Summary
Se describe un procedimiento para preparar preparaciones en la cara de la arteria carótida de ratón y la aorta. Tales preparaciones, cuando se tiñen inmunofluorescentemente con anticuerpos específicos, nos permiten estudiar la localización de proteínas y la identificación de tipos de células dentro de toda la pared vascular por microscopía confocal.
Abstract
Secciones de los tejidos embebidos en parafina se utilizan habitualmente para el estudio de histología de tejidos e histopatología. Sin embargo, es difícil determinar cuál es la morfología tridimensional del tejido de tales secciones. Además, las secciones de los tejidos examinados pueden no contener la región dentro del tejido que sea necesaria para el propósito del estudio en curso. Esta última limitación obstaculiza los estudios histopatológicos de los vasos sanguíneos ya que las lesiones vasculares se desarrollan de manera focalizada. Esto requiere un método que nos permita examinar una amplia área de la pared de los vasos sanguíneos, desde su superficie hasta regiones más profundas. Todo un montaje en la cara preparación de los vasos sanguíneos cumple con este requisito. En este artículo, vamos a demostrar cómo hacer preparaciones en la cara de la aorta del ratón y la arteria carótida y inmunofluorescentemente mancha para la microscopía confocal y otros tipos de imágenes basadas en fluorescencia.
Introduction
Para los estudios histopatológicos por microscopía óptica, se procesan rutinariamente trozos tridimensionales de tejidos biológicos para la incrustación de parafina seguido de seccionamiento y tinción. Una muestra de tejido que ha sido embebida en parafina puede ser varios milímetros en las tres dimensiones. Sin embargo, para el propósito de la microscopía óptica, debe ser primero seccionado de modo que la luz pueda pasar a través y entonces teñido de modo que la sección delgada produzca bastante contraste para la proyección de imagen. Debido a que las muestras seccionadas suelen tener un espesor de 5-10 μm, se ve sólo una fracción muy pequeña de la muestra entera en dos dimensiones a la vez. Es posible recolectar secciones secuenciales y, después de imaginar cada sección individualmente, realizar reconstrucción asistida por computadora de las imágenes 3D, pero esto es un trabajo tedioso. La histopatología de los vasos sanguíneos, especialmente para estudiar la patogénesis de la aterosclerosis, presenta problemas únicos. La aterosclerosis es una enfermedad focalizada que se desarrollaLocalmente en áreas donde se produce un flujo sanguíneo alterado. Además, la enfermedad se inicia dentro de la íntima, un tejido fino que consiste en una monocapa de células endoteliales y matriz extracelular, de grandes arterias. Por estas razones, es un reto localizar y estudiar las lesiones tempranas usando vasos sanguíneos seccionados porque uno puede faltar fácilmente seccionar la lesión. Incluso si una sección incluye un área enferma, se verá sólo una porción de 5-10 μm que contiene células endoteliales y otras células de pared vascular en los medios y adventicia.
Las preparaciones de montaje completo en la cara (pronunciado än fäs) nos permiten examinar una amplia área de la superficie del vaso sanguíneo tal como la aorta entera de la raíz aórtica hasta las arterias ilíacas comunes. Utilizando una muestra de este tipo teñida con anticuerpos específicos y otras sondas específicas, se puede señalar la ubicación de las lesiones y también donde varios eventos moleculares se producen en las células endoteliales en conjunción conLa aterogénesis tal como cambios en la expresión, localización y modificaciones postraduccionales de proteínas. Además de estudiar la aterogénesis, la forma de las células endoteliales observada en las preparaciones faciales se utiliza como un indicador del patrón regional de flujo sanguíneo promedio en el tiempo. Tales datos son importantes para estudiar la señalización mecánica de células endoteliales in situ. Para este propósito, los vasos sanguíneos histológicos transversales de corte rutinario no son útiles. Por lo tanto, para la medicina vascular y la biología, es especialmente importante adquirir una técnica para fabricar preparaciones en la cara de los vasos sanguíneos que permite observar una amplia área de la superficie del vaso, así como las áreas subsuperficiales más profundas del vaso.
Como revisado por Jelev y Surchev 1 , los biólogos vasculares han desarrollado varios métodos para observar el revestimiento de los vasos sanguíneos en la cara. Algunos métodos ingeniosos se desarrollaron en los años 1940 y 1950. Usando estos métodos, fueron Capaz de estudiar la organización fundamental de las células endoteliales que recubren la superficie interna de los vasos sanguíneos. Sin embargo, debido a la forma en que se preparan estas preparaciones de en-face (el denominado método de Hautchen 2 , 3 , 4 o desprendimiento de la superficie del recipiente 5 ) y la forma en que se tiñe la muestra, no siempre fue posible obtener muestras morfológicas ininterrumpidas Información de la superficie del vaso en las áreas más profundas de la pared de los vasos sanguíneos. La preparación completa de vasos enmarcados combinados con tinción por inmunofluorescencia nos permitió no sólo estudiar la morfología de las células endoteliales y la expresión y localización de proteínas en estas células, sino también extender dichos estudios a la región subendotelial de la pared del vaso. Los primeros estudios que usaban vasos sanguíneos en preparados para la cara manchados con inmunofluorescencia empezaron a aparecer en los años ochenta 6 ,Con el advenimiento de la microscopía confocal de barrido láser y más recientemente la microscopía multifotónica, ahora se pueden obtener imágenes claras en foco de la estructura de la pared de los vasos sanguíneos en muestras de vasos endoblados con inmunofluorescencia así como la red vascular en animales vivos 8 , 9 , 10 , 11. Estas técnicas de formación de imágenes basadas en ordenador crean imágenes seccionadas ópticamente en foco y, apilando dichas imágenes, se pueden obtener imágenes tridimensionales reconstruidas de la pared del vaso y de la red vascular en los tejidos. Puede generar imágenes de una sección hecha a lo largo del eje Z de la imagen reconstruida 12 , 13 .
En este artículo, ilustraremos un método para preparar preparaciones en la cara de la aorta de ratón y la arteria carótida para tinción inmunofluorescente. Preparaciones para el rostroPueden hacerse incluso después de que estos vasos hayan sido manipulados experimentalmente. Por ejemplo, una arteria carótida puede ser parcialmente ligada y después una preparación de cara preparada después de tal cirugía. Por esta razón, también describiremos en este artículo cómo realizamos una ligadura parcial en la arteria carótida. En comparación con la fabricación de preparaciones similares de animales más grandes tales como ratas, conejos y seres humanos, los vasos de ratón son de pequeño tamaño y más frágiles, requiriendo así un cuidado adicional durante el aislamiento quirúrgico de los vasos y preparándolos para la tinción de anticuerpos y la microscopía. Debido a que el modelo animal más utilizado para la modificación genética es el ratón, resulta crítico que muchos investigadores manejen los vasos de ratón sin dañarlos. En este manuscrito, vamos a describir cómo manejar los vasos sanguíneos del ratón cuando se hacen preparaciones en la cara de la aorta del ratón y la arteria carótida. Para fines de demostración, se utilizarán ratones C57 / b6 de tipo salvaje.
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Protocol
Los protocolos para la ligación de la arteria carótida parcial de ratón y el aislamiento de la aorta de ratón y la arteria carótida para la inmunotinción en la cara son aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IBT 2014-9231).
1. Ligadura de la arteria carótida parcial izquierda
- Prepare el espacio quirúrgico colocando una almohadilla calefactora de 12 pulgadas x 14 pulgadas sobre la mesa y cubra la almohadilla y la parte superior de la mesa con un gran paño quirúrgico limpio. Ajuste el brazo del soporte del brazo para que el campo de visión del estereomicroscopio esté en el área central de la almohadilla calefactora.
- Encienda la almohadilla calefactora de la mesa y ajuste el control de 3 posiciones al nivel de calor medio. A esta temperatura, la superficie de la placa quirúrgica (véase 1.6.1) será de 38-40 ° C.
- Coloque una jaula limpia en otra almohadilla de calefacción. Gire la almohadilla de calefacción como en el caso anterior. Esta jaula se utilizará para la recuperación después de la cirugía (véase 1.16), así como la vivienda.
- Pesar un ratón. El peso corporal es necesario para determinar la cantidad apropiada de analgesia, que se administrará inmediatamente antes de la cirugía.
- Coloque un ratón en la cámara de inducción.
- Encienda el tanque de oxígeno y el vaporizador anestésico para anestesiar el ratón en la cámara de inducción. Mantener el nivel de isoflurano al 2%. Tarda 3-5 minutos antes de que el ratón deje de moverse.
- Mientras el ratón está siendo anestesiadoColoque una pieza más pequeña de un paño quirúrgico estéril (24 pulgadas x 24 pulgadas) debajo del microscopio estereoscópico para crear una superficie quirúrgica. A continuación, coloque un tablero de cirugía acrílica (que se ha limpiado con alcohol al 70%) en la superficie cubierta. Por lo tanto, la placa quirúrgica debe estar sobre la almohadilla calefactora pero separada por dos capas de cortinas quirúrgicas.
- Cuando el ratón deje de moverse en la cámara de inducción, transfiera el ratón a un área de preparación prequirúrgica y coloque su nariz en el cono nariz conectado al vaporizador (isoflurano al 2%). Retire el cabello alrededor del área cervical con un recortador eléctrico o una loción depilatoria. Se recomienda la eliminación del vello ya que este método no produce piezas de pelo sueltas, que son difíciles de eliminar por completo de la zona quirúrgica.
- Con el cono de la nariz en su lugar, mover el ratón a la placa quirúrgica.
- Tape hacia abajo las patas delanteras derecha e izquierda en la placa quirúrgica. Tape hacia abajo ambas patas traseras togeEn el lado derecho del ratón. Esto provoca una ligera rotación del cuerpo del ratón de tal manera que el lado izquierdo del área del cuello del ratón se posiciona mejor para la cirugía.
- Desinfecte el área de la incisión con alcohol al 70%, exfoliante quirúrgico de clorhexidina y otra vez con alcohol al 70%. Cubra el ratón con un paño quirúrgico esterilizado excepto por el área de la incisión cervical.
- Confirme con un pellizcado que el ratón esté completamente anestesiado y administre analgesia (Caprofen 3-5 mg / kg) mediante inyección intraperitoneal o subcutánea.
- Bajo el microscopio de disección, realice una incisión en la línea media ventral alrededor del área cervical usando un scalpel o tijeras de iris.
NOTA: Utilizamos tijeras porque la distancia de trabajo del estereomicroscopio es limitada, lo que dificulta el uso de un bisturí. - Exponer la arteria carótida común izquierda (LCCA) empujando a un lado y reposicionando las glándulas salivales que cubren los vasos sanguíneos al lado izquierdo de la aNimal
- Identificar todos los vasos sanguíneos en el campo quirúrgico ( Figura 1 ). La LCCA se bifurca en la arteria carótida interna izquierda (ICA) y en la arteria carótida externa izquierda (ECA). La arteria tiroidea superficial (STA) surge de la ECA en el lado medial. La arteria occipital (OA) suele surgir de la ECA, pero en algunos ratones surge de la ICA.
- Ligado todas las ramas de la arteria excepto la OA utilizando sutura de seda esterilizada 6-0. Para lograr esto, realizar las siguientes dos ligaciones.
- Suavemente retire el tejido conectivo alrededor y debajo de la arteria carótida interna izquierda (ICA). Agarrar un trozo de sutura de seda precortada 6-0 (~ 2,5 cm) con pinzas y pasarlo por debajo de la arteria. Usando otro par de pinzas, tire de la sutura aproximadamente 1/3 de su longitud y ligue la arteria.
- Quitar el tejido conectivo alrededor de la arteria carótida externa izquierda (ECA) de la misma manera descrita anteriormente y hacer una ligadura proximal a la tiroides superior izquierdaD (STA) ( Figura 1 ). Tenga cuidado de no dañar las fibras nerviosas que corren dentro del campo quirúrgico.
- Cuando estas ligaduras se han hecho, devolver las glándulas salivales a la posición original e hidratar el campo quirúrgico mediante la colocación de 2-3 gotas de solución salina estéril. Cierre la piel con suturas Vicryl revestidas 6-0.
- Después de la cirugía, coloque el ratón en la jaula precalentada (ver 1.2.1). El ratón debe despertar en 5 minutos y comenzar a caminar. Una vez confirmado que el ratón se comporta normalmente, traiga la jaula a la sala de alojamiento de animales.
- Observe el ratón diariamente durante los primeros 3 días de recuperación. El ratón puede mantenerse mientras el experimento requiera bajo las diversas condiciones que el protocolo experimental requiere. Las preparaciones faciales pueden hacerse en cualquier momento después de la cirugía.
2. En Face Immunostaining
- Eutanasia un ratón con CO 2 por sobredosis por inhalación.
- Tape el ratón en una posición supina (lado del vientre hacia arriba) en una tabla de disección.
- Exponga la cavidad abdominal haciendo una incisión en la línea media usando tijeras de iris.
- Exponga la cavidad torácica cortando las costillas lateralmente al esternón.
- Hacer un corte en la vena cava o cortar una de las arterias femorales para drenar la sangre.
- Insertar una aguja de 26 G unida a una instalación de perfusión por gravedad (120 cm de presión de agua) en el ápice del ventrículo izquierdo y perfundir el sistema circulatorio con solución salina que contiene heparina (40 U / mL). Continúe la perfusión hasta que la solución salina que sale del corte se vuelva clara.
- Cambiar el sistema de perfusión de solución salina a la solución de fijación que contiene paraformaldehído al 4% en PBS (solución salina tamponada con fosfato) y continuar perfusando durante 5 minutos más.
- Cosecha de la aorta y las arterias carótidas izquierda y derecha utilizando tijeras de extremo romo y fórceps, y colocar en un tubo cónico de 50 ml que contiene el fijador en hielo.
- Se transfiere cada recipiente por separado a un pocillo de una placa de 12 pocillos que contiene 0,5 ml de una solución permeabilizante (0,1% Triton X-100 en PBS) por pocillo. Permeabilizar los vasos sanguíneos durante 10 min con balanceo a temperatura ambiente (RT).
- Lave brevemente con PBS.
- Para bloquear los sitios de unión a anticuerpos no específicos, incubar los vasos sanguíneos en suero normal al 10% de la especie animal en la que se han hecho los anticuerpos secundarios, en TTBS (solución salina tamponada con Tris (TBS) con Tween 20 al 2,5%) durante 30 minutos con Balanceándose a la RT.
- Incubar los vasos con los anticuerpos primarios debidamente diluidos en TTBS con suero normal al 10% (como se ha descrito anteriormente) durante la noche con balanceo a 4 ° C. El nivelDe dilución debe determinarse para cada anticuerpo.
- Realice la siguiente tinción de control.
- Incubar los vasos con TTBS en lugar de un anticuerpo primario seguido de incubación con un anticuerpo secundario.
- Incubar los vasos con TTBS que contengan suero no inmune (o preinmunitario) o Ig del mismo animal (especie) en el que se hayan realizado anticuerpos primarios, seguido de incubación con un anticuerpo secundario.
- Omitir la incubación con un anticuerpo secundario. Estas muestras de control deben manipularse de la misma manera y al mismo tiempo cuando se realiza la tinción con anticuerpos específicos.
- Lave los vasos sanguíneos 3 veces con TTBS durante 10 minutos cada uno con balanceo a RT.
- Incubar con anticuerpos secundarios marcados fluorescentemente diluidos apropiadamente en TTBS con suero normal al 10% (como se ha descrito anteriormente) durante 1 h con balanceo a RT. La tinción nuclear con DAPI (4 ', 6-diamidino-2-fenilindol) puede realizarse simultáneamente con unT en esta etapa añadiendo 1/5000 en volumen de una solución madre de DAPI que contiene 5 mg / ml de DAPI en H2O.
- Lavar 3 veces con TTBS durante 10 min cada uno con balanceo a RT.
- Enjuague brevemente en PBS.
- Coloque una gota del reactivo anti-fade en un cristal de cubierta (22 mm x 50 mm) y coloque un vaso sanguíneo en el cristal de la cubierta con el endotelio hacia abajo.
- Coloque un cristal de diapositivas (22 mm x 75 mm) en el vaso sanguíneo evitando las burbujas de atrapamiento.
- Coloque la diapositiva en un paño de laboratorio limpio ( por ejemplo, Kimwipe) y cubra la diapositiva con dos piezas de trapo de laboratorio. Coloque suavemente 3,5 kg de peso ( por ejemplo, use una botella de agua en un libro grueso) en la diapositiva durante un máximo de 5 min para aplanar la muestra de vaso sanguíneo en la cara.
- Retire el peso y limpie el exceso de solución alrededor de la cubreobjetos.
- Aplique esmalte de uñas en las 4 esquinas de la cubreobjetos, coloque las diapositivas en una caja de diapositivas, con el lado de la tapa hacia arriba y manténgala en la oscuridad a la RT(O 4ºC) durante la noche. Este proceso aplana el tejido más lejos y hace más fácil hacer la microscopía con aumentos grandes.
- Selle el cubreobjetos completamente usando esmalte de uñas.
- Realizar la microscopía tan pronto como el esmalte de uñas esté seco.
- Si es necesario, guarde los portaobjetos a -20 ° C.
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Representative Results
En la Figura 3 se muestra una imagen típica de inmunofluorescencia en cara del endotelio. Esta imagen muestra una única sección óptica de una aorta del ratón tomada cerca de la abertura de una arteria intercostal (el área oscura grande en forma de huevo). La aorta se tiñó doblemente con anti-VE-cadherina (verde) y anti-VCAM-1 (molécula de adhesión celular vascular-1) (rojo). Cada célula endotelial se delinea con una tinción lineal verde en la unión de adherens. Debido a la desigualdad menor de la muestra, algunas uniones adherens están fuera de esta sección óptica. La tinción anti-VCAM-1 es más fuerte en la apertura de la arteria intercostal, donde se sabe que el flujo sanguíneo perturbado se produce. La Figura 4 muestra la tinción en la cara de las arterias carótidas con anti-VE-cadherina (verde), anti-VCAM-1 (rojo) y DAPI (púrpura). La arteria carótida izquierda (LCA) se ligó parcialmente mientras que la arteria carótida derecha (RCA) no había sido tocada. Los especímenes del recipiente se hicieron 1 día después de la Cirugía y manchas. Obsérvese una coloración anti-VCAM-1 aumentada en el vaso ligado. Los especímenes teñidos inmunofluorescentemente con diversos anticuerpos pueden usarse para investigar el nivel de expresión de las proteínas de interés, la extensión de las modificaciones postraduccionales de las proteínas diana y, por supuesto, el patrón de localización de diversas proteínas dentro de las células endoteliales así como en otras células dentro del Pared de los vasos sanguíneos 10 , 11 .
Figura 1 : Anatomía detallada del vaso en el área cervical del ratón. La red vascular antes y después de la disección se muestra a la izquierda. Todas las arterias se identifican en el diagrama que se muestra a la derecha. Las líneas negras indican ligaduras. Escala: 1 división = 1 mm._blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Diagrama que muestra cómo las arterias carótidas y la aorta se fabrican en preparaciones frontales. Las líneas punteadas a lo largo de la pared del recipiente indican cortes a realizar para abrir los recipientes. Las micrografías coloreadas muestran preparaciones reales en la cara. Escala: 1 división = 1 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Una imagen frontal del endotelio teñido con anti-VE-cadherina (verde) y anti-VCAM-1 (rojo). Una sección óptica única confocal de células endoteliales cerca de una abertura intercostal esmostrado. Obsérvese que la expresión de VCAM-1 se incrementa en las células endoteliales localizadas en el punto de ramificación del vaso, donde el flujo sanguíneo no es laminar. La imagen fue grabada usando una lente de objetivo 60X (NA 1.4, aceite). Barra de escala = 20 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Imágenes en rostro de las arterias carótidas izquierda y derecha teñidas con caderina anti-VE (verde), anti-VCAM-1 (rojo) y DAPI (púrpura). La arteria carótida izquierda se ligó parcialmente y la carótida derecha quedó intacta. Estas preparaciones en cara se hicieron 24 h después de la cirugía. Es evidente la expresión aumentada de VCAM-1 en el lado ligado en comparación con el recipiente intacto. Estas imágenes fueron tomadas cerca de la bifurcación de las arterias carótidas comunes porUtilizando un microscopio confocal de barrido láser con una lente objetivo 60X (NA 1.4, aceite). Barras de escala = 20 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Al manejar los vasos sanguíneos del ratón, es importante recordar que el endotelio es frágil y que cualquier fuerza mecánica excesiva dañará las células endoteliales. Por ejemplo, las células endoteliales se rompen o se separan de la pared del vaso si el vaso es perfundido con demasiada fuerza, lo cual puede suceder fácilmente cuando la vasculatura se perfunda usando una jeringa manual.
Para obtener una presión de perfusión constante, utilizamos un sistema de perfusión por gravedad con una presión de columna de agua de 120 cm. Se ha informado de que la presión arterial media de un ratón, que difiere por cepa, oscila entre 130 y 170 cm H 2 O 14 . Por lo tanto, la presión de perfusión que usamos es ligeramente menor que la presión arterial medida. Cuando se usó la aorta de rata fijada a perfusión, se utilizó una presión de columna de 90 cm H 2 O 6 .
Las células endoteliales in situ también se dañan si el vaso se estira durante la cosecha, Limpieza, separación longitudinal, inmunotinción y montaje. De hecho, el daño mecánico es una de las causas comunes de la pérdida de células endoteliales en las preparaciones de cara. El estiramiento del vaso puede ocurrir en cualquier etapa durante el procedimiento, pero más comúnmente, ocurre en el momento de la cosecha del vaso. También es fácil estirar el vaso al retirar el tejido adiposo unido a la adventicia.
Las preparaciones faciales se preparan cortando un recipiente longitudinalmente a lo largo de toda su longitud. Esto se hace generalmente usando tijeras oftálmicas afiladas. Sin embargo, la punta de las tijeras puede ser demasiado grande si el diámetro interior del vaso diana es pequeño. En tal caso, se puede usar una hoja de afeitar desechable delgada fracturada para hacer un corte. Hemos utilizado esta técnica para realizar preparaciones en la cara de la arteria mesentérica de pollo 15 .
Después de la fijación, las preparaciones faciales son permeabilizadas. Por lo general, PBS que contiene Triton X-100 se utiliza paraEste propósito, pero es posible utilizar otros reactivos de permeabilización tales como Tween-20, Nonidet P-40, saponina, digitonina y Leucomerma. Idealmente, la condición de permeabilización debe ser optimizada en cada laboratorio. Para la aorta del ratón y las arterias carótidas, los tratamos con PBS que contiene 0,1% de Triton X-100 durante 10 min a RT, y este tratamiento es suficiente para permeabilizar todas las células dentro de la pared del vaso. Las muestras permeabilizadas se tratan luego secuencialmente primero con un anticuerpo primario y después con un anticuerpo secundario que está marcado fluorescentemente. Para la tinción de vasos de ratón, es crítico que el anticuerpo primario no se haga en ratón porque el tejido vascular de ratón contendrá IgG de ratón que se marcará por el IgG anti-ratón secundario marcado fluorescentemente, causando una alta tinción de fondo. Para la microscopía, la muestra debe ser lo más plana posible. Presionamos los portaobjetos durante 5 minutos con 3,5 kg de peso. Este peso específico se determinó empíricamente.
WLas preparaciones de la cara de gallina y de la cara son etiquetadas inmunofluorescentemente, pueden ser estudiadas usando un microscopio ordinario de la epifluorescencia, un microscopio confocal del exploración del laser, y un microscopio multiphoton. La microscopía confocal es la mejor para obtener imágenes del endotelio y la región subendotelial hasta 50 μm aproximadamente de la superficie del vaso mientras que la penetración profunda de la luz de excitación lograda por el modo de iluminación multiphotón permite obtener imágenes enfocadas desde la profundidad de Hasta 2 mm de la superficie de la pared del vaso. Además, la microscopía multiphoton se puede utilizar para la formación de imágenes de segundo armónico, más típicamente para estudiar la organización de la fibra de colágeno en la pared del vaso. Las preparaciones frontales son grandes, lo que nos permite examinar un vasto área vascular, como toda la longitud de la aorta. Estas son algunas de las ventajas de usar inmunofluorescentemente manchadas en la cara de los vasos sanguíneos preparativos. Hay, sin embargo, algunas desventajas de esta técnica. En primer lugar, el método se limita a laDisponibilidad de anticuerpos específicos y otros reactivos marcados fluorescentemente tales como fluoresceína faloidina, DAPI y DiI-Ac-LDL (Lipoproteína de baja densidad acetilada marcada con 1,1'-dioctadecil-3,3,3 ', 3'-tetrametilindocarbocianina perclorato). Dado que la imagen se basa en la fluorescencia, las partes no fluorescentes de los especímenes no pueden ser visualizadas. En general, todos los especímenes de montaje exhiben autofluorescencia y las fibras de elastina que se encuentran en grandes vasos sanguíneos fluorescen en verde. Esta fluorescencia es especialmente problemática cuando se usa un microscopio de epifluorescencia; Por lo tanto, la imagen por un microscopio confocal es muy recomendable. Sin embargo, la interferencia de esta autofluorescencia verde puede reducirse significativamente usando anticuerpos secundarios marcados con un colorante rojo fluorescente. Finalmente, dado que los especímenes de cara son gruesos, no es posible la formación de imágenes por iluminación transmitida.
Los microscopios comerciales confocales y multiphoton vienen con el software de análisis de imagen incluyendoUno para el análisis cuantitativo de la intensidad fluorescente de las imágenes. Los datos cuantificados son más fiables si se realizan comparaciones dentro de la misma diapositiva. Esto es así porque todas las condiciones para inmunotinción son las mismas para la muestra. Si las intensidades de tinción deben ser comparadas entre diferentes diapositivas (por ejemplo, vasos normales vs enfermos), la única manera de validar los datos es aumentar el número de muestras para que se puedan promediar las variaciones tanto técnicas como biológicas. En general, las mediciones de intensidad en imágenes confocales obtenidas cerca de la superficie de los vasos son más confiables. Las intensidades fluorescentes de las imágenes obtenidas de las regiones más profundas del tejido tienden a ser más variables debido a diferentes grados de dispersión y absorción tanto de la excitación como de la luz fluorescente emitida. En general, hay que tener cuidado al interpretar diferencias sutiles de intensidad detectadas en las áreas profundas de los especímenes. Para mejorar la capacidad de imagen de regiones más profundas de tejido, se están haciendoY se han obtenido algunas imágenes impresionantes (por ejemplo, véase un artículo reciente de Neckel et al.16 y documentos citados por estos autores). Aunque es posible que los tratamientos utilizados para hacer los tejidos translúcidos puedan extraer ciertos antígenos y / o desnaturalizar ciertos epítopos, este método puede usarse para obtener señales fluorescentes más reproducibles de regiones más profundas de tejido.
El uso de preparaciones faciales no se limita a la formación de imágenes mediante microscopía de fluorescencia. Utilizando un microscopio estéreo, se pueden usar preparaciones de vasos en el rostro para estudiar la extensión de la formación de placa aterosclerótica después de teñirlos con Oil Red O. Las preparaciones de vasos frontales pueden hacerse asépticamente. Tales preparaciones pueden mantenerse en cultivo y pueden usarse como un sistema ex vivo para estudiar la interacción de leucocitos-células endoteliales.
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Disclosures
Ninguna
Acknowledgments
Las actividades de investigación de los autores están respaldadas por donaciones del Instituto Nacional de Salud al Dr. Abe (HL-130193, HL-123346, HL-118462, HL-108551).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chloride injection solution USP 500 mL bag | Fisher Scientific | NC9788429 | |
| 12-well plates | Fisher Scientific | 12556005 | |
| 6-0 coated vicryl suture | Ethicon | J833G | |
| AF488 goat anti-rat IgG | Life Technologies | A11006 | |
| AF546 goat anti-rabbit IgG | Life Technologies | A11035 | |
| Anti-CD144 (Ve-Cad) | BD Biosciences | BD555289 | |
| Anti-VCAM-1 (H-276) Rabbit polyclonal IgG | Santa Cruze Biotechnology | Sc-8304 | |
| Aoto Flow System | Braintree Scientific | EZ-AF9000 | |
| Autoclave Wrap. 24 inch x 24 inch | Cardinal Health | 4024 | |
| Blunt retractors, 2.5 mm wide | Fine Science Tools | 18200-10 | |
| Caprofen (Rimadyl) | zoetis | NADA#141-199 | |
| Chlorhexidine Scrub, 2% | Med-Vet International | RXCHLOR2-PC | |
| Curity gauze sponges 2 x 2 | Cardinal Health | KC2146 | |
| Electric heating pad, 12 x 14 | Fisher Scientific | NC0667724 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | Fine Science Tools | 11152-10 | |
| Iris Scissors | Fine Science Tools | 14090-11 | |
| Micro cover glass 22 mm x 50 mm | VWR | 48393059 | |
| Microscope Slides | Fisher Scientific | 12-550-18 | |
| normal goat serum | Equitech-Bio | GS05 | |
| Paraformaldehyde Solution 4% in PBS | Santa Cruze Biotechnology | SC-281692 | |
| Petri dishes 100 mm x 15 mm | Fisher Scientific | FB0875713 | |
| Prolong Gold Antifade mountant with DAPI | Life Technologies | P-36935 | |
| Puritan cortton swabs | VWR | 10806-005 | |
| Puritan Mini cotton tipped aplicators | VWR | 82004-050 | |
| Round handled Needle Holder | Fine Science Tools | 12076-12 | |
| Silk Suture 6/0 | Fine Science Tools | 18020-60 | |
| Spring scissors | ROBOZ | RS-5601 | |
| Strabismus Scissors | Fine Science Tools | 14075-09 | |
| Super Grip Forceps | Fine Science Tools | 00649-11 | |
| Transparent Dressing | Cardinal Health | TD-26C | |
| Triton X-1000 | Fisher Scientific | AC327371000 |
References
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