Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Genetics

El bloqueo de tipo salvaje PCR Combinado con la secuenciación directa como un método altamente sensible para la detección de baja frecuencia mutaciones somáticas

doi: 10.3791/55130 Published: March 29, 2017

Abstract

La detección precisa y la identificación de mutaciones de baja frecuencia puede ser problemático cuando la evaluación de la enfermedad residual después de la terapia, la detección de mutaciones de resistencia emergentes durante el tratamiento, o cuando los pacientes tienen pocas células tumorales circulantes. el bloqueo de PCR de tipo salvaje seguido de análisis de secuenciación ofrece alta sensibilidad, flexibilidad y simplicidad como metodología para la detección de estas mutaciones de baja frecuencia. Mediante la adición de un diseño personalizado bloqueado oligonucleótido de ácido nucleico a un ensayo de secuenciación basado en la PCR convencional nuevos o previamente establecido, sensibilidades de aproximadamente 1 alelo mutante en un fondo de 1.000 alelos WT pueden lograrse (1: 1000). artefactos de secuenciación asociados con eventos de desaminación encuentran comúnmente en tejidos embebidos en parafina fijadas con formalina se puede remediar en parte por el uso de uracilo ADN glicosilasa durante los pasos de extracción. El protocolo optimizado aquí es específico para la detección de mutación MYD88, pero puede servir como una plantilla para diseñar cualquierensayo de WTB-PCR. Ventajas del ensayo WTB-PCR sobre otros ensayos comúnmente utilizados para la detección de mutaciones de baja frecuencia que incluyen PCR específica de alelo y PCR cuantitativa en tiempo real incluyen un menor número de ocurrencias de falsos positivos, mayor flexibilidad y facilidad de implementación, y la capacidad de detectar tanto conocidos y mutaciones desconocidas.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

secuenciación de Sanger ha sido tradicionalmente el estándar de oro en las pruebas de ambas mutaciones somáticas conocidos y desconocidos. Una de las limitaciones de secuenciación de Sanger es su límite de detección (~ 10 - 20% de alelo mutante en un fondo de WT) 1. Este nivel de sensibilidad es apropiado para la detección de mutaciones somáticas bajo nivel que pueden estar presentes en las muestras de los tejidos premalignos o pacientes con pocas células tumorales circulantes, o cuando la médula ósea (BM) es irregular. Esto también hace que la evaluación de la enfermedad residual después de la terapia o la detección de mutaciones de resistencia emergentes durante el tratamiento difícil por secuenciación convencional solo 2. Mediante la sustitución de PCR convencional con ácido nucleico bloqueado (LNA) mediada de tipo salvaje bloqueo de PCR (WTB-PCR) en la secuenciación de Sanger, sensibilidades de hasta 0,1% alelo mutante en un fondo de WT pueden lograrse 2, 3, 4. EnWTB-PCR, el enriquecimiento para los alelos mutantes se consigue mediante la adición de un corto (~ 10 - 14 NT) de bloqueo (LNA) oligonucleótido que se une preferentemente a ADN WT evitando de este modo la amplificación de ADN WT. El producto enriquecido WTB-PCR mutante puede ser entonces secuenciado. Mediante el bloqueo de DNA WT en lugar de seleccionar para mutaciones específicas WTB-PCR permite el enriquecimiento de ambas mutaciones conocidos y desconocidos presentes en fracciones de células minuto.

Múltiples métodos se utilizan actualmente para la detección de mutaciones en pequeñas fracciones células. Esto incluye PCR, el sistema específico de alelo de amplificación refractario a la mutación (ARMS), desnaturalización cromatografía líquida de alto rendimiento (DHPLC), cuentas, emulsiones, amplificación y magnetismo (BEAMing), la liberación inducida por el campo eléctrico y la medición (Efirm), de alta resolución punto de fusión y otros. Sin embargo, la mayoría de estos métodos están limitados por los falsos positivos y la capacidad de detectar sólo una mutación que el ensayo fue diseñado para 4 5, 6.

Aquí se demuestra el incremento en la sensibilidad alcanzado por WTB-PCR en la detección de mutaciones en la diferenciación mieloide gen del factor 88 como se describe por Albitar et al. Mutatio 3 MYD88ns son importantes factores de diagnóstico y pronóstico en macroglobulinemia de Waldenstrom (WM), IgM gammapatía monoclonal de significado desconocido (IgM-GMSI), esplénica linfoma de la zona marginal (SMZL), y linfoma difuso de células B grandes (DLBCL). mutaciones MyD88 se encuentran en casi todos los casos de WM y aproximadamente el 50% de los pacientes con inmunoglobulina M (IgM) secretoras de GMSI. En contraste, las mutaciones MyD88 se encuentran en solamente 0-6% de los pacientes con SMZL y están ausentes en el mieloma múltiple 7, 8. Debido a la superposición morfológica, inmunofenotípicos, citogenéticas y las características clínicas entre WM y SMZL o mieloma IgM-múltiple a menudo puede complicar el diagnóstico diferencial, la presencia de una mutación MYD88 puede servir como un factor de identificación útil 9. MyD88 mutaciones también se han asociado con una mayor carga de la enfermedad en pacientes con DLBCL y la mala supervivencia global después de la terapia 7, 10. Además, debido a mutaciones MyD88 se encuentran con más frecuencia en DLBCL activado de células B-como (ABC) de centro germinal de células B-como (GCB) DLBCL o linfoma mediastínico de células B primario (PMBL), estado de la mutación MYD88 puede servir como una marcador sustituto para el subtipo ABC 11, 12.

El protocolo detallada proporcionada aquí sirve como una plantilla a partir de la que los nuevos ensayos pueden ser desarrolladas o la mayoría de los ensayos de secuenciación existentes se pueden adaptar fácilmente para detectar con precisión mutaciones de baja frecuencia en varios tipos de muestras. El enfoque también se puede utilizar para el seguimiento y la detección de mutaciones resistentes que se pueden desarrollar en tumores o incluso las bacterias que se pueden desarrollar mientras que los pacientes están siendo tratados con terapia dirigida o antibióticos. Además, que aborda y remedios muchos de los problemas asociados con el enriquecimiento de mutación, en particular en tejido embebido en parafina fijado con formalina (FFPE).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Declaración de Ética: Todas las pruebas de muestras humanas se llevó a cabo después de obtener la aprobación Institutional Review Board (IRB).

1. Extracción de ADN a partir de FFPE de tejido, sangre periférica y la médula ósea Aspirar

  1. Para el hueso tejido FFPE ósea con el kit de extracción de ADN FFPE
    1. Comienza con el tejido FFPE a partir de diapositivas no teñidas (5 - 10 secciones a 5 - 10 espesor m).
      NOTA: Si comienzo con virutas de tejido, el uso del 3 - 6 secciones a las 5 - espesor de 10 micras y vaya al paso 1.1.6.
    2. Colocar los portaobjetos en una cesta portaobjetos y preparar cuatro depósitos de lavado (dos para Xileno y dos para 100% de alcohol). Añadir un volumen mínimo de 600 ml de solución para cada cesta.
    3. Desparafinar las diapositivas haciendo un lavado xileno 5 min en la primera bandeja. Transferir los portaobjetos al segundo depósito de lavado xileno durante 5 min adicionales.
    4. Después de la desparafinación, lavar los portaobjetos con alcohol 100% durante 5 min. Transferir los portaobjetos a la segundadepósito de lavado con alcohol para un 5 minutos adicionales.
    5. Permitir que las diapositivas se sequen por completo bajo una campana antes de raspar con una hoja de afeitar en un tubo de microcentrífuga.
      NOTA: Si un tobogán H & E con la región del tumor indicado está disponible, alinee las diapositivas y raspar solamente la región del tumor.
    6. Continúe con las instrucciones del fabricante folleto incluido en el kit.
  2. Para BM aspirado y sangre periférica
    1. Extracto de acuerdo con las instrucciones del fabricante folleto con estas especificaciones.
      NOTA: Hay numerosos kits y métodos para la extracción de ADN a partir de células y tejidos FFPE disponibles comercialmente. Prácticamente, todos pueden ser utilizados. Utilizar un método que se establece en el laboratorio.
      1. Utilice 200 sangre l periférica (PB) o 100! L BM + 100! L de PBS.
      2. Usar 4 l de RNasa una solución madre.
      3. Se eluyó con tampón de elución 100 l.
  3. Cuantificación de ADN
    1. Medir las concentraciones de ADN utilizando un espectrofotómetro asegurar a / 280 nm relación de 260 nm de aproximadamente 1,8 (para el ADN puro). Si la relación es apreciablemente menor, puede indicar la presencia de proteína, fenol, u otros contaminantes que pueden interferir con las aplicaciones posteriores.
    2. Ajustar las concentraciones de ADN a aproximadamente el 50 - 100 ng / l con tampón de elución apropiado.

2. Wild-Type bloqueo PCR

  1. Diseño de cebadores
    1. Diseño y obtener cebadores para genes de interés de acuerdo con la anteriormente describen directrices generales de PCR primer diseño 13. Incluir M13-cebadores directo e inverso de secuenciación universales en los cebadores de PCR.
      NOTA: El ensayo MYD88 fue desarrollado para amplificar el exón 5 de MYD88 (G259 - N291) y 110 nucleótidos situada en la región 5' intrónica para cubrir el sitio de empalme y parte del intrón 4. El cebadores directo e inverso se diseñaron con un 5' -M13 secuencia (M13-forward: tgt aaa acg acg gcc agt; M13-inverso: cag gaa aca gct atg acc) para permitir la hibridación de los cebadores de secuenciación complementarios (véase Materiales Tabla).
  2. Diseño de oligonucleótidos nucleico cerrado Ácido
    1. Diseñar el oligonucleótido de bloqueo a ser de aproximadamente 10 - 15 bases de longitud y complementario a la plantilla WT donde se desea el enriquecimiento de mutantes.
      NOTA: Un oligo más corto mejorará la discriminación desajuste. Para lograr una alta especificidad de la diana, es importante no usar demasiado nucleótidos de bloqueo ya que esto puede dar lugar a un oligonucleótido muy "pegajosa". El contenido y la longitud y el nucleótido de bloqueo debería ser optimizar de acuerdo con el nucleótido específico que necesitan ser bloqueado. Es importante para lograr una alta especificidad de unión sin comprometer la estructura secundaria y el riesgo de auto-complementariedad.
    2. Diseñar el oligo de bloqueo para tener una T m 10 - 15 ° C por encima de la temperat extensiónUre durante el termociclado. Ajuste el T m por adición o eliminación de bases de bloqueo o por sustitución de bases de bloqueo para el ADN, evitando largos tramos (3 - 4 bases) de bloqueo de G o C bases.
      1. Vaya al sitio web herramientas de oligo (véase la Tabla de Materiales) y seleccione la función "bloqueo Oligo Tm Predicción".
      2. Pegar la secuencia de la plantilla WT que se desea para ser bloqueado en el cuadro "Oligo Secuencia". Añadir "+" delante de las bases para indicar las bases de bloqueador.
      3. Seleccione el botón "Calcular" para determinar la aproximado Tm del híbrido de ADN-bloqueante.
    3. Diseñar el oligo de bloqueo para evitar la formación de estructuras secundarias o auto-dímeros.
      1. Vaya al sitio web herramientas de oligo (véase la Tabla de Materiales) y seleccione la función "bloqueo Oligo Optimizer".
      2. Pegar la secuencia de la plantilla WT que se desea para ser bloqueado en el cuadro. Añadir "+" delante de las bases para indicar las bases de bloqueo.
      3. Seleccione las dos cajas para "Estructura Secundaria" y "Propio". Pulse el botón Analizar para revisar el oligo de estructuras secundarias potencialmente problemáticos o auto-dímeros.
        NOTA: Las puntuaciones representan cálculos muy aproximados de la Tm 's de las estructuras secundarias y auto-dímeros. Las puntuaciones más bajas son, por tanto óptima y se pueden conseguir mediante la limitación de emparejamiento bloqueador-bloqueante. El oligonucleótido de bloqueo para MYD88 [MYD88blocker (TCAGA + AG + C + G + A + C + T + G + A + T + CC / invdT /)] fue diseñado para cubrir los aminoácidos Q262-I266 y cuenta con un extremo 3 'invertida dT para inhibir tanto la extensión por la ADN polimerasa y la degradación por exonucleasa 3 '. Este oligo bloqueo específico es un 17 mer con 10 bases de bloqueo que se indican como "+ N". Los 7 bases restantes son nucleótidos de ADN ordinarios.
  3. Configuración WTB-PCR y termociclado
    1. Preparar una WTB-PCR mi masterx (MMX) usando 2,5 l PCR tampón de reacción 10x w / 20 mM de MgCl2, 250 mM dNTPs, 0,2 M hacia delante y cebador inverso, 1,2 M MYD88blocker, y DNAsa, libre de RNasa, H ultra-pura 2 O para crear una final volumen de solución de 21,75 l por reacción.
      NOTA: Trabajar concentraciones son para el volumen de reacción final de 25 l (después de la adición de la plantilla de ADN y la polimerasa). Convencional PCR MMX se prepara simplemente omitiendo la adición de bloqueador. Todos los pasos del protocolo permanecen idénticas tanto para WTB y PCR convencional. Esto se puede utilizar en la validación y la determinación de enriquecimiento obtenido mediante la adición de bloqueador.
      1. Al calcular la cantidad de MMX para preparar asegurarse de dar cuenta de 3 reacciones adicionales (controles positivos y negativos y un control no plantilla para comprobar la contaminación) y al menos 1 de reacción adicional para el error de pipeteado.
    2. Vortex MMX a fondo. El MMX se puede almacenar a -80 ° C durante un máximo de Ayoreja.
    3. Añadir 0,25 l de Taq ADN polimerasa por reacción a la MMX e invierta para mezclar. Una vez que la polimerasa se ha añadido a la MMX, mantener en hielo.
    4. Poner una nueva placa de PCR 96 en un plato frío y la pipeta 22 l de MMX con polimerasa a cada pocillo de reacción.
    5. Añadir 3 l de ADN genómico (50 - 100 ng / l a cada uno de los pocillos que contienen el MMX con polimerasa.
    6. Sellar la placa y centrifugar brevemente para asegurar que la solución alcance la parte inferior de cada pocillo.
    7. Cargar la placa de PCR en un termociclador.
      1. Establecer las condiciones de termociclado para la reacción de WTB-PCR como sigue: desnaturalización inicial a 95 ° C durante 6 min; 40 ciclos de desnaturalización a 95 ° C durante 30 s, el cebador de recocido a 56 ° C durante 30 s, y extensión a 72 ° C durante 1 min 20 s; extensión final a 72 ° C durante 10 min.
        NOTA: La mejor práctica consiste en completar el resto del protocolo en una zona físicamente separada para evitar la contaminación amplicón in futuras configuraciones.
  4. Realizar electroforesis en gel de acuerdo con los protocolos descritos previamente 14 con el fin de determinar si WTB-PCR fue un éxito y para confirmar la falta de amplificación en el control no plantilla.
  5. La purificación del producto de PCR por perlas magnéticas
    1. Eliminar perlas magnéticas de 4 ° C y llevar a temperatura ambiente.
    2. Transferir 10 producto l PCR a una nueva placa de PCR.
    3. Vortex las perlas magnéticas vigorosamente para resuspender completamente de las partículas magnéticas.
    4. Añadir 18! L de perlas magnéticas a cada pocillo en la placa nueva. Pipeta de mezcla 10 veces.
    5. Incubar a temperatura ambiente durante 5 min.
    6. Coloque la placa de PCR sobre la placa de imán bordeado lateral durante 2 min a perlas separadas de la solución.
    7. Aspirar el sobrenadante con una pipeta multicanal, evitando el sedimento de perlas.
    8. Dispensar 150! L 70% de etanol en cada pocillo y se incuba a temperatura ambiente for al menos 30 s. Aspirar el etanol con una pipeta multicanal y desechar consejos. Repita este procedimiento de lavado una vez más.
    9. Usando una pipeta multicanal 20 l aspirar el etanol restante de cada pocillo y desechar consejos.
    10. Una vez los pocillos están secos (~ 10 min), retirar de la placa de imán y añadir 40 l de agua libre de nucleasa a cada mezcla bien y pipeta de 15 veces o vórtice suavemente.
    11. Incubar a temperatura ambiente durante 2 min.
    12. Coloque la placa de PCR sobre la placa de imán para 1 min a perlas separadas de la solución.
    13. Transferencia de 35 l de producto purificado a una nueva placa de PCR. Esto es producto de PCR purificado está ahora listo para proceder con la secuenciación bidireccional o se puede almacenar a -20 ° C hasta que se necesite.
      NOTA: En el desarrollo de un nuevo ensayo, puede ser necesaria la cuantificación del producto de PCR purificado. De 1 - 3 ng / ADN amplicón l es óptima para la secuenciación bidireccional. Si la concentración es consistentemente baja, aumentar de productos y magnéticos perlas de PCR proportionalmente (1: 1,8). Si la concentración es siempre alta, se eluye con un mayor volumen de agua.

3. La secuenciación de WTB-PCR Producto

  1. La secuenciación bidireccional
    NOTA: El siguiente protocolo es una forma modificada de las instrucciones del fabricante que ha sido optimizado para utilizar menos reactivos.
    1. Preparar adelante y atrás reacción de secuenciación se mezcla con 0,25 l Ready mezcla de reacción, 1,88 l Sequencing Buffer, 1,78 mu M M13-F o M13-R cebadores de secuenciación y añadir y ADNasa, libre de ARNasa, H ultra-pura 2 O para crear una solución final volumen de 9 l por reacción. Esta mezcla de reacción de secuenciación se puede almacenar a -20 ° C durante un máximo de un año.
    2. Pipetear 9 l de la mezcla de reacción de secuenciación hacia adelante en cada pocillo de una nueva placa de PCR de 96 para la reacción de secuenciación hacia adelante. Repetir en una placa separada para la reacción de secuenciación inversa.
    3. Añadir 1 l de la purificado WTB-PCR producto to cada pocillo tanto en el avance y placas inversa.
    4. Sellar la placa y centrifugar brevemente para asegurar que la solución alcance la parte inferior de cada pocillo.
    5. Cargar la placa de PCR en un termociclador.
      1. Establecer las condiciones de termociclado para la reacción de secuenciación de la siguiente manera: 96 ° C durante 1 min; 30 ciclos de 96 ° C durante 10 s, 50 ° C durante 5 s, 60 ° C durante 4 min; mantener a 4 ° C hasta que esté listo para la purificación.
  2. Purificar los productos de secuenciación
    1. Preparar una solución fresca 01:25 de acetato de sodio 3 M (pH 5,2) y 100% de etanol.
    2. Se prepara una solución fresca de etanol al 70%.
    3. Añadir 30 l de acetato de sodio / 100% de solución de etanol a cada pocillo de ambos el avance y retroceso placas de secuenciación y mezcla de pipeta de 5 veces.
    4. Volver a sellar la placa y se incuba en la oscuridad a temperatura ambiente durante 20 min.
    5. Centrifugar la placa a 2.250 xg durante 15 min.
    6. Quitar el sellador de placas y se invierte sobre un desperdicioenvase.
      NOTA: Invertir sólo una o la pastilla puede aflojarse de los fondos de los pocillos.
    7. Coloque la placa invertida sobre una toalla de papel limpia y centrifugar a 150 xg durante 1 min.
    8. Añadir 150! L 70% de etanol a cada pocillo.
    9. Volver a sellar la placa y centrifugado a 2250 xg durante 5 min.
    10. Repita los pasos 3.2.6 y 3.2.7.
    11. Si los pozos no están completamente secos, permitir que se seque al aire a temperatura ambiente. Asegúrese de que las muestras se protegieron de la luz durante el secado.
    12. Añadir 10 l formamida a cada pocillo y pipeta de mezcla 10 veces. Volver a sellar la placa.
    13. Desnaturalizar en termociclador a 95 ° C durante 3 min, seguido de 4 ° C durante 5 min.
    14. Después de la desnaturalización, reemplazar el sellador de placas con un septos y la secuencia en la plataforma de secuenciación de acuerdo con las instrucciones del fabricante 15.

4. Análisis de los resultados de la secuenciación

  1. Visualizar trazas de secuenciación usando un dat secuenciaciónun software de análisis de acuerdo con las instrucciones del fabricante 16 y alinear a las respectivas secuencias de referencia. Alinear MYD88 a secuencia de referencia NCBI "NM_002468".

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Una visión general conceptual de WTB-PCR durante la extensión se presenta en la Figura 1. Debido a que un único desajuste de nucleótidos en el híbrido bloqueador-DNA disminuye en gran medida su temperatura de fusión (? T m = 20 - 30 ° C), la amplificación del alelo WT está bloqueada mientras que el ADN plantilla mutante es libre para completar la extensión 17. De esta manera, el ADN mutante se amplifica exponencialmente mientras que el ADN WT se amplifica linealmente.

Una demostración del enriquecimiento mutante logrado por WTB-PCR se presenta en la Figura 2. El ADN genómico de pacientes con y sin mutaciones fueron probados por tanto convencionales como WTB-PCR y luego secuenciados para demostrar el enriquecimiento típico alcanzable por WTB-PCR y la falta de falsos positivos en el ADN WT. La concentración de trabajo de bloqueador que se usa en WTB-PCR MMX debe ser determinada por experimentos y s de titulaciónhould lograr el nivel deseado de enriquecimiento mutante mientras que no resulta en falsos positivos o el bloqueo de la amplificación del ADN WT completo. El análisis de secuenciación de producto WTB-PCR demuestra el enriquecimiento para el alelo mutante y un límite de detección en exceso de 0,5% alelo mutante en un fondo de WT en comparación con el 16% en PCR convencional 3.

Los efectos de este aumento de la sensibilidad en los ensayos clínicos pueden variar dependiendo de la cantidad relativa de células neoplásicas en las muestras ensayadas. En un estudio de comparación de métodos, el ensayo WTB-PCR descrito aquí ha demostrado que 64% de las mutaciones MyD88 se perdió por las pruebas convencionales de los pacientes con WM o GMSI 3.

Una característica caída en la intensidad de la señal (Figura 3) se ve a menudo si una concentración demasiado alta de bloqueador se utiliza o si post-PCR Purificación no pudo eliminar bloqueador antes de la secuenciación bidireccional. Este último se demuestra cuando purificación perla magnética está sustituido para la purificación enzimática. Aunque la purificación enzimática es una opción atractiva cuando se trabaja con números de muestra mayores, no es apropiado para su aplicación con WTB-PCR, ya que no puede quitar bloqueador de la solución antes de la secuenciación.

Un ejemplo de artefactos secuencia que se encuentra con frecuencia en el ADN derivado de FFPE como resultado de citosina desaminación (C: G> T: A) se presentan en la Figura 4 3, 18, 19, 20. Aunque las causas reales de desaminación de citosina, son poco conocidos, cualquier ensayo basado en la PCR que enriquece para alelos mutantes detectará estos artefactos de baja frecuencia 21, 22. Los falsos positivos debido a la DEAminación es mejor evitar partiendo de material de la plantilla de alta calidad; en los muchos casos en que esto no sea posible, el tratamiento con uracilo DNA glicosilasa (UDG) durante la extracción puede ayudar en limitar la frecuencia y la intensidad de los artefactos de desaminación. tratamiento con UDG de tejido FFPE durante la extracción (como parte del kit de ADN FFPE) sisas desaminados residuos de citosina evitando de este modo C inducida artificialmente: G> T: A mutaciones. Sin embargo, los residuos de 5-metilcitosina que con frecuencia se producen en los dinucleótidos CpG son desaminados a timina, que no puede ser escindido por UDG. Los artefactos de secuenciación resultantes son bastante reconocible y, a menudo aparecen como mutaciones en tándem como se ve en la Figura 4. Si ya se han extraído muestras, tratamiento con UDG se puede implementar en una extracción secundaria con la pérdida relativamente baja de ADN.

Figura 1
Figura 1: Conceptual Overview de WTB-PCR. A falta de coincidencia de un solo nucleótido en el híbrido Bloqueador de ADN-T disminuye m hasta 30 ° C. Mediante el diseño del oligonucleótido de bloqueo para tener una Tm de 10 - 15 ° C por encima de la temperatura durante la extensión, la amplificación de ADN WT está bloqueado al tiempo que permite la amplificación del ADN mutante. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2
Figura 2: El ADN genómico de pacientes con y sin mutaciones fueron probados por tanto convencionales como WTB-PCR y luego secuenciados para demostrar el enriquecimiento típico alcanzable por WTB-PCR. Se seleccionó la concentración final de bloqueador que se usa para lograr WTB-PCR para lograr la máxima enriquecimiento mutante sin causar falsos positivos en el ADN WT o bloquear amplificación de WT ADN por completo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figura 3
Figura 3: Característico caída en la intensidad de la señal se ve cuando se utiliza enzimática de purificación de PCR en lugar de perlas magnéticas. Esto es probablemente porque la purificación enzimática no puede quitar bloqueador antes de la secuenciación bidireccional. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4
Figura 4: C: G> T: v surgen A artefactos de secuenciación en el tejido FFPE cuando citosina o citosina metilada se desaminania formalina fijación en uracilo o timina, respectivamente. Uracil ADN glicosilasa (UDG) se puede escindir uracilo antes de WTB-PCR ayudando a reducir los artefactos de secuenciación. Sin embargo, timina resultante de desaminado 5-metilcitosina, que se produce con frecuencia en las islas CpG, no puede ser escindido por UDG. La disminución de la concentración de bloqueador que se usa en WTB-PCR puede ayudar a reducir la aparición de artefactos de secuenciación que no se remedian por tratamiento con UDG. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

El ensayo WTB-PCR descrito aquí utiliza un conjunto genérico de cebadores con un oligo de bloqueo diseñado para bloquear la amplificación de ADN durante la extensión WT (Figura 1). El producto WTB-PCR se secuencia a continuación para el análisis mutacional. La utilidad de WTB-PCR / Sanger radica en su simplicidad, de alta sensibilidad, y de alto rendimiento. Usando las directrices que se describen aquí, la mayoría de los ensayos basados ​​en Sanger existentes pueden ser simplemente modificarse mediante la adición de un oligonucleótido de bloqueo para aumentar en gran medida la sensibilidad. En el ensayo de ejemplo que se presenta aquí la adición de un único oligonucleótido de bloqueo para PCR aumenta el límite de detección de aproximadamente el 16% alelo mutante en un fondo de WT para el ensayo convencional para> 0,5% en el ensayo de WTB-PCR 3. El efecto de que es una reducción del 64% en falsos negativos observados en las pruebas clínicas 3. Confirmación de la presencia de mutaciones en MYD88 tiene impl diagnóstica y pronóstica significativaicaciones; el reporte falso de un caso como negativa puede tener graves consecuencias sobre la terapia en general y el manejo del paciente. Las pruebas con WTB-PCR es, por tanto, de gran importancia, sobre todo en pacientes con relativamente baja celularidad anormal.

Técnicas de WTB-PCR varían considerablemente y, a veces se denominan indistintamente con LNA, BNA, o ensayos de sujeción PCR o PCR-clamp-sonda mediadas por PNA 2, 4, 23, 24. Algunas variaciones que utilizan WTB-PCR implican un ensayo de qPCR que requiere el diseño de una sonda fluorescente adicional para cada mutación específica. Un reto significativo asociado con esta técnica incluye la necesidad de desarrollar sondas de unión competitiva que discriminan con precisión entre alelos WT y mutantes. Por otra parte, ya que se requiere una sonda específica de mutación, el enfoque qPCR carece de la capacidad para detectar mutatio desconocidans. Otra variación de WTB-PCR de amplificación bloques WT de una manera específica de alelo. En lugar de utilizar cebadores de mutación específica sin embargo, una sonda específica de bloqueo para el alelo WT inhibe la unión del cebador completa. Si bien este enfoque no requiere una sonda de mutación específica como qPCR, que no consigue discriminar entre las mutaciones y los errores de la polimerasa inducida puede conducir a un aumento de falsos positivos. amplificación exponencial de esos errores de polimerasa inducida a través de PCR puede oscurecer la detección de eventos mutacionales raras. Cualquier enfoque que utiliza la amplificación por PCR para enriquecer para las mutaciones ha su precisión limitada por la frecuencia de errores de PCR 25, 26, 27. Una ventaja fundamental de WTB-PCR / Sanger sobre muchas otras metodologías de alta sensibilidad es que evita la amplificación tanto plantilla WT y mutante plantilla cuyas mutaciones ocurrir fuera de la región génica dirigida por el oligonucleoti bloqueoDelaware. Por lo tanto, los errores PCR introducidos por polimerasas son filtrados eficazmente junto con el ADN WT. Contrariamente a la AS-PCR o qPCR Sin embargo, el enriquecimiento se mantiene para las mutaciones desconocidas que se producen dentro de la región cubierta por el oligo bloqueo. En el caso de MYD88, WTB-PCR permitió la detección de ambas mutaciones L265P y R264 * 3. Otros han informado de manera similar la detección de múltiples mutaciones, de baja frecuencia con el uso de WTB-PCR 4, 28. Esto hace WTB-PCR ideal tanto para fines clínicos y de investigación.

Junto con una alta sensibilidad y controles internos inherentes para eliminar los falsos positivos, la flexibilidad de WTB-PCR para la adaptación de un ensayo de secuenciación existente con muy pocos pasos adicionales con diseño bloqueador hacen opción atractiva para muchos laboratorios con ensayos establecidos. El mismo conjunto de cebadores de PCR usados ​​en un ensayo convencional se puede utilizar normalmente en la variación WTB-PCR. Antiguo Testamentosus cambios de protocolo que son muy recomendables para WTB-PCR, incluyendo tratamiento con UDG de tejido FFPE y purificación post-PCR apropiados metodologías son igualmente transferible. diseño Blocker, por lo tanto es el elemento crítico en la aplicación de un ensayo de WTB-PCR. A pesar de las directrices que se presentan en este protocolo representan los factores más relevantes en ese diseño, diversos oligonucleótidos de bloqueo deben ser probados para encontrar uno que bloquea la amplificación WT de manera eficiente y sin efectos secundarios para la PCR. Esto incluye la adición o eliminación de bases de bloqueador para ajustar T m, cambiando la posición del oligo de bloqueo con relación a la plantilla de WT, y cambiando la longitud total del oligo. experimentos de titulación del bloqueador también se deben emplear para establecer un equilibrio entre las ocurrencias aceptables de los artefactos de secuenciación y límite de detección.

Seleccionar un método apropiado para la detección de mutaciones que están presentes en fracciones de células hora depende en gran medida en el thaplicación de correo y los tipos de la enfermedad / mutación. Si se desea la cuantificación mutante, qPCR o digital PCR pueden ofrecer soluciones más viable que WTB-PCR / Sanger. Aunque WTB-PCR es principalmente un ensayo cualitativo, es posible determinar una estimación aproximada de la frecuencia del alelo mutante mediante análisis de una muestra con WTB-PCR convencional y en paralelo. Debido a que el límite de detección para el ensayo convencional es ~ 10 - 20% de alelo mutante en un fondo de WT, es apropiado concluir que las mutaciones detectadas por el ensayo de WTB-PCR, pero no el convencional están presentes a una concentración menor que el límite de detección para el ensayo convencional. Pocos ensayos ofrecen la versatilidad, simplicidad y robustez de WTB-PCR. El bajo costo y el tiempo de respuesta corto lo hace ideal para la evaluación de la enfermedad residual después de la terapia o el seguimiento de mutaciones de resistencia emergentes durante el tratamiento. Además, la capacidad de detectar mutaciones no descritas previamente hacen WTB-PCR ideal para fines de investigación.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.5 or 2 mL Safe-Lock microcentrifuge tubes Eppendorf 05-402-25
100% alcohol VWR 89370-084 Histology grade; 91.5% Ethanol, 5% Isopropyl alcohol, 4.5% Methyl alcohol
3730XL sequencer ABI or equivalent
Agencourt AMPure XP Beckman Coulter A63881 For magnetic bead PCR purification
Aluminum sealing foils GeneMate T-2451-1 For PCR and cold storage
BigDye Terminator v3.1 Cycle sequencing kit Life Technologies 4337455 For bi-directional sequencing. With 5x Sequencing Buffer
Centrifuge 5804 Series Eppendorf A-2-DWP rotor (for PCR plate)
Cold plate for 96 well plates Eppendorf Z606634
DNAse, RNAse-free, ultra-pure water
dNTPs (100 mM) Invitrogen 10297-117
DynaMag-96 Side-Skirted Magnet Thermo Fisher Scientific 12027 For use in PCR Purification.
Ethanol Absolute  Sigma E7023 200 proof, for molecular biology
Exiqon website Oligo Tools www.exiqon.com/oligo-tools
FastStart Taq DNA polymerase (5 U/µL) Roche 12032937001 With10x concentrated PCR reaction buffer, with 20 mM MgCl2
Gel electrophoresis apparatus 2% agarose gel
GeneRead DNA FFPE extraction Kit  Qiagen 180134 Contains uracil DNA glycosylase necessary for reducing sequencing artifacts
Hi-Di Formamide ABI 4311320 For sequencing.
LNA oligonucleotide Exiqon 500100 5'-TCAGA+AG+C+G+A+C+T+G+A+T+CC/invdT/ (+N = LNA bases)
M13-F Sequencing Primer ABI 5'-tgt aaa acg acg gcc agt
M13-R Sequencing Primer ABI 5'-cag gaa aca gct atg acc
Mastercycler Pro S Thermocycler Eppendorf E950030020
Microcentrifuge Model 5430 Eppendorf FA-45-30-11 rotor (for 1.5/2 mL microcentrifuge tubes)
NanoDrop 2000 Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific
PCR forward primer IDT 5'-tgt aaa acg acg gcc agt TGC CAG GGG TAC TTA GAT GG
PCR reverse primer IDT 5'-cag gaa aca gct atg acc GGT TGG TGT AGT CGC AGA CA
PCR plates GeneMate T-3107-1
Pipettors 20, 200, 1,000 µL
Plate septa, 96 well ABI 4315933
QIAamp DNA Mini Kit Qiagen 51304 For BM aspirate and peripheral blood
SeqScape Sortware v3.0 ABI 4474978 For sequencing analysis
Slide basket
Sodium Acetate (3 M, pH 5.2)  Sigma S7899
Sterile filtered pipette tips 20, 200, 1,000 µL
Thermomixer C  Eppendorf 5382000023
Vortex genie Scientific Industries SI-0236
Wash reservoir ~ 1,000 mL
Xylene VWR 89370-088 Histology grade

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Vogelstein, B., Kinzler, K. W. Digital PCR. Proc Natl Acad of Sci U S A. 96, (16), 9236-9241 (1999).
  2. Milbury, C. A., Li, J., Makrigiorgos, G. M. PCR-based methods for the enrichment of minority alleles and mutations. Clin Chem. 55, (4), 632-640 (2009).
  3. Albitar, A., Ma, W., DeDios, I., Estella, J., Agersborg, S., Albitar, M. Positive selection and high sensitivity test for MYD88 mutations using locked nucleic acid. Int J Lab Hematol. 38, (2), 133-140 (2016).
  4. Dominguez, P. L., Kolodney, M. S. Wild-type blocking polymerase chain reaction for detection of single nucleotide minority mutations from clinical specimens. Oncogene. 24, (45), 6830-6834 (2005).
  5. Gray, P. N., Dunlop, C. L. M., Elliott, A. M. Not All Next Generation Sequencing Diagnostics are Created Equal: Understanding the Nuances of Solid Tumor Assay Design for Somatic Mutation Detection. Cancers. 7, (3), 1313-1332 (2015).
  6. Smith, E. N., et al. Biased estimates of clonal evolution and subclonal heterogeneity can arise from PCR duplicates in deep sequencing experiments. Genome Biol. 15, (8), 420 (2014).
  7. Varettoni, M., et al. Prevalence and clinical significance of the MYD88 (L265P) somatic mutation in Waldenström's macroglobulinemia and related lymphoid neoplasms. Blood. 121, (13), 2522-2528 (2013).
  8. Xu, L., et al. MYD88 L265P in Waldenström macroglobulinemia, immunoglobulin M monoclonal gammopathy, and other B-cell lymphoproliferative disorders using conventional and quantitative allele-specific polymerase chain reaction. Blood. 121, (11), 2051-2058 (2013).
  9. Gertz, M. A. Waldenström macroglobulinemia: 2012 update on diagnosis, risk stratification, and management. Amer J Hematol. 87, (5), 503-510 (2012).
  10. Salar, A., et al. MYD88 (L265P) Mutation Confers Very Poor Response and Outcome after Second-Line Therapy in Patients with Diffuse Large B-Cell Lymphoma (DLBCL). Blood. 124, (21), 1690-1690 (2014).
  11. Ngo, V. N., et al. Oncogenically active MYD88 mutations in human lymphoma. Nature. 470, (7332), 115-119 (2011).
  12. Pasqualucci, L., et al. Analysis of the coding genome of diffuse large B-cell lymphoma. Nat Genet. 43, (9), 830-837 (2011).
  13. Dieffenbach, C., Lowe, T., Dveksler, G. General concepts for PCR primer design. PCR Methods Appl. 3, (3), S30-S37 (1993).
  14. Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C. Y., Kim, Y. H. Agarose Gel Electrophoresis for the Separation of DNA Fragments. J Vis Exp. (62), e3923 (2012).
  15. Applied Biosystems. User Guide for Applied Biosystems 3730/3730xl DNA Analyzer. (2014).
  16. Applied Biosystems. User Guide for SeqScape Software 3. (2012).
  17. Mouritzen, P., Nielsen, A. T., Pfundheller, H. M., Choleva, Y., Kongsbak, L., Møller, S. Single nucleotide polymorphism genotyping using locked nucleic acid (LNA). Expert Rev Mol Diagn. 3, (1), 27-38 (2003).
  18. Quach, N., Goodman, M. F., Shibata, D. In vitro mutation artifacts after formalin fixation and error prone translesion synthesis during PCR. BMC Clin Pathol. 4, (1), (2004).
  19. Gallegos Ruiz, M. I., Floor, K., Rijmen, F., Grünberg, K., Rodriguez, J. A., Giaccone, G. EGFR and K-ras mutation analysis in non-small cell lung cancer: comparison of paraffin embedded versus frozen specimens. Anal Cell Pathol. 29, (3), 257-264 (2007).
  20. Solassol, J., et al. KRAS mutation detection in paired frozen and formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) colorectal cancer tissues. Int J Mol Sci. 12, (5), 3191-3204 (2011).
  21. Yost, S. E., et al. Identification of high-confidence somatic mutations in whole genome sequence of formalin-fixed breast cancer specimens. Nucleic Acids Res. 40, (14), e107-e107 (2012).
  22. Do, H., Wong, S. Q., Li, J., Dobrovic, A. Reducing sequence artifacts in amplicon-based massively parallel sequencing of formalin-fixed paraffin-embedded DNA by enzymatic depletion of uracil-containing templates. Clin Chem. 59, (9), 1376-1383 (2013).
  23. Oldenburg, R. P., Liu, M. S., Kolodney, M. S. Selective amplification of rare mutations using locked nucleic acid oligonucleotides that competitively inhibit primer binding to wild-type DNA. J Invest Dermatol. 128, (2), 398-402 (2008).
  24. Mancini, M., et al. Two novel methods for rapid detection and quantification of DNMT3A R882 mutations in acute myeloid leukemia. J Mol Diagn. 17, (2), 179-184 (2015).
  25. Parsons, B. L., Heflich, R. H. Genotypic selection methods for the direct analysis of point mutations. Mutat Res Rev Muta Res. 387, (2), 97-121 (1997).
  26. Liu, Q., Swiderski, P., Sommer, S. S. Truncated amplification: a method for high-fidelity template-driven nucleic acid amplification. BioTechniques. 33, (1), 129-139 (2002).
  27. Kaur, M., Zhang, Y., Liu, W. H., Tetradis, S., Price, B. D., Makrigiorgos, G. M. Ligation of a primer at a mutation: a method to detect low level mutations in DNA. Mutagenesis. 17, (5), 365-374 (2002).
  28. Albitar, A., et al. High Sensitivity Testing Shows Multiclonal Mutations in Patients with CLL Treated with BTK Inhibitor and Lack of Mutations in Ibrutinib-Naive Patients. Blood. 126, (23), 716 (2015).
El bloqueo de tipo salvaje PCR Combinado con la secuenciación directa como un método altamente sensible para la detección de baja frecuencia mutaciones somáticas
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Albitar, A. Z., Ma, W., Albitar, M. Wild-type Blocking PCR Combined with Direct Sequencing as a Highly Sensitive Method for Detection of Low-Frequency Somatic Mutations. J. Vis. Exp. (121), e55130, doi:10.3791/55130 (2017).More

Albitar, A. Z., Ma, W., Albitar, M. Wild-type Blocking PCR Combined with Direct Sequencing as a Highly Sensitive Method for Detection of Low-Frequency Somatic Mutations. J. Vis. Exp. (121), e55130, doi:10.3791/55130 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter