Introduction
Les quatre protéines histones fondamentales H2A, H2B, H3, H4 et jouent un rôle central dans le compactage, l'organisation, et la fonction des chromosomes eucaryotes. Deux ensembles de chacun de ces histones forment l'octamère d'histone, une bobine moléculaire qui dirige l'emballage de ~ 147 paires de bases d'ADN autour de lui - même, entraînant finalement la formation d'un nucléosome 1. Les nucléosomes sont des participants actifs dans une variété de processus basés sur chromosomiques, telles que la régulation de la transcription du gène et la formation de l'euchromatine et l'hétérochromatine dans les chromosomes, et en tant que tels ont fait l'objet d'intenses recherches au cours des dernières décennies. Un certain nombre de mécanismes ont été décrits par lequel nucléosomes peuvent être manipulées d'une manière qui peut faciliter l'exécution des processus spécifiques - ces mécanismes comprennent la modification post-traductionnelle de résidus d'histones, dépendant de l'ATP nucléosome remodelage, et la réorganisation de nucléosome ATP-indépendanteet montage / démontage 2, 3.
La levure bourgeonnante Saccharomyces cerevisiae est un organisme modèle particulièrement puissant pour la compréhension de la fonction histone dans les eucaryotes. Cela peut être attribué en grande partie au degré élevé de conservation évolutive des protéines histones dans tout le eucaryotes de domaine et la susceptibilité de la levure à une variété de expérimentale génétiques et biochimiques approches 4. approches Reverse-génétiques dans la levure ont été largement utilisés pour étudier les effets des mutations histones spécifiques sur divers aspects de la biologie de la chromatine. Pour ces types d'expériences, il est souvent préférable d'utiliser des cellules dans lesquelles les histones mutantes sont exprimées à partir de leur locus génomique natif, comme expression de plasmides autonomes peuvent conduire à des niveaux anormaux intracellulaires de protéines histones (en raison du nombre de plasmides différents dans les cellules) et la modification concomitante de la chromatine environnements, qui peut finalement confondre l'interprétation des résultats.
Ici, nous décrivons une technique basée sur la PCR qui permet de mutagénèse ciblée des gènes d'histones à leurs emplacements génomiques natifs qui ne nécessite pas d'étape et les résultats du clonage dans la génération de la mutation (s) désirée sans restes de séquences d'ADN exogènes dans le génome. Cette technique profite du système de recombinaison homologue efficace dans la levure et a plusieurs caractéristiques en commun avec d' autres techniques similaires développées par d' autres groupes - notamment le Delitto Perfetto, génomique (SSG) mutagenèse spécifique du site, et allèle basée sur la PCR-clonage gratuit méthodes de substitution 5, 6, 7. Cependant, la technique nous décrivons a un aspect qui le rend particulièrement bien adapté pour la mutagenèse des gènes d'histones. Dans les cellules de levure haploïdes, chacun des quatre histones est codé par deux non unllelic gènes et hautement homologues , par exemple, l' histone H3 sont codées par les gènes et HHT1 HHT2, ainsi que les cadres de lecture ouverts (ORF) des deux gènes sont plus de 90% identique dans la séquence. Ce degré élevé d'homologie peut compliquer les expériences conçues pour cibler précisément l'un des deux gènes d'histones codant pour la mutagenèse. Alors que les procédés mentionnés ci-dessus nécessitent souvent l'utilisation d'au moins certaines séquences dans l'ORF du gène cible pour conduire une recombinaison homologue, la technique que nous décrivons ici fait appel à des séquences flanquant les ORFs des gènes d'histones (qui partagent beaucoup moins d'homologie de séquence) pour l'étape de recombinaison, augmentant ainsi la probabilité de ciblage réussi de mutagénèse sur le lieu souhaité. En outre, les régions homologues qui animent la recombinaison peut être très vaste, ce qui contribue à l'efficacité de recombinaison homologue ciblée.
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Protocol
REMARQUE: La stratégie expérimentale pour ciblée in situ mutagenèse du gène d'histone comprend plusieurs étapes (résumées dans la figure 1). Ces étapes sont les suivantes: (1) Le remplacement du gène cible histone avec le gène URA3, (2) Production et purification des produits de PCR correspondant à deux fragments se chevauchant partiellement du gène d'histone cible en utilisant des amorces hébergeant la mutation désirée (s), (3 ) Fusion PCR des deux fragments se chevauchant partiellement pour obtenir des produits complets de PCR de taille pour l'intégration, (4) Co-transformation des produits de PCR pleine grandeur et la colonne vertébrale plasmide, et la sélection pour le marqueur sur le plasmide, (5) écran pour 5-FOA résistant les transformants (6) la purification de colonies 5 résistantes au-FOA et la perte de plasmide squelette, et (7) des analyses moléculaires de dosage pour une bonne intégration de l'allèle mutant.
1. Remplacement de la cible Histone Gene avec le URA3Gène
- Effectuer une PCR à médiation par une étape gène perturbation norme remplaçant l'ORF du gène d'histone cible avec le gène URA3 8, 9.
NOTE: L'utilisation de cellules de levure portant le ura3Δ0 est recommandé que cette mutation supprime la totalité de l' ORF URA3 endogène, ce qui évite ainsi l' intégration du produit de PCR dans le locus URA3 8. En variante, le gène URA3 K. lactis peut être utilisé efficacement pour la génération du remplacement des histones dans tous les milieux ura3 comme il est fonctionnel chez S.cerevisiae , mais a seulement une homologie de séquence partielle avec le gène URA3 de S. cerevisiae. La souche devrait également être auxotrophe pour au moins un composé qui permettra la sélection du plasmide de squelette dans l'expérience de la transformation (voir l'étape 4 de ce protocole). Cette étape est pas nécessaire si une cible histones geneΔ :: URA3souche est déjà disponible.
2. Production et purification des produits de PCR correspondant à deux fragments se chevauchant partiellement de la cible Histone Gene utilisant Amorces porteuse de la mutation souhaitée (s)
- Générer des produits de PCR correspondant à deux fragments se chevauchant partiellement du gène cible histone.
- Préparer deux réactions PCR comme suit:
- Pour générer des produits de PCR correspondant à la première moitié du gène (produit une figure 1B), mis en place la réaction suivante: 1 ul d' ADN matrice, 5 μl10 pM amorce avant, 5 μl10 pM amorce inverse, 0,5 pi (1,25 U) thermostable ADN polymérase, 10 ul de tampon de polymerase d' ADN 5x, 5 ul de mélange dNTP (2 mM chacun) et 23,5 ul dH 2 O.
NOTE: L'ADN matrice peut être de l'ADN génomique provenant d'une souche de type sauvage pour le gène cible de histone isolé en utilisant la norme pro10 procédures. Pour tenir compte des variations de la concentration d'ADN et le niveau d'impuretés présentes dans différentes préparations génomiques, il est recommandé d'optimiser les réactions en utilisant soit de l' ADN non dilué ou différentes dilutions des préparations génomiques (par exemple, 1:10 et 1: 100). L'amorce sens devrait recuire à une région en amont du gène cible. L'amorce inverse devrait recuire au sein de l'ORF, soit ~ 40 nucléotides de longueur, et contient la mutation (s) souhaitée quelque part au milieu de celui - ci (voir figure 1B-1 et résultats représentatifs section pour des exemples). L'utilisation d'un ADN polymérase haute fidélité est recommandée afin de réduire les taux de mutations indésirables lors de la synthèse des produits de PCR. - Pour générer des produits de PCR correspondant à la seconde moitié du gène (produit b dans la figure 1B), mis en place une réaction comme indiqué dans 2.1.1.1 mais avec des amorces.
NOTE: Le pri avantmer devrait recuire au sein de l'ORF, soit ~ 40 nucléotides de longueur, et contient la mutation (s) souhaitée quelque part au milieu de celui-ci. A noter que la mutation (s) dans cette amorce est le complément inverse de la mutation (s) dans l'amorce inverse de l'étape 2.1.1.1. L'amorce inverse devrait recuire à une région en aval du gène cible (voir la section 1B-1 et résultats représentatifs Figure pour des exemples).
- Pour générer des produits de PCR correspondant à la première moitié du gène (produit une figure 1B), mis en place la réaction suivante: 1 ul d' ADN matrice, 5 μl10 pM amorce avant, 5 μl10 pM amorce inverse, 0,5 pi (1,25 U) thermostable ADN polymérase, 10 ul de tampon de polymerase d' ADN 5x, 5 ul de mélange dNTP (2 mM chacun) et 23,5 ul dH 2 O.
- Placez les réactions dans un thermocycleur avec les paramètres suivants: 94 ° C 30 sec; 30 cycles des paramètres suivants: 98 ˚C 10 s, 60 ° C 5 sec, 72 ° C 1,5 min; et 72 ° C 10 min.
Remarque: L'optimisation des paramètres de la PCR peut être nécessaire pour des jeux d'amorces spécifiques et de cibler le gène d'histone.
- Préparer deux réactions PCR comme suit:
- Exécuter 20 - 50 ul de la matière provenant des réactions PCR sur un gel à 0,9% d'agarose à bas point de fusion dans 89 mM de base Tris, de l'acide borique 89 mM, EDTA (TBE) 2,5.
- sections de gel d'agarose Cut contenant le pr PCRoduits de gel à l'aide d'un scalpel ou une lame de rasoir propre et transfèrent chacun à un tube de 1,5 ml. Stockez sections d'agarose contenant des produits de PCR à -20 ° C jusqu'à utilisation.
3. Fusion PCR des deux fragments se chevauchant partiellement pour obtenir la pleine taille des produits de PCR pour l'intégration
- Préparer modèle pour les réactions PCR
- Faire fondre les sections de gel d'agarose de l'étape 2.3 en plaçant les tubes à centrifuger dans un ensemble de blocs de chaleur à 65 ° C pendant 5 minutes (ou jusqu'à ce que complètement fondu). Tubes vortex toutes les 1 - 2 minutes pour faciliter le processus de fusion.
- Transférer un montant fixe de fondu agarose de chaque échantillon (par exemple, 50 ul chacune, pour un total de 100 pi) dans un tube à centrifuger unique et mélanger par tourbillonnement. En utilisant ce comme matrice dans les réactions PCR de fusion. Placer le tube à -20 ° C jusqu'à utilisation.
- Amplifier une grande quantité de produit de PCR en taille réelle (produit cla figure 1B)
- Mise en place de six réactions de PCR, chacun avec les composants suivants: ADN matrice 2 pi, 10 pi de 10 pM de l'amorce sens, 10 ul 10 uM d'amorce inverse, 1 pi (2,5 U) thermostable d'ADN polymerase, 20 de tampon d'ADN polymerase ul 5x, 10 ul mélange de dNTP (2 mM chacun) et 47 ul dH 2 O.
NOTE: Le nombre de réactions peut être modifiée en fonction de l'efficacité de la PCR. L'ADN matrice (voir 3.1.2) doit être chauffé à 65 ° C jusqu'à ce que fondu, mélangé par tourbillonnement, et ajouté à la dernière mélange de PCR. Une fois ajouté, mélanger délicatement mais soigneusement par pipetage la solution de haut en bas plusieurs fois. Pour tenir compte des variations de la concentration d'ADN dans les différents échantillons, il est recommandé d'optimiser d' abord les réactions à l'aide de modèles non dilué ou différentes dilutions du modèle (par exemple, 1:10 et 1: 100). Les deux amorces utilisées doivent hybrider les deux fragments se chevauchant partiellement du gène cible maladeustrated à la figure 1B-2 et être conçu de telle sorte que les produits finaux de PCR auront au moins 40 paires de bases sur les deux homologues de côté pour les régions flanquant le URA3 ORF qui stimuleront l'étape de recombinaison homologue (voir la section Les résultats représentatifs pour des exemples). L'utilisation d'un ADN polymérase haute fidélité est recommandée afin de réduire les taux de mutations indésirables lors de la synthèse des produits de PCR. - Placer les tubes dans un thermocycleur avec les paramètres suivants: 94 ° C 30 sec; 30 cycles des paramètres suivants: 98 ˚C 10 s, 50 ° C 15 sec, 72 ° C 1,5 min; et 72 ° C 10 min.
REMARQUE: L'optimisation des paramètres de la PCR peut être nécessaire pour des jeux d'amorces spécifiques et le gène cible de l'histone.
- Mise en place de six réactions de PCR, chacun avec les composants suivants: ADN matrice 2 pi, 10 pi de 10 pM de l'amorce sens, 10 ul 10 uM d'amorce inverse, 1 pi (2,5 U) thermostable d'ADN polymerase, 20 de tampon d'ADN polymerase ul 5x, 10 ul mélange de dNTP (2 mM chacun) et 47 ul dH 2 O.
4. Co-transformation de produits Full Size PCR et Backbone plasmide, et la sélection pour le marqueur sur le plasmide
- La concentration des produits de PCR
- Réunissez le six réactions PCR (600 au total pi) de l'étape 3.2.2 dans un tube à centrifuger unique et mélanger par tourbillonnement.
- Diviser l'échantillon en trois 200 aliquotes dans des tubes de microcentrifugation. Précipiter l'ADN dans chaque tube par addition de 20 ul d'acétate de sodium 3M (pH 5,2) et 550 ul d'éthanol à 100%. Mélanger soigneusement la solution et placer sur la glace pendant au moins 15 min. Recueillir l'ADN par centrifugation à ~ 14.000 xg pendant 10 minutes, rincer le culot avec 200 pi de 70% d'éthanol, et l'air sec.
- Resuspendre chaque pastille d'ADN dans 25 pi de dH 2 O, et piscine dans un seul tube (pour un total de 75 pi).
- La levure co-transformation
- Préparer 10 ml de culture d'une nuit de la souche générée à l' article 1 dans l' extrait de levure peptone dextrose (YPD) milieu liquide 11.
- Le lendemain matin, inoculer 400 ml de milieu liquide YPD avec 8 ml de la culture d'une nuit saturée et incuber en agitantà 30 ° C pendant 4 - 5 heures pour permettre aux cellules d'entrer en phase de croissance logarithmique.
- Recueillir les cellules par centrifugation à ~ 3220 x g pendant 10 minutes, éliminer le milieu liquide, et remettre en suspension les cellules dans 1 volume de 10 mM de Tris-HCl (pH 8,0), 1 mM d'EDTA, 0,1 M de solution acétate de lithium (TE / LiAc) .
- Recueillir les cellules par centrifugation à ~ 3220 xg pendant 10 min, et jeter le TE / LiAc.
- Resuspendre les cellules dans 1 ml de TE / LiAc.
- Mettre en place le cocktail de réaction suivant dans un microtube de 800 pi de cellules provenant de l'étape 4.2.5, 40 ul d'ADN de sperme / saumon ml 10 mg bouillie, soit un total de 12,5 ug d'ADN de plasmide de squelette, et 75 pi de produit de PCR concentré de l'étape 4.1.3.
NOTE: L'ADN de sperme de saumon doit être porté à ébullition pendant 5 minutes et placée sur de la glace pendant au moins 5 minutes avant de l'utiliser dans la réaction. Le volume total de l'ADN ajouté squelette du plasmide doit être maintenu à un minimum (~ 80 pi ou moins). Voir la section Résultats représentant pour un exemple de plasme épine dorsaleid. - Mélanger le tube de cocktail à fond et aliquote uniformément dans huit tubes à centrifuger (Tubes 1-8).
- Mettre en place les deux tubes de réaction de transformation de contrôle suivants:
- Le tube 9 (pas de commande du produit de PCR): 100 ul de cellules de l'étape 4.2.5, 5 pi de bouillie d'ADN / ml de sperme de saumon 10 mg (bouillie pendant 5 min; voir l'étape 4.2.6 Note), un total de 1,56 pg squelette d'ADN plasmidique et aucun produit de PCR ajouté.
- Tube 10 (pas de contrôle de l'ADN): 100 pi de cellules de l'étape 4.2.5, 5 pi de bouillie 10 mg / ml d'ADN de sperme de saumon (voir étape 4.2.6 Note), pas de colonne vertébrale ADN plasmidique ajouté, et aucun produit PCR ajouté.
- Mélanger les deux tubes doucement mais complètement par pipetage de haut en bas plusieurs fois.
- Incuber les dix tubes à 30 ° C pendant 30 min.
- A chaque tube, ajouter 1,2 ml de 40% de polyéthylène glycol (PEG) 3350 dans TE / LiAc. Bien mélanger à l'aide d'une pipette P-1000 jusqu'à ce que la solution soit homogène.
- Incuber les dix tubes à 30° C pendant 30 min. Mélanger doucement la solution par pipetage de haut en bas, puis incuber les tubes à 42 ° C pendant 15 min.
- Recueillir les cellules en faisant tourner les tubes dans une microcentrifugeuse à ~ 14.000 xg pendant 30 sec. Jeter le liquide et de remettre les cellules dans 1 ml de dH 2 O stérile
- Recueillir les cellules en faisant tourner les tubes dans une microcentrifugeuse à ~ 14.000 xg pendant 30 sec. Jeter le liquide et remettre les cellules dans 500 pi de dH stérile 2 O.
- tubes Piscine 1-8 ensemble (volume total de 4 ml) et bien mélanger par pipetage de haut en bas.
- Plaque 200 ul du mélange ci - dessus sur chacun des vingt complets abandon milieu minimal plaques 11 (plaques 1-20) pour la sélection du plasmide de squelette.
- Plaque 200 pi du mélange de tube 9 et 200 pi de mélange de Tube 10 chacun sur sa propre plaque de sélection (plaques 21 et 22, respectivement).
- Incuber les 22 plaques à 30 ° C pendant 3 - 5 jours àsélectionner les transformants de plasmide.
- Inspecter les plaques de transformation après 3 - 5 jours d'incubation. Environ 5000 colonies doivent être visibles sur des plaques 1-21 (voir résultats représentatifs pour un exemple) et pas de colonies doivent être présents sur la plaque 22.
5. Ecran pour transformants 5-FOA-résistantes
- Les cellules de transfert à partir de plaques 1 - 20 (et la plaque de transformation 21 en tant que témoin) à 5-fluoroorotique d' acide (5-FOA) des plaques 11 en réplique de placage 12 pour cribler pour la perte du gène URA3 à la suite de l' intégration de la les produits de PCR à l'emplacement souhaité.
- Retirez le couvercle de la plaque et appuyez sur la plaque contenant des colonies sur un velours stérile. Transférer les cellules du velours sur une plaque de 5-FOA en appuyant sur la plaque sur le velours. Incuber les plaques à 30 ° C pendant 2 jours.
- Après l'incubation de 2 jours, inspecter soigneusement les plaques 5-FOA pour growth.
NOTE: Un événement d'intégration du candidat sera représentée par une petite asymétrique colonie "écrasé" sur une plaque 5-FOA - à l' inverse, de petites papilles de plus en plus sur des plaques 5-FOA sont susceptibles représentant des mutations URA3 spontanées qui se pose lors de la croissance des colonies sur la plaques de transformation, et sont donc peu susceptibles de représenter l'événement d'intégration souhaité (voir la figure 3 dans la section des résultats représentatifs pour plus de précisions sur ce point et pour quelques exemples).
6. Purification des colonies 5-FOA-résistantes et perte de Backbone plasmide
- En utilisant des cure-dents stériles, ramasser les colonies candidats à partir des plaques 5-FOA décrites à l'étape 5.2 et série pour des colonies isolées sur des plaques de YPD. Incuber pendant 2 - 3 jours à 30 ° C.
- Après l'incubation, réplique - plaque chaque purification de plaque YPD à une plaque YPD frais, une plaque d' abandon sans uracile pour vérifier la pertedu gène URA3, et une seconde plaque d' abandon pour surveiller la présence ou l' absence du plasmide squelette. Incuber pendant 1 - 2 jours à 30 ° C.
- Après l'incubation, identifier une colonie de chaque échantillon de candidat qui se développe sur la plaque YPD , mais pas de plus en plus sur chaque plaque d' abandon (une telle colonie devrait avoir perdu le gène URA3 par l'événement de recombinaison et a perdu le plasmide squelette pendant mitotique la division cellulaire). Restreak ces colonies sur des boîtes de YPD fraîches. Ces colonies sont les candidats d'intégration et seront analysées plus loin dans l'étape 7.
7. Analyses moléculaires à Assay pour une bonne intégration de l'allèle mutant
- Isoler l' ADN génomique à partir d' échantillons candidats en utilisant des modes opératoires classiques 10.
- Amplifier une région génomique englobant le site cible.
- Mettre en place la réaction PCR suivante pour chaque échantillon: 0,5 ADN matrice pi, 5 pi10 pM d'amorce sens, 5 ul 10 uM d' amorce inverse, 0,5 pi (2,5 unités) d' ADN Taq polymerase, 5 pi de 10 x tampon de Taq ADN polymerase, un mélange de dNTP 5 ul (2 mM chacun) et 29 ul dH 2 O.
REMARQUE: ADN matrice est dérivée de l'ADN génomique à partir des échantillons candidats. Il est recommandé d'inclure également deux réactions de contrôle: l' une en utilisant l' ADN génomique provenant des geneΔ histones originales :: souche URA3 comme matrice et un autre ADN génomique en utilisant d'une souche histone de type sauvage comme matrice. Pour tenir compte des variations de la concentration d'ADN et le niveau d'impuretés présentes dans différentes préparations génomiques, il est recommandé d'optimiser les réactions en utilisant soit de l' ADN non dilué ou différentes dilutions des préparations génomiques (par exemple, 1:10 et 1: 100). Il est important de veiller à ce que ces amorces hybrident aux séquences d'ADN en dehors de la région englobée par le produit de PCR putative intégré - de cette façon, la taille des produits de PCR dans ces reactions peuvent être utilisés comme un outil de diagnostic pour l' intégration des produits à l'emplacement génomique correcte (voir résultats représentatifs pour un exemple). - Placer les réactions dans un thermocycleur avec les paramètres suivants: 94 ° C 3 min; 30 cycles des paramètres suivants: 94 ° C 45 sec, 50 ° C 45 sec, 72 ° C 2 min; et 72 ° C 10 min.
REMARQUE: L'optimisation des paramètres de la PCR peut être nécessaire pour des jeux d'amorces spécifiques et le gène cible de l'histone.
- Mettre en place la réaction PCR suivante pour chaque échantillon: 0,5 ADN matrice pi, 5 pi10 pM d'amorce sens, 5 ul 10 uM d' amorce inverse, 0,5 pi (2,5 unités) d' ADN Taq polymerase, 5 pi de 10 x tampon de Taq ADN polymerase, un mélange de dNTP 5 ul (2 mM chacun) et 29 ul dH 2 O.
- Traitement des produits de PCR
- Exécuter 20 ul de chaque réaction sur un gel d'agarose 0,8% TBE.
- Évaluer la taille des produits de PCR en utilisant des étalons d'ADN de référence pour déterminer si le gène URA3 a été remplacé avec succès par le gène muté histone putative (voir les résultats représentatifs pour un exemple).
NOTE: Dans certains cas, la mutation (s) souhaitée introduite dans les gènes des histones créer ou détruire une restriction assise. Si tel est le cas, la présence de la mutation souhaitée dans les produits de PCR de la taille indicative d'intégration correcte peut être évaluée en soumettant les produits à une digestion par l'enzyme de restriction correspondante, suivie par une analyse par électrophorèse sur gel (voir les résultats représentatifs pour un exemple) . - Les produits de PCR de la taille de l'objet indicative d'une bonne intégration à un séquençage de l'ADN pour confirmer la présence de la mutation (s) désirée et pour veiller à ce qu'aucune des mutations supplémentaires ont été introduites dans le génome.
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Representative Results
Nous décrivons la production d'un allèle HHT2 exprimant une protéine mutante de l' histone H3 hébergeant une substitution à la position 53 d'une arginine en un acide glutamique (R53E mutant H3) comme un exemple représentatif de la stratégie de mutagenèse ciblée in situ.
Nous avons généré une souche dans laquelle l'ensemble de l' ORF de HHT2 est remplacé par le gène URA3 (voir l' étape 1 du protocole). Cette souche, yAAD156, abrite également un allèle his3Δ200, ce qui provoque les cellules à être auxotrophe pour l' histidine. Suite à la procédure indiquée à l' étape 2 du protocole, nous avons généré alors les deux fragments se chevauchant partiellement HHT2. Les amorces suivantes ont été utilisées pour le premier fragment: Primer avancée (OAD20): 5 'GCGTTCATTATCGCCCAATGTG 3' et l'amorce inverse (R53Erev): 5 'GTTCAGTAGATTTTTGGAATtcTCTAATTTCTCTCAAG 3'. La pr suivanteIMERS ont été utilisés pour le second fragment: Forward Primer (R53Efor): 5 'CTTGAGAGAAATTAGAgaATTCCAAAAATCTACTGAAC 3' et l'amorce inverse (OAD21): 5 'GCGCTTGATCAGCAGTTCATCG 3'. Notez que l'amorce inverse dans la première réaction et l'amorce directe dans la deuxième réaction contiennent les nucléotides souhaités muté (en minuscules) - ces nucléotides mutés sont nichés entre deux longues étendues de séquences de type sauvage, car cela permet un recuit efficace de l'amorce à l'ADN de matrice, malgré le décalage au niveau des positions mutées. A noter également que les nucleotides mutées de ces deux amorces sont inverse complémentaire à l'autre et provoquent une AG mutation GA dans le brin sens, ce qui se traduit par une AGA GAA changement du codon, qui produit finalement la mutation R53E dans la protéine codée. Les résultats de ces réactions de PCR sont présentés sur la figure 2A.
En utilisant la procédure à l'étape 3, nous GENER alors ATED les produits de PCR pleine grandeur. Les amorces utilisées étaient Primer avancée (OAD479): 5'TATGGCTCGGTGTCAAAACA 3 'et Primer inverse (OAD480): 5' CATGGTTTCTTGCCGGTTAT 3 '. Lors de la conception de ces amorces, il est important de veiller à ce que les produits de PCR de fusion résultant comprennent au moins 40 paires de bases de chaque extrémités pour conduire la réaction de recombinaison homologue (plus les régions d'homologie, les plus efficaces et spécifiques, les événements de recombinaison homologue sera être). Dans notre expérience, les produits de PCR de taille normale contenait une région de 195 paires de base et de 220 paires de bases région homologue aux régions en amont et en aval de l'ORF HHT2, respectivement. Un échantillon de ces produits de PCR a été analysé par électrophorèse sur gel d' agarose (figure 2B).
Les produits de PCR pleine grandeur ont ensuite été co-transformées avec le plasmide pRS413 (un centromérique, HIS3- marqué plasmidef "> 13) et les transformants ont été sélectionnés sur des plaques dépourvues histidine (SC-ses plaques) , comme décrit à l' étape 4 du protocole. Ses colonies + ont ensuite été criblées pour la résistance 5-FOA suivant les procédures décrites à l' étape 5 du protocole. la figure 3 montre un exemple d'une plaque de transformation (SC-son) et 5-FOA plaques suivantes réplique-placage de SC-ses plaques. des exemples d'échantillons candidats ainsi que des échantillons improbables pour représenter les événements d'intégration souhaités sont également présentés dans la figure 3 . dans notre expérience, nous avons identifié douze échantillons candidats de ~ 90.000 transformants blindés. Ces candidats ont ensuite été purifiés comme décrit à l'étape 6 du protocole.
Les douze candidats ont ensuite été soumis à l'analyse PCR décrit dans l' étape 7 du protocole pour évaluer si elles reflètent le remplacement authentiques du gène URA3 avec des produits de PCR mutants. Pour nos experiment, on utilise une amorce sens qui annelle 89 paires de bases en amont du site d'intégration du produit de PCR et une amorce inverse qui apparie 302 paires de bases en aval du site d'intégration du produit de PCR. Ces amorces produisent des produits de PCR de 1217 paires de bases de taille si le lieu HHT2 est occupé par HHT2 (ou des versions mutées de HHT2 hébergeant des substitutions de paires de bases) ou des produits de PCR de 2188 paires de bases de taille si le locus est occupée par le gène marqueur URA3 . La séquence de l'amorce directe utilisée (OAD476) est: 5 'GAAACTATTGGCACGCCCTA et celle de l'amorce inverse utilisé (OAD477) est: 5' CCTGCGAATCAACCGATACT 3 '. Sur les douze candidats que nous avions identifiés, quatre ont montré l' intégration d'un produit de PCR à l'emplacement correct (voir la figure 4A pour un exemple). Enfin, étant donné que la mutation AG GA génère un nouveau site de restriction Eco RI, nous avons soumis les produits de PCR à partir de l' un des échantillons d'intégration réussies à un
Figure 2: Génération de PCR Produits pour l' hébergement souhaité Mutations intégration dans le génome de la levure. La réaction (A) par PCR pour générer des fragments se chevauchant partiellement de HHT2 hébergeant les mutations souhaitées. représentation de bande dessinée de t: Topil deux réactions de PCR pour obtenir les deux HHT2 fragments (voir la figure 1B-1). Les cercles rouges représentent les nucléotides dépareillées sur les amorces utilisées pour introduire la mutation AG GA dans le brin sens du gène. En bas: gel analyse par électrophorèse des produits de PCR a et b (pistes 2 et 3, respectivement). Standards d'ADN sont présentés dans le couloir 1. (b) la réaction de fusion par PCR pour générer des produits PCR de la taille complète pour l' intégration dans le génome de la levure (voir figure 1B-2 et 3). Top: représentation de bande dessinée de la réaction PCR et produit attendu PCR (produit c). Les cercles rouges représentent les mutations désirées, comme décrit en (A) ci-dessus. Bottom: gel analyse par électrophorèse des produits PCR c (piste 2). Normes d'ADN sont présentés dans le couloir 1. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3: Les résultats représentatifs de l'expérience Co-transformation et de l' écran 5-FOA. Gauche: SC-son représentant plaque plaquée avec des cellules soumises à la procédure de co-transformation après une incubation de 3 jours à 30 ° C. Environ 5000 colonies ont été comptées. Moyen: représentant la plaque 5-FOA suivante réplique de placage d'une plaque SC-son co-transformation après une incubation de 2 jours à 30 ° C. Les échantillons 1 et 2 ont été considérés comme des candidats pour avoir vécu un événement d'intégration réussie en raison de leurs morphologies asymétriques. En effet , un véritable remplacement du gène URA3 avec l'allèle HHT2 est susceptible de se produire avant (ou peu après) une cellule transformée est étalée sur le SC-son assiette et, en conséquence, la colonie qui va se poser à cet endroit , contiendra principalement, sinon exclusivement, 5-FOA-resistanles cellules T - quand une telle colonie est alors ensuite réplique plaquée sur une plaque 5-FOA, il sera écrasé, donnant lieu à une tache asymétrique regardant des cellules sur la plaque. A l'inverse, spontané des mutations dans le gène URA3 qui peuvent survenir au cours de la formation de colonies sont plus susceptibles d'être confiné dans une petite région d'une colonie, et donc plus susceptibles de donner lieu à des papilles quand réplique-plaqué sur une plaque 5-FOA. À droite: un représentant plaque différente 5-FOA suivante réplique de placage d'une plaque SC-son co-transformation après une incubation de 3 jours à 30 ° C. Un candidat supplémentaire (exemple 3), ainsi que deux petites papilles sont visibles sur cette plaque (échantillons 4 et 5) - tels papille, qui sont le plus clairement visible après 3 ou plusieurs jours d'incubation, sont susceptibles de représenter des mutations URA3 spontanées et non l'événement d'intégration souhaité. Veuillez cliquer ici pour voirune version plus grande de cette figure.
Figure 4: Analyses moléculaires des échantillons d'intégration du candidat. Essai (A) PCR pour identifier les événements d'intégration réussies. Représentations de dessins animés des réactions de PCR utilisées pour évaluer l' intégration réussie de l'allèle mutant HHT2 dans le génome: Top. Bottom: gel analyse par électrophorèse des réactions PCR en utilisant l' ADN génomique provenant d'une souche HHT2 de type sauvage (utilisé comme témoin, piste 2), la souche yAAD156 hébergeant le remplacement hht2Δ :: URA3 (utilisé comme témoin, piste 3), un candidat échantillon d'intégration (piste 4), et un échantillon de 5-FOA papille résistant (et donc peu susceptibles de représenter un événement d'intégration correcte, piste 5). standards d'ADN sont montrées dans la voie 1. On notera que les tailles des produits de PCR pour l'échantillon d'intégration candidats sont Consistent avec un événement d'intégration réussie, alors que la taille des produits de PCR pour l'échantillon de papille est compatible avec un locus URA3 :: hht2Δ intacte. (B) Eco RI digestion pour confirmer la présence de l' allèle mutant. Top: représentation de bande dessinée des fragments de digestion attendus provenant d'une réaction de digestion Eco RI de produits de PCR contenant soit le gène HHT2 de type sauvage ou l'HHT2 allèle mutant. En bas: gel analyse par électrophorèse des réactions de digestion des produits de PCR dérivées d'une souche HHT2 de type sauvage (piste 2, les produits de PCR utilisées ici ont été obtenues à partir du même échantillon que celui utilisé dans la piste 2 du panneau A) et d' un échantillon d'intégration candidat ( piste 3, les produits de PCR utilisées ici ont été obtenues à partir du même échantillon que celui utilisé dans la voie 4 du panneau A). standards d'ADN sont montrées dans la voie 1. On notera que les schémas de digestion confirment que la mutation GA AG a été introduit avec succès dans le génome du candidatéchantillon d'intégration. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Le niveau élevé d'homologie de séquence entre les deux gènes non-alléliques codant pour chacune des quatre protéines histones fondamentales dans les cellules de S. cerevisiae haploïdes peut représenter un défi pour les chercheurs qui souhaitent cibler spécifiquement l' un des deux gènes pour la mutagenèse. Décrit précédemment levure méthodes de mutagenèse, y compris la Delitto Perfetto, génomique (SSG) mutagenèse spécifique du site, et les méthodes de remplacement de l' allèle libre clonage à base de PCR-5, 6, 7, ainsi que des techniques à base de CRISPR-plus levure récente 15, comptent souvent au moins en partie sur des séquences au sein de l'ORF d'un gène cible pour recruter les mécanismes de recombinaison ou de réparation sur le site génomique désiré pour éventuellement générer l'allèle mutant final. D'autre part, la stratégie que nous avons présenté ici utilise des séquences d'ADN flanquant l'ORF ciblé pour entraîner le homólogoNous événement de recombinaison requise pour l'intégration de la mutation, et, par conséquent, permet un ciblage plus spécifique d'un gène sur l'autre malgré les deux gènes ayant ORFs hautement homologues. Cette caractéristique rend notre stratégie particulièrement bien adapté pour histone mutagenèse. Cependant, cette stratégie peut également être adaptée pour une mutagenèse d'autres gènes dans le génome de la levure.
caractéristiques supplémentaires de notre stratégie comprennent le fait que les longueurs des régions qui favorisent une recombinaison homologue des gènes mutants peuvent être conçus pour être très étendu, augmentant ainsi l'efficacité de l'intégration à l'emplacement génomique cible et que, outre la mutation désirée (s ) pas de séquences d'ADN supplémentaires sont introduites dans le génome. Un avantage supplémentaire de ce système est qu'une fois qu'une souche hébergeant le remplacement d'un gène d'histone spécifique URA3 a été construit, il peut être utilisé pour la génération d'une version mutante de celle souhaitée hist particulierun gène. Ainsi, par exemple, la souche yAAD156, qui est de la communauté de recherche disponibles sur demande, peut être utilisé pour faire une mutation HHT2 souhaitée sans la nécessité de construire de novo hht2Δ :: URA3 allèle. Enfin, en utilisant des amorces de PCR bien conçus, cette stratégie peut également être utilisée pour générer des alleles d'histones avec des deletions internes ou avec des mutations au niveau de plusieurs codons, aussi longtemps qu'ils sont relativement proches les uns des autres (par exemple, nous avons généré un allèle HHT2 codant pour un H3-K56R, protéine mutante à double L61W utilisant cette stratégie).
La capacité à cibler spécifiquement l'un des deux gènes d'histones hautement homologues pour la mutagenèse peut être utile dans un certain nombre de différents paramètres expérimentaux. Par exemple, étant donné que les gènes HHT1-HHF1 sont exprimés à différents niveaux par rapport aux gènes HHT2-HHF2 16, il pourrait être intéressant de déterminer si un H3 particulier ou H4 mutation confère diphénotypes fférents selon lesquels le gène est exprimé à partir. Un autre exemple est un scénario dans lequel un chercheur souhaite produire des cellules haploïdes exprimant un mutant de l'histone particulier de deux gènes d'histones correspondants - ceci pourrait être réalisé en premier mutagénèse chaque gène indépendamment dans deux souches différentes, et l'obtention de cellules haploïdes mutants doubles par une croix et l'isolement subséquent des produits méiotiques souhaités. Un autre exemple concerne la mutagenèse des histones H2A et H2B: compte tenu du fait que les deux isoformes légèrement différentes de chaque protéine sont codées par l'ensemble des gènes non-allélique correspondant, un enquêteur peut vouloir évaluer les effets d'une H2A spécifique ou H2B mutation le contexte de l'une ou l'autre isoforme. Lors de la conception des expériences pour la mutagenèse du HTA1 et HTB1 loci (codant pour H2A et H2B, respectivement), les enquêteurs devraient être au courant des récentes découvertes montrant que les souches portant un (hta1-HTB1) Δ sont viables que if ils ont amplifié le locus HTA2-HTB2 (et à proximité locus HHT1-HHF1 aussi) par la génération d'un petit chromosome circulaire 17, car cela pourrait compliquer l'interprétation des résultats.
Récemment , nous avons utilisé une version de cette stratégie de mutagenèse dirigée par des histones pour générer des protéines histone H3 exprimant toutes les substitutions possibles d'acides aminés en position 61, qui est normalement occupée par la leucine d'acide aminé 14. Pour ces expériences, au lieu d'utiliser yAAD156 que la souche de départ pour la mutagenèse, on a utilisé la souche yADP106 qui abrite un remplacement de l'ORF HHT2 à la fois URA3 TRP1 et des marqueurs nutritionnels ( au lieu de juste URA3). La présence des deux gènes marqueurs a facilité l'identification des candidats à l'intégration des produits de PCR mutants suivants l'écran et la purification étape 5-FOA (étapes 5 et 6 du protocole), en tant que tel candidates devenu phénotypique Ura - et Trp -, alors que la mutation URA3 spontanée a donné lieu à des cellules avec un Ura - phénotype Trp +. yADP106 est également disponible sur demande, de même que la séquence de la cassette URA3 TRP1, qui peut être amplifiée comme une unité et utilisée pour la mutagenèse d'autres gènes d'histone en utilisant la stratégie décrite ici.
Incapacité d'obtenir les mutants histones souhaités à l'aide de cette stratégie pourrait être attribuable à un certain nombre de raisons possibles, y compris une quantité insuffisante de produits PCR pleine grandeur utilisés pour l'étape d'intégration ou d'un nombre insuffisant de transformants suite à l'étape de co-transformation. Le premier problème pourrait être résolu en mettant en commun les grandes séries de réactions de PCR ou en concevant différents jeux d'amorces qui produisent un rendement plus élevé du produit, alors que ce dernier problème peut être résolu en utilisant des quantités plus élevées de squelette du plasmide dans l'expérience de co-transformation. althopouah, comme indiqué plus haut, on peut utiliser ce procédé pour générer des mutants d'histone hébergeant deux ou plusieurs substitutions d'acides aminés, les acides aminés ciblés doivent être relativement proches les uns des autres étant donné que les codons respectifs doivent être placées à l'intérieur de la même molécule d'amorce. Par conséquent, cette stratégie ne peut pas être facilement adaptée pour générer des histones avec de multiples mutations situées lointainement les unes des autres sur toute la longueur des protéines.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 kb DNA Ladder (DNA standards) | New England BioLabs | N3232L | |
| Agarose | Sigma | A5093-100G | |
| Boric Acid | Sigma | B0394-500G | |
| dNTP mix (10 mM each) | ThermoFisher Scientific | R0192 | |
| EDTA solution (0.5 M, pH 8.0) | AmericanBio | AB00502-01000 | |
| Ethanol (200 Proof) | Fisher Scientific | 16-100-824 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (EDTA) | Sigma | E4884-500G | |
| Lithium acetate dihydrate | Sigma | L6883-250G | |
| MyCycler Thermal Cycler | BioRad | 170-9703 | |
| Poly(ethylene glycol) (PEG) | Sigma | P3640-1KG | |
| PrimeSTAR HS DNA Polymerase (high fidelity DNA polymerase) and 5x buffer | Fisher Scientific | 50-443-960 | |
| Salmon sperm DNA solution | ThermoFisher Scientific | 15632-011 | |
| Sigma 7-9 (Tris base, powder form) | Sigma | T1378-1KG | |
| Sodium acetate trihydrate | Sigma | 236500-500G | |
| Supra Sieve GPG Agarose (low metling temperature agarose) | AmericanBio | AB00985-00100 | |
| Taq Polymerase and 10x Buffer | New England BioLabs | M0273X | |
| Toothpicks | Fisher Scientific | S67859 | |
| Tris-HCl (1 M, pH 8.0) | AmericanBio | AB14043-01000 | |
| a-D(+)-Glucose | Fisher Scientific | AC170080025 | for yeast media |
| Agar | Fisher Scientific | DF0140-01-0 | for yeast media |
| Peptone | Fisher Scientific | DF0118-07-2 | for YPD medium |
| Yeast Extract | Fisher Scientific | DF0127-17-9 | for YPD medium |
| 4-aminobenzoic acid | Sigma | A9878-100G | for complete minimal dropout medium |
| Adenine | Sigma | A8626-100G | for complete minimal dropout medium |
| Glycine hydrochloride | Sigma | G2879-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Alanine | Sigma | A7627-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Arginine monohydrochloride | Sigma | A5131-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Asparagine monohydrate | Sigma | A8381-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Aspartic acid sodium salt monohydrate | Sigma | A6683-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Cysteine hydrochloride monohydrate | Sigma | C7880-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Glutamic acid hydrochloride | Sigma | G2128-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Glutamine | Sigma | G3126-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Histidine monohydrochloride monohydrate | Sigma | H8125-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Isoleucine | Sigma | I2752-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Leucine | Sigma | L8000-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Lysine monohydrochloride | Sigma | L5626-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Methionine | Sigma | M9625-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Phenylalanine | Sigma | P2126-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Proline | Sigma | P0380-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Serine | Sigma | S4500-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Threonine | Sigma | T8625-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Tryptophan | Sigma | T0254-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Tyrosine | Sigma | T3754-100G | for complete minimal dropout medium |
| L-Valine | Sigma | V0500-100G | for complete minimal dropout medium |
| myo-Inositol | Sigma | I5125-100G | for complete minimal dropout medium |
| Uracil | Sigma | U0750-100G | for complete minimal dropout medium |
| Ammonium Sulfate | Fisher Scientific | A702-500 | for complete minimal dropout medium |
| Yeast Nitrogen Base | Fisher Scientific | DF0919-07-3 | for complete minimal dropout medium |
| 5-Fluoroorotic acid (5-FOA) | AmericanBio | AB04067-00005 | for 5-FOA medium |
References
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