Introduction
Общая цель этого метода заключается в изоляции спинного мозга, а также для идентификации и выделения ДРГ 1, 2. Гидравлический экструзионный спинного мозга является значительно более быстрый метод , чем традиционный способ спинного изоляции шнура путем ламинэктомии, т.е. разбив спинных позвонков по одному за раз, и этот метод уменьшает риск повреждения тканей , вызванные процессом рассечение 3, 4 , DRGs может быть трудно идентифицировать. Правильная идентификация очень важна для анализа тканей, например , после травмы седалищного нерва. Нумеруя ДРГ в соответствии с их локализации по отношению к ребрышками, DRGs могут быть идентифицированы последовательно.
Ткань изолированы с помощью методик , демонстрируемых здесь могут быть применены к широкому спектру анализов , включая Вестерн - блоттинга 5,6, 7 и КПЦР иммуногистохимического окрашивания 8.
При определении ДРГ, важно учитывать , что число сегментов спинного мозга , как известно, меняются в зависимости от типа животного и деформации 9, 10, 11. Преимущества в выполнении этого метода на мышах, являются большое количество генетически модифицированных вариантов, доступных и относительно низких расходов на жилье. Преимущества в использовании крыс являются сравнительно высокой ткани и, если с участием повреждения нерва, то процедура будет облегчен с размером.
Protocol
Все животные были обработаны в полном соответствии с датскими и европейскими нормами. Номер Разрешение: 2012-15-2934.
1. Подготовка Шприц для гидравлического Extrusion спинного мозга
- Для взрослых крыс, используют шприц объемом 10 мл. Для взрослой мыши, используйте 5 мл шприц. Для щенят, используйте 2,5 мл шприц.
- Отрегулируйте пипетку без фильтра универсально пригодного для 2-200 мкл пипеток путем обрезки большой конец наконечника пипетки, пока он не подходит плотно к шприцу. Поместите скорректированный наконечник на шприц. Для щенят, используйте 23 G или аналогичную иглу вместо скорректированной наконечника пипетки.
- Отберите ледяной стерильной PBS и оставьте шприц на льду до дальнейшего использования.
2. Эвтаназия
- Не выполнять шейки дислокации, так как это будет мешать спинных позвонков рендеринга экструзию невозможно.
- Для взрослых крыс / мышь, эвтаназии с использованием газа , такого как CO 2 или isofluRane. Эти вещества являются вредными. Выполните эвтаназию в вытяжном шкафу и обрабатывать вещества в соответствии с директивами учреждения. (ВНИМАНИЕ: CO 2: H280, P410, P403, изофлуран: H361d, P260, P281, P280)
- Для того, чтобы гарантировать, что грызун умер, обеспечить отсутствие рефлекса, зажимая лапой с помощью пинцета. Обезглавьте грызуна с помощью больших ножниц. Для щенят, эвтаназии путем декапитации.
3. Выделение позвоночнике
- Разбрызгивали воду на шерсть, чтобы контролировать волосы.
- Используя пару ножниц, разрезать шерсть вдоль позвоночника в дистальном направлении и изолировать позвоночника путем разрезания с обеих сторон вдоль позвоночника мимо тазовой кости. Отрежьте спинной мозг дистально к тазовой кости с парой ножниц.
Примечание: Ростральный-каудальном ось обозначена как проксимальной-дистальной оси на протяжении всего протокола.- Обрежьте позвоночника с помощью пары ножниц, чтобы избежать proximal-наиболее и дистальных большинстве районов, поскольку они могут оказать позвоночник слишком S-образную форму для успешного спинного мозга экструзии. Убедитесь, что спинной мозг имеет на обоих концах. Если спинной мозг не видно, обрезать позвоночника с ножницами, пока спинной мозг не станет видимым.
4. Гидравлический экструзионный спинного мозга
- Поместите чашку Петри (100 мм в диаметре), заполненной стерильным PBS на льду.
- Выпрямите позвоночник, применяя указательный палец на изогнутой части (проксимального наиболее конец) позвоночника, тем самым выпрямление позвоночника в максимально возможной степени.
- Для щенят, избежать изгиба позвоночника, а позвонки будет нарушена рендеринг спинного мозга экструзию невозможно.
- Вставьте наконечник (23 G иглы для щенков, в качестве альтернативы 18 G иглы для взрослых мышей) на дистальных большинстве конце позвоночника. Если вставлена правильно, кончик стабилизируется в спинном полости.
- Убедитесь, что позвоночник распрямляется, насколько это возможно. Применить постоянное давление, и прессовать спинного мозга в чашку Петри на льду. Убедитесь в том, что спинной мозг находиться во влажном состоянии на льду не держа его в PBS до дальнейшей обработки.
Рисунок 1: Типичные спинного мозга. Гидравлически выдавливается спинного мозга. Слева направо: взрослой крысы, взрослой мыши, мыши щенка. Поясничные утолщения отмечен коробкой. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
5. Определение спинальных ганглиях (DRGs)
- Разделить позвоночника в двух одинаковых продольных частей с помощью ножниц и место раздвоение позвоночника под микроскопом.
- Определить сегмент T13 позвонка путем местонахождение места прикрепления дистального-наиболее ребрышками на позвоночнике обращая внимание, чтобы не путать с ребрышками близлежащих межреберных нервов. Дистальные-большинство ребрышки прикреплены к проксимальной части сегмента позвонка Т13 и Т13 КСГ расположен дистально к позвонка Т13 и проксимально к позвонка L1.
- Определить сопутствующую ДРГ в дистальном направлении. Для взрослой крысы, сопутствующее DRGs появляются белые с четко видимой спинных и брюшных корней. Для взрослой мыши, сопутствующее DRGs появляются белые с четко видимой спинных и брюшных корней. Для щенят, сопутствующее DRGs появляются как четкие сферы.
Рисунок 2: Определение ДРГ в позвоночнике после экструзии спинного мозга. Позвоночник была разделена позволяет визуализировать КСГ, как показано стрелками. ПРИМЕРЕ взрослой крысы и мыши детеныша. исх = "http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55226/55226fig2large.jpg" целевых = "_blank"> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
6. Выделение КСГ
- Блюда Количество Петри (диаметром 30 мм) в соответствии с конкретными КСГ быть изолированы, например , L3, L4, L5. Заполните чашки Петри с ледяной стерильной PBS и поместите их на лед.
- Использование микро-ножницы, вырезать спинной и брюшной корни как можно ближе к КСГ, как это возможно, чтобы освободить их, избегая при этом повреждения ДРГ.
- С помощью кончика закрытых пинцетом, аккуратно выкопайте ДРГ и передавать их в соответствующие пронумерованные чашки Петри.
Рисунок 3: Представитель изолированных ДРГ. Слева направо: взрослой крысы, взрослой мыши, мыши щенка."_blank"> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
7. Обработка тканей для дальнейшего анализа
- Вестерн-блоттинга
- Изолировать область ткани интерес, например , спинного мозга расширения поясничного отдела. При необходимости отделить спинной мозг в ипсилатеральных и контралатеральной стороны и далее в спинных и брюшных рога.
- Поместите ткань в буфере для лизиса , таких как TNE буфера для лизиса (10 мМ Трис-основание, 150 мМ NaCl, 1 мМ ЭДТА, 1% NP40 в бидистиллированной H 2 O) , содержащий соответствующие ингибиторы фермента на льду.
- Однородный ткани в течение примерно 30 секунд на льду с помощью механического измельчения пестик.
- Центрифуга в течение 15 мин при 16000 х г при 4 ° С и используют надосадочную жидкость для дальнейшей обработки в соответствии со стандартными протоколами 5, 6 или держать супернатант при -20 ° С до дальнейшего использования.
- РНК-анализ
- Изолировать интересующей ткани.
- Сразу же место ткани в период стабилизации РНК растворе для стабилизации РНК для хранения.
- Изолировать РНК в соответствии со стандартными протоколами 7.
- Преобразование РНК в кДНК и выполнять КПЦР в соответствии со стандартными протоколами 7.
- иммуногистохимия
- Для свежезамороженной ткани (применительно к спинному мозгу):
- Готовят из сухого льда порошок измельчением сухих кубиков льда в количестве, соответствующем двум столовыми ложками порошка. Накройте сухие кубики льда в ткань и распылить кубов с помощью молотка. Поместите серебряную фольгу (примерно 5 см х 5 см) на слой сухих кубиков льда и покрывают фольгой серебро с сухим льдом порошка.
- Поместите область спинного мозга, выбранные для дальнейших анализов на сухой лед порошка с помощью пинцета, пусть оснастке замораживать, и передать спинной мозг к крио трубки. Так держать на сухом льду в любое время или хранить его при температуре -80 ° C до тех пор, пока в дальнейшем наме.
- Перенести спинной мозг к криостат (-20 ° С). При необходимости, обрезать спинной мозг внутри криостата. Поместите спинной мозг в встраивание материала внутри криостата для того, чтобы прикрепить ее к образцу диска.
- Нарежьте спинного мозга в желаемой толщины, например , 5 мкм, и собрать на стеклянных пластинах. Нагреть стеклянные пластины с пальцем непосредственно перед началом сбора ткани для лучшего крепления. Хранить неизрасходованная ткани в крио пробирках при -80 ° С до дальнейшего использования.
- Оставьте секции на стеклянных пластинах внутри криостата до готовности для последующей фиксации.
- После фиксации секций путем погружения в 4% PFA в течение 10 мин при комнатной температуре.
- Выполнение окрашивания в соответствии со стандартными протоколами 8.
- Фиксированный ткани для крио секционирования (применительно к спинному мозгу и КСГ)
- Фикс спинной мозг и ДРГ в 4% PFA (2 ч для спинного мозга, 1,5 ч для КСГ мыши и 4 ч для КСГ крыс) в4 ° С (место спинного мозга в горизонтальном положении, чтобы не допустить его фиксации в согнутом положении).
- Передача ткани до 25% вес / объем сахарозы в течение ночи при температуре 4 ° С. Ткань может храниться в 25% вес / объем сахарозы с добавлением нескольких капель 10% азида натрия, чтобы предотвратить микробное загрязнение при температуре 4 ° С до дальнейшего использования. При необходимости, обрезать спинной мозг, чтобы компенсировать расширение поясничного только на силиконовой борту или аналогичный.
- Используя кончик бумажного полотенца, аспирация избыток раствора сахарозы из ткани.
- Заполните крио формы наполовину с вложением материалов. Нажмите пузырьки по бокам крио пресс-формы с помощью инструментов, таких как закрытые пинцетом.
- Поместите ткань на вложении материала с помощью пинцета и обеспечить ориентацию желаемой ткани.
- Заполните форму крио полностью с вложением материалов и нажать пузырьки подальше от ткани , насколько это возможно (например , при использовании закрытых пинцет).
- Заполните чашку Петри (100 ммв диаметре) с 2-метилбутана. Это вещество является вредным. Выполните этот шаг в вытяжном шкафу и обработать веществом в соответствии с директивами учреждения (ВНИМАНИЕ: H224, H304, H336, H411, P210, P280, P273, P301, P331, P304 / P340, P309 / P310).
- Поместите чашку Петри на слой сухого льда и добавить два сухих кубиков льда в чашке Петри. Поместите крио плесень в чашку Петри и позволяют вложение материал замораживать полностью.
- Хранить внедренный ткани на сухом льду в любое время или при -80 ° С не обернутой в Parafilm до дальнейшей обработки.
- Разрежьте ткань на криостате (-20 ° C) в желаемой толщины, например , 5 мкм.
- Выполнение окрашивания в соответствии со стандартными протоколами 8.
- Фиксированный ткани для парафиновой-вложении (применимо к спинному мозгу и КСГ)
- Закрепить спинной мозг и ДРГ в 4% PFA (2 ч для спинного мозга, 1,5 ч для КСГ мыши и 4 ч для КСГ крыс) при 4 ° С (место спинного мозгав горизонтальном положении, чтобы не допустить его фиксации в согнутом положении).
- Передача ткани до 25% вес / объем сахарозы в течение ночи при температуре 4 ° С. Ткань может храниться в 25% вес / объем сахарозы с добавлением нескольких капель 10% азида натрия, чтобы предотвратить микробное загрязнение при температуре 4 ° С до дальнейшего использования.
- Изолировать область ткани интерес, например , спинного мозга расширения поясничного отдела.
- Заполните вложение формы наполовину с парафином.
- Охладить вложение формы кратко, поместив его на охлаждающем области вложения машины слегка затвердеть парафина. Это позволяет добиться более точного позиционирования ткани.
- Поместите ткань в желаемой ориентации в вложению пресс-формы. Заполните вложение формы с парафином и охлаждения немедленно.
- Поместите парафинсодержащего вложение пресс-формы при температуре 4 ° С в течение ночи, чтобы позволить ей затвердеть полностью и удалить парафиновый блок, содержащий ткань из вложения пресс-формы.
- Срезанные участки Oна микротом в желаемой толщины, например , 5 мкм.
- Выполнение окрашивания в соответствии со стандартными протоколами 8.
- Для свежезамороженной ткани (применительно к спинному мозгу):
Representative Results
Гидравлически экструдированные спинной мозг отобразить гладкую поверхность неповрежденной , показанную на рисунке 1. Расширение поясничный может быть легко идентифицированы как утолщенной области спинного мозга, в штучной упаковке на фиг.1. Дорсальной и вентральной стороны спинного мозга могут быть идентифицированы с помощью глаз в соответствии с морфологией. На рисунке 1, брюшная сторона обращена к зрителю, опознаваемый одной ясной средней линии вдоль всего спинного мозга. Две широкие линии вдоль спинного мозга позволяют идентифицировать спинной стороне. На дистальном-самые конце концов, конского хвоста могут иногда остаются прикрепленными у взрослых крыс и взрослых мышей.
Индивидуальные DRGs могут быть идентифицированы только в то время как расположенный в позвоночном столбе, на рисунке 2. После выделения, рис 3, отдельные DRGs не могут быть идентифицированы по внешнему виду. В случае необходимости, поэтомуважно, чтобы держать их четко отделены друг от изоляции. После изоляции, спинной мозг и DRGs могут быть обработаны и окрашивали , как описано в пункте 7.3 и представлены на рисунке 4. На рисунке 4а показано иммуногистохимическое окрашивание секции DRG , где нейроны и их глиальные клетки , окружающие спутника отчетливо видны. При правильной идентификации DRG можно проанализировать влияние седалищного нерва травмы на сомы травмированной нейроне, а также на их окружающих спутник глиальных клеток. На фиг.4b показана Нисслю окрашивание гидравлически экструдированного спинного мозга , где ткань неповрежденной отражаемое более гладкими краями разреза.
Рисунок 4: секции Представительные ткани. A. Иммуногистохимическое окрашивание секции DRG. B. Нисслю витражное Sectioп гидравлически экструдированного спинного мозга. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Discussion
Если позвоночник нарушается, например , путем смещения шейных позвонков, спинной мозг разделится в процессе экструзии. Если спинной мозг не может быть экструдирован, позвоночник может быть слегка обрезаны на обоих концах, и попытка экструзия можно повторить. В случае , если весь спинной мозг необходим для дальнейшего анализа, т.е. состоящий из цервикального расширения, а также поясничного утолщения, позвоночник должен быть слегка обрезаны только. Если только расширение поясничного необходим для дальнейшего анализа, спинной мозг должен быть отделан в соответствии с настоящим протоколом. Позвоночник должен быть выпрямлены, используя кончики пальцев, чтобы облегчить экструзию.
Протокол применим к грызунам всех возрастов и здесь на примере взрослой мыши (8 недель), щенком мыши (5 дней) и взрослой крысы (10 недель). В зависимости от типа животного и штамма, количество грудного и поясничного секций может изменяться 9, 10, 11. В зависимости от белков, которые будут проанализированы, взрослые грызуны могут быть перфузию ферментных ингибирующих растворов до эвтаназии. При выполнении эксперимента с участием одностороннее повреждение нервов, спинного мозга можно разделить на ипсилатеральных и контралатеральной стороны с использованием ультратонких пинцет сразу после экструзии. Кроме того, каждая из сторон может быть разделена на спинной и брюшной сторон. Ткани могут быть обработаны для дальнейшего анализа, например , Вестерн - блоттинга.
Transcardial перфузия-фиксация с PFA предварительного спинного мозга экструзии следует избегать, так как это делает спинной мозг, не гибкий и предотвращает спинного мозга Гидравлический экструзионный. Гидравлический экструзионный спинного мозга оторвут спинной корни. Для экспериментов, в которых прикреплены спинные корни необходимы, рекомендуется ламинэктомии. Кроме того, спинной мозговых оболочек теряются с помощью гидравлического экструзии, который можно избежать с помощью стандартной ламинэктомии Гидравлический экструзионный из спинного мозга и DRG изоляции также может быть выполнена с использованием насыщенной кислородом искусственной спинномозговой жидкости (ACSF) вместо охлажденного льдом PBS. Использование ACSF позволяет сохранение изолированной ткани в более физиологической среде, что особенно важно в случае последующих электрофизиологических записей 12, 13. Альтернативой ACSF может быть PBS , содержащий 1 г / л глюкозы для генерации первичных DRG культур 14. Гидравлический экструзионный спинного мозга является значительно более быстрый метод, чем традиционный способ спинного мозга изоляции путем ламинэктомии, сокращая время ткани обработки и, следовательно, снижая риск повреждения белка. Перфузия с фиксирующим до отключения спинного мозга ламинэктомии может уменьшить риск повреждения тканей во время рассечения и во время окончательного удаления изспинной мозг от позвоночного столба. Тем не менее, фиксация ткани исключает его применимость к анализов, таких как Вестерн-блоттинга. Гидравлические экструзионные выходы структурно неповрежденной ткани 3 подходит для более широкого спектра анализов. Последовательное определение КСГ может быть затруднено. Тем не менее, это очень важно для анализа тканей, например , после травмы седалищного нерва. Нумеруя ДРГ в соответствии с их локализации по отношению к ребрышками, DRGs могут быть идентифицированы последовательно. Окрашивание ткани спинного мозга, а также КСГ могут быть оптимизированы путем выполнения проиллюстрированных вариантов обработки ткани, описанной в шаге протокола 7.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bonn scissors, extra fine, straight, 8.5 cm | F.S.C. (Fine Science Tools) | # 14084-08 | For cutting open the spinal cord prior to isolation of DRGs (adult mouse, adult rat); Other manufacturer may be used |
| Centrifuge | Eppendorf | # 5427 R | For centrifugation of homogenized tissue |
| Cryostat microtome | Leica Biosystems | # CM 3050 S | For cutting the embedded tissue prior to staining; Other model and manufacturer may be used |
| Forceps, Dumont, # 3 | F.S.C. (Fine Science Tools) | # 11231-30 | For handling of spinal cord after extrusion; Other manufacturer/type may be used |
| Forceps, Dumont, # 5 | F.S.C. (Fine Science Tools) | # 11252-20 | For isolation of DRGs (adult mouse, adult rat, pup); Other manufacturer may be used |
| Isoflurane (furane) IsoFlo Vet 100% | Abbott | # 002185 | For euthanization; Other manufacturer may be used; CAUTION: toxic |
| Iso-pentane GPR rectapur | VWR chemicals | # 24872.298 | For snap-freezing of tissue; Other manufacturer may be used; CAUTION: toxic |
| Microtome | Leica Biosystems | # RM 2155 | For sectioning of paraffin embedded tissue; Other model and manufacturer may be used |
| Paraffin wax pellets | Sigma-Aldrich | # 76243 | For paraffin embedding; Other manufacturer may be used |
| Paraffin tissue embedding station | Leica Biosystems | # EG1160 | For paraffin embedding of tissue for later sectionning; Other model and manufacturer may be used |
| Pellet pestel, motor cordless | Sigma-Aldrich | # Z359971-1EA | For mechanical homogenization of isolated tissue prior to Western blotting; Other manufacturer may be used |
| Petri dish, 35 mm | Thermo Fischer Scientific | # 121V | For storage of isolated DRGs; Other manufacturer and size may be used |
| Petri dish, 100 mm | Sigma-Aldrich | # P7741 | For spinal cord extrusion; Other manufacturer and size may be used |
| Phosphatase inhibitor, Phosstop | Sigma-Aldrich | # 04906845001 | Phosphatase inhibitor cocktail for addition to TNE-lysis buffer if needed; Other manufacturer may be used |
| Pipette tip, 1-200 μL, no filter | Sarstedt | # 70.1189.105 | For hydraulic extrusion; Other manufacturer may be used |
| Protease inhibitor, Complete | Sigma-Aldrich | # 05892791001 | Protease inhibitor cocktail for addition to TNE-lysis buffer if needed; Other manufacturer may be used |
| RNAlater solution | Sigma-Aldrich | # R0901 | For RNA stabilization for storage; Other manufacturer may be used |
| Rneasy Protect Mini KiT | Qiagen | # 74124 | For RNA isolation; Other manufacturer may be used |
| Scalpel; Swann-Morton surgical blade no. 11 | Swann-Morton | # REF0203 | For isolation of spinal cord lumbar area; Other manufacturer/type may be used |
| Scissors, straight, type 3, 25 mm cutting edge | Bochem | # 4070 | For isolation of spine; Other manufacturer/type may be used |
| Scissors, 130 mm cutting edge | Hounisen | # 1902.0130 | For isolation of spinal cord (adult rat) |
| Spring scissors, straight, 8 mm cutting edge | F.S.C. (Fine Science Tools) | # 15009-08 | For cutting open the spinal column prior to isolation of DRGs (pup) and for isolation of DRGs (adult mouse, adult rat, pup); Other manufacturer may be used |
| Standard syringes, 2.5 mL, 5 mL, 10 mL | Terumo | # SS02SE1; # SS05SE1; # SS10SE1 | For hydraulic extrusion; Other manufacturer may be used |
| Stereomicroscope MZ12.5 with objective 1X and eyepiece 10X | Leica | # 10446370 | Other manufacturer/type may be used |
| Sterile PBS | GIBCO | # 10010-015 | For hydraulic extrusion; Can also be made according to standard protocols |
| Syringe needle 23 G x 1", 0.6 x 25 mm | Terumo Neolus | # NN-2325R | For hydraulic extrusion in pups; Other manufacturer/type may be used |
| Syringe needle 18 G x 1 1/2, 1.2 x 40 mm | Terumo Neolus | # NN-1838S | Alternative to pipette tip for hydraulic extrusion in adult mice; Other manufacturer may be used |
| Tissue-Tek | Sakura | # 4583 | Tssue embedding material for later cryosectionning |
| TNE-lysis buffer | VWR chemicals | # 10128-582 | For tissue lysis prior to Western blotting; Other manufacturer may be used; Can also be made according to standard protocols |
References
- Malin, S. A., Davis, B. M., Molliver, D. C. Production of dissociated sensory neuron cultures and considerations for their use in studying neuronal function and plasticity. Nat Protoc. 2 (1), 152-160 (2007).
- Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Res Notes. 9, 82 (2016).
- Kennedy, H. S., Jones, C. 3rd, Caplazi, P. Comparison of standard laminectomy with an optimized ejection method for the removal of spinal cords from rats and mice. J Histotechnol. 36 (3), 86-91 (2013).
- Meikle, A. D., Martin, A. H. A rapid method for removal of the spinal cord. Stain Technol. 56 (4), 235-237 (1981).
- JoVE Science Education Database. The Western Blot. , JoVE. Cambridge, MA. http://www.jove.com/science-education/5065/the-western-blot (2016).
- Gallagher, S., Chakavarti, D. Immunoblot analysis. J Vis Exp. (16), (2008).
- Ogrean, C., Jackson, B., Covino, J. Quantitative real-time PCR using the thermo scientific Solaris qPCR assay. J Vis Exp. (40), (2010).
- Crosby, K., et al. Immunohistochemistry Protocol for Parraffin-embedded Tissue Sections - ADVERTISEMENT. , JoVE. Cambridge, MA. https://www.jove.com/video/5064/immunohistochemistry-protocol-for-paraffin-embedded-tissue-sections (2014).
- Watson, C., Paxinos, G., Puelles, L. The Mouse Nervous System. , 1st edition, Academic Press, Elsevier. 424-426 (2012).
- Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
- Green, E. L. Genetic and non-genetic factors which influence the type of the skeleton in an inbred strain of mice. Genetics. 26 (2), 192-222 (1941).
- Meyer, A., Gallarda, B. W., Pfaff, S., Alaynick, W. Spinal cord electrophysiology. J Vis Exp. (35), (2010).
- Ciglieri, E., Ferrini, F., Boggio, E., Salio, C. An improved method for in vitro morphofunctional analysis of mouse dorsal root ganglia. Ann Anat. , 62-67 (2016).
- Peeraer, E., et al. Pharmacological evaluation of rat dorsal root ganglion neurons as an in vitro model for diabetic neuropathy. J Pain Res. 4, 55-65 (2011).
