность: 0-10 ± 0,005 мм). Основываясь на предыдущих пилотных данных и опубликованной информации у грызунов и нечеловеческих приматов, смещение 20% от переднего диаметра SC дает мягкий SCI, смещение 30-40% приводит к умеренному SCI и более> 50% смещению Производит сильный SCI со скоростью 1 м / с. В зависимости от вида животных будут незначительные различия. Время выдержки регулируется от 0 до 5 с с помощью реле времени. В нашем исследовании время пребывания было установлено в 300 мс. Это можно легко настроить для повторения времени пребывания других устройств SCI, включая модели NYU и IH.

Таким образом, мы разработали основанную на смещении модель контузивного SCI у взрослых мышей. Модель использует U-образный стабилизатор для стабилизации двусторонних спинальных фасеток, избегая шнураАртефакты движения, связанные с лазерным измерением поверхности корда. Эта модель может производить высокоскоростные повреждения шнура от 0,5-2 м / с. Лазерный датчик более точен, чем обычный метод определения скорости и расстояния до ударной поверхности. Модель может привести к травмам спинного мозга на всех уровнях - от легкой до тяжелой. При модификации это устройство может также приводить к травмам у крыс и крупных животных, таких как приматы нечеловеческих.

Disclosures

Кристофер Б. Шилдс, MD имеет право собственности на аппарат системы травм Луисвилля (LISA), произведенный компанией Louisville Impactor System, LLC.

Acknowledgments

Эта работа была частично поддержана NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Награда за заслуги I01 BX002356 от Департамента по делам ветеранов США; Фонд Крейга Н Нейлсена 296749; Индиана Спинальный мозг и Фонд исследования травм мозга и Марии Хулман Джордж Фондовые фонды (XMX); Norton Healthcare, Луисвилл, KY (YPZ); Штат Индиана ISDH 13679 (XW); И NeuroCures Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine Patterson Veterinary 07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947 Anesthetic agent
Buprenorphine(0.03 mg/mL) Patterson Veterinary 07-891-9756 Pain relief agent
Carprofen Patterson Veterinary 07-844-7425 antibiotic agent
Purdue Products Betadine Surgerical Scrub Fisher Scientific 19-027132 for sterilizing skin
Dukal Gauze Sponges Fisher Scientific 22-415-490 for sterilizing skin
Decon Ethanol 200 Proof Fisher Scientific 04-355-450 for sterilizing skin
1 mL NORM-JECT HENKE SASS WOLF D-78532 for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection
10 mL Syringe TERUMO REF SS-10L for saline injection
Artificial Tears Eye Ointment Webster Veterinary 07-870-5261 provent eyes from dry
Antiobiotic Ointment Webster Veterinary 07-877-0876 provent surgery cut from infection
Cotton Tipped Applicators Fisher Scientific 1006015 stop bleeding
Instrument Sterilizer Fine Science Tools 18000-50 for sterilizing surgery tool
Fine Forceps Fine Science Tools 11223-20 grasp tissue
Scalpel Fine Science Tools 10003-12 skin cut
Scalpel Blade #15 Fisher Scientific 10015-00 skin cut
Hemostat Fine Science Tools 13004-14 stop bleeding
Rongeur Fine Science Tools 16021-14 laminectomy
Agricola Retractor Fine Science Tools 17005-04 keep the surgery view open
Fine scissors Fine Science Tools 14040-10 for muscle seperated from spine
Sterile sutures Fine Science Tools 12051-10 skin closure
Mouse Vertebral stabilizer Louisville Impactor System N/A Stabilize and expose the vertebra
LISA Louisville Impactor System N/A Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Young, W. Spinal cord contusion models. Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).
  2. Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment. Exp. Neurol. 88 (1), 123-134 (1985).
  3. Gruner, J. A. A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat. J. Neurotrauma. 9 (2), 126-128 (1992).
  4. Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device. J. Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).
  5. Stokes, B. T. Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device. J. Neurotrauma. 9 (2), 129-134 (1992).
  6. Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 411-422 (2009).
  7. Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 433-448 (2009).
  8. Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. , Humana Press. 423-433 (2009).
  9. Sances, A., et al. The biomechanics of spinal injuries. Crit. Rev. Biomed. Eng. 11 (1), 1-76 (1984).
  10. Zhang, Y. P., et al. Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences. J. Neurotrauma. 25 (10), 1227-1240 (2008).
  11. Walker, M. J., et al. A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury. J. Vis. Exp. (95), (2015).
  12. Allen, A. R. Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report. J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).
  13. Jakeman, L. B., et al. Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse. J. Neurotrauma. 17 (4), 299-319 (2000).
  14. Rivlin, A. S., Tator, C. H. Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat. Surg. Neurol. 10 (1), 38-43 (1978).
  15. Zhang, Y. P., et al. Controlled cervical laceration injury in mice. J. Vis. Exp. (75), (2013).
  16. Ma, Z., et al. A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey. Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).

Tags

Медицина выпуск 124 Контузия Смещение Мыши Ушибы спинного мозга Животная модель Хирургия
Модель травматической травмы спинного мозга на мышах на мышах
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Wu, X., Zhang, Y. P., Qu, W.,… More

Wu, X., Zhang, Y. P., Qu, W., Shields, L. B. E., Shields, C. B., Xu, X. M. A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice. J. Vis. Exp. (124), e54988, doi:10.3791/54988 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter