Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Environment

Extração de Pesticidas Organoclorados de Pelotização de Plástico e Análise de Tipo de Plástico

doi: 10.3791/55531 Published: July 1, 2017

Summary

Os microplasticos atuam como vetor de contaminantes orgânicos potencialmente tóxicos com efeitos imprevisíveis. Este protocolo descreve uma metodologia alternativa para avaliar os níveis de pesticidas organoclorados adsorvidos em pellets de plástico e a identificação da estrutura química do polímero. O foco é a extração de fluido pressurizado e a espectroscopia infravermelha de infravermelho de reflectância total atenuada.

Abstract

Os grânulos de resina de plástico, classificados como microplasticos (≤ 5 mm de diâmetro), são pequenos grânulos que podem ser liberados involuntariamente para o meio ambiente durante a fabricação e transporte. Devido à sua persistência ambiental, eles são amplamente distribuídos nos oceanos e nas praias de todo o mundo. Eles podem atuar como um vetor de compostos orgânicos potencialmente tóxicos ( por exemplo, bifenilos policlorados) e, consequentemente, Afetam negativamente os organismos marinhos. Os seus possíveis impactos ao longo da cadeia alimentar ainda não são bem compreendidos. Para avaliar os perigos associados à ocorrência de pastilhas plásticas no meio marinho, é necessário desenvolver metodologias que permitam a determinação rápida dos níveis associados de contaminantes orgânicos. O presente protocolo descreve as diferentes etapas necessárias para amostragem de grânulos de resina, analisando pesticidas organoclorados adsorvidos (OCPs) e identificando o tipo de plástico. O foco está emA extração de OCPs de grânulos de plástico por meio de um extractor de fluido pressurizado (PFE) e no análise química de polímeros aplicando espectroscopia de Fourier Transform-InfraRed (FT-IR). A metodologia desenvolvida concentra-se em 11 OCPs e compostos relacionados, incluindo diclorodifeniltricloroetano (DDT) e seus dois principais metabolitos, lindano e dois isómeros de produção, bem como os dois isómeros biologicamente ativos de endossulfão técnico. Este protocolo constitui uma alternativa simples e rápida à metodologia existente para avaliar a concentração de contaminantes orgânicos adsorvidos em peças plásticas.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

A produção global de plásticos está aumentando continuamente desde a década de 1950 para atingir 311 milhões de toneladas em 2014, com cerca de 40% utilizados na embalagem 1 . Paralelamente, quantidades crescentes destes materiais estão acumulando-se no meio ambiente, o que pode representar uma séria ameaça para os ecossistemas 2 . Embora já tenha sido relatado na década de 1970, a ocorrência de detritos plásticos no meio marinho só recebeu uma atenção maior na última década. Especialmente microplasticos, fragmentos de plástico com diâmetro ≤ 5 mm, são agora reconhecidos como um dos principais problemas de qualidade da água do mar 3 .

Os grânulos de resina de plástico são pequenos grânulos geralmente na forma de um cilindro ou disco e com um diâmetro de alguns mm ( por exemplo, 2 a 5 mm) 4 , 5 . Eles se enquadram na categoria de microplasticos. Estes grânulos de plástico sãoMatéria-prima industrial a partir da qual os produtos plásticos finais são fabricados através da re-fusão e moldagem a altas temperaturas 6 . Eles podem ser liberados involuntariamente para o meio ambiente durante a fabricação e transporte. Por exemplo, eles podem ser diretamente introduzidos no oceano através de derrames acidentais durante o transporte 4 , 7 , 8 . Eles podem ser transportados de terra para oceanos por escoamento superficial, córregos e rios. Devido à sua persistência ambiental, os grânulos de plástico são amplamente distribuídos nos oceanos e encontrados em praias de todo o mundo 4 . Eles podem afetar negativamente os organismos marinhos e podem entrar na cadeia alimentar, onde seus efeitos são imprevisíveis 6 , 7 . Além disso, vários estudos revelaram a presença de contaminantes ambientais adsorvidos em pellets de plástico coletados em uma coastaL ambiente, que atuam como vetor desses produtos químicos potencialmente tóxicos 4 , 9 , 10 . De fato, há evidências de laboratório sugerindo que esses produtos químicos podem se bioacumular em tecidos de organismos após serem liberados de fragmentos de plástico ingeridos 11 , 12 .

A fim de avaliar melhor os riscos associados à ocorrência de pastilhas de plástico no meio marinho, é necessário desenvolver metodologias que possam determinar contaminantes orgânicos absorvidos. Um passo importante é a extração dos produtos químicos das matrizes plásticas, que podem apresentar características físico-químicas heterogêneas, dependendo do tipo de polímero, seu estágio de degradação e pré-tratamentos. A maioria das investigações relatadas na literatura usam maceração ou técnicas Soxhlet 4 ,5 , 6 , 9 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 , que são solventes e / ou demoram. Em relação ao crescente interesse por esta questão, alternativas devem ser desenvolvidas, para uma avaliação mais rápida dos contaminantes orgânicos adsorvidos em peças plásticas. Além disso, a análise química de plástico fornece informações sobre a estrutura química dos microplasticos. Como resultado, os tipos predominantes de polímeros e copolímeros presentes no meio ambiente podem ser avaliados. Embora os fragmentos de plástico sejam geralmente feitos de polietileno (PE) e de polipropileno (PP) 5 , algumas localidades de amostragem podem apresentar um perfil específico em que outras categorias são representadas de forma significativa ( por exemplo, copolímero de etileno / acetato de viniloE poliestireno (PS)). A espectroscopia FT-IR é uma técnica confiável e fácil de usar para a identificação do polímero comumente usado para identificar os microplasticos 19 , 20 .

O objetivo principal do presente trabalho é oferecer uma opção rápida e simples para a extração de OCPs e compostos relacionados de pellets de plástico por meio de um PFE. No entanto, o design do protocolo inclui todas as etapas que conduzem à determinação de OCPs sorventes, desde a amostragem dos grânulos de resina até a análise dos compostos. O método de identificação do tipo de plástico também é descrito. A metodologia desenvolvida concentra-se em 11 OCPs e compostos relacionados: i) DDT (2,4'- e 4,4'-diclorodifeniltricloroetano) e seus dois principais metabolitos DDE (2,4'- e 4,4'-diclorodifenil-cloroetileno) e DDD (2,4'- e 4,4'-diclorodifenil-cloroetano); Ii) o isómero gama-hexaclorociclohexano (γ-HCH) como ingrediente principal oF o pesticida lindano e os dois isómeros a-HCH e β-HCH liberados durante a sua produção 15 ; Iii) e os dois isómeros biologicamente activos endossulfão I (Endo I) e II (Endo II) presentes no endossulfão técnico. Os pesticidas estudados são inseticidas de amplo espectro, quimicamente estáveis, hidrofóbicas e classificadas como poluentes orgânicos persistentes (POP) pela Convenção de Estocolmo 21 .

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Amostragem de Pellets Plásticos

  1. Antes de ir ao campo, enxágue triplo todos os materiais de amostragem necessários ( por exemplo, pinças e papel alumínio) com acetona ou etanol (99%). Caso o material não possa ser enxaguado com solvente, aqueça-o a 450 ° C durante a noite no forno ( por exemplo, vidro).
    NOTA: Em áreas turísticas, obtenha informações sobre possíveis atividades de limpeza de praia que removeriam a maior parte da ninhada marinha, incluindo os microplásticos. Se possível, planeje a amostragem antes desta operação. Se for amostragem durante a estação de limpeza, especifique os detalhes desta atividade no formulário de identidade ( por exemplo, datas, método de limpeza usado, etc. )
  2. Usando luvas, colete pastilhas de plástico da praia com pinças de aço inoxidável enxaguadas com solvente.
  3. Exemplo de 50 a 100 pastilhas por local, o que corresponde a 5 a 10 repetições por local (10 pastilhas por repetição). Se o número necessário de pellets não puder ser obtê-loIned, colete os pellets máximos possíveis e especifique-o na forma de praia de identidade.
  4. No final da amostragem, envolva os grânulos recolhidos em papel alumínio enxaguado com solvente. As garrafas de vidro podem ser usadas como uma alternativa ou até sacos de papel.
  5. Preencha o formulário de identidade da praia selecionada com as informações faltantes (por exemplo , localização na praia, condições climáticas, detalhes sobre pellets, etc. ).
  6. Transporte as amostras para o laboratório em uma geladeira se a temperatura ambiente exceder 25 ° C. Este passo pode ser ignorado no caso de viagens curtas ( por exemplo, <1 h).
  7. Uma vez no laboratório, limpe suavemente as partículas removíveis ( por exemplo, areia) das pastilhas. Secar as amostras, se necessário, em um dessecador antes do armazenamento (escuridão, T <25 ° C). Evite os locais onde os OCPs podem estar em uso ( por exemplo, armazenamento de soluções padrão).
  8. Armazene as pastilhas na geladeira (4 ° C) por períodos curtos ( ou seja, alguns dias) ouNo congelador (-18 ° C) por períodos mais longos em papel alumínio enxaguado.
  9. Evite a exposição das amostras à luz artificial ou à luz solar. Manuseie as amostras o mínimo possível antes da análise para diminuir o risco de contaminação.

2. Extração de OCPs de Pellets de plástico

  1. Para reduzir o risco de contaminação, trabalhe em um laboratório limpo usando vidro de vidro cuidadosamente lavado da seguinte forma: 2 enxágües com acetona analítica, diclorometano e n-hexano. Secar a loiça sob fluxo de nitrogênio e proteger do contato com o ar ambiente ( por exemplo, tampa com papel de alumínio limpo). Aplique este procedimento de limpeza nas etapas adicionais do protocolo ( ou seja, as seções 3 e 4).
  2. Usando pinças diluídas com solvente, classifique os grânulos por cor nas seguintes categorias: branco / transparente, esbranquiçado / amarelado, amarelo / laranja, âmbar / marrom e pigmentado ( por exemplo, vermelho, verde, azul, etc. )
  3. Reúna 10 bolinhasS de cor semelhante aleatoriamente ( ou seja, tipo plástico não considerado), o que constituirá uma repetição.
  4. Pesar a amostra em um balanço analítico e gravar a massa. Nesta fase, as amostras podem ser colocadas de volta na geladeira ou no congelador.
  5. Para levar em conta a contaminação de fundo, execute uma amostra em branco com cada conjunto de repetições ( por exemplo, 1 em branco para 5 repetições). Para este fim, aplique o mesmo protocolo como descrito acima, mas não adicione pastilhas de plástico na célula de extração. Esta amostra em branco passará por outras etapas do protocolo e será analisada juntamente com as amostras.
  6. Ligue o PFE. Baixe o método de extração e aqueça o instrumento a 60 ° C. Os detalhes do método são os seguintes:
    1. Ajuste a temperatura para 60 ° C e a pressão para 100 bar.
    2. Selecione um ciclo com tempo de aquecimento de 1 min, um tempo de espera de 25 min e um tempo de descarga de 2 min.
    3. Coloque o solventeE os tempos de descarga de gás (N 2 ) até 3 minutos cada.
    4. Selecione o n-hexano como o solvente de extração.
  7. Enquanto o instrumento está aquecendo, prepare a célula de extração conforme descrito abaixo. Se necessário, adaptar o protocolo às instruções do fornecedor do seu instrumento:
    1. Coloque o filtro inferior e a frita na célula de extração. Feche e gire-o.
    2. Preencha aproximadamente metade da célula com areia de quartzo limpa usando um funil.
    3. Adicione a amostra pesada ( ou seja, uma repetição de 10 grânulos). Os grânulos de plástico congelados devem ser colocados na geladeira durante a noite antes da extração.
    4. Adicione a areia de quartzo até 1 cm da parte superior da célula. Tome especial cuidado em usar areia de quartzo ultra limpa (ou, alternativamente, grânulos de vidro), uma vez que é exposta às mesmas condições de extração que as amostras. Para limpar a areia, extraie-a sucessivamente no PFE em diclorometano analítico e n-hexano, aplicando 2 ouMais ciclos por solvente ( por exemplo, 30 min a 100 ° C sob 100 bar). Alternativamente, use um banho ultra-sônico e / ou evaporador rotativo. Repita o procedimento de limpeza, se necessário.
    5. Insira o filtro superior na célula e coloque a célula no instrumento.
  8. Coloque os recipientes coletores no instrumento e comece o método de extração (duração total de cerca de 35 min).
  9. Quando o método for concluído, esvazie a célula de extração em um recipiente de vidro limpo ( p . Ex., Copo, prato de cultura de células de vidro) e obtenha as 10 pastilhas na areia. Armazene-os em um recipiente até uma análise mais aprofundada para a identificação de plástico ( p . Ex., Fecho de correr ou frasco de vidro).

3. Concentração e limpeza do extrato

  1. Transfira o extracto obtido (cerca de 40 mL) do recipiente de recolha para um tubo de vidro e evapore-o para 1 mL num concentrador rotativo ajustado para 35 ° C durante 20 min. Podem ser utilizados métodos alternativos suCh como evaporação sob fluxo de nitrogênio ou evaporador rotativo. A temperatura e a duração devem ser otimizadas de acordo.
  2. Enquanto isso, prepare o extractor de fase sólida (SPE) colocando um tubo de resíduos no rack e um cartucho preenchido com sorbente de silicato de magnésio ativado (1 g) no coletor na posição de válvula fechada. A limpeza é baseada no método EPA 3620C 22 da seguinte maneira:
    1. Vire o vácuo na fonte e adicione 4 mL de hexano no cartucho para ativar o sorvente.
    2. Abra a válvula e deixe o solvente passar por toda a cama sorvente. Em seguida, feche a válvula e deixe o sorvente embeber em hexano por 5 min.
    3. Abra a válvula e deixe o solvente passar, mas feche a válvula antes que o sorvente seque.
    4. Quando a amostra é concentrada, transfira-a para o cartucho com uma pipeta Pasteur de vidro. Abra suavemente a válvula e deixe passar lentamente. 1-2 gotas por segundo éUma velocidade adequada.
    5. Enxágue o tubo de vidro contendo o extracto com 0,5 mL de hexano e adicione-o ao cartucho quando o extrato for passado.
    6. Quando o solvente inteiro passou, feche a válvula e apague o vácuo.
    7. Substitua o tubo de lixo por um tubo colector e use uma agulha guia limpa.
    8. Adicione 9 mL de acetona / hexano (10/90, v / v) ao cartucho e ative o vácuo na fonte. Permitir que o sorvente remova no solvente durante 1 min.
    9. Abra a válvula e colete todo o eluído no tubo colector.
  3. Coloque o tubo colector no concentrador e evapore o solvente durante 9 min a 35 ° C para atingir 1 mL de eluato.
  4. Transfira o eluato concentrado para um frasco âmbar de amostrador automático com uma pipeta Pasteur de vidro. Nesta fase, as amostras podem ser armazenadas no congelador antes da análise.

4. Análise do Cleaned e ConcentraExtraído

  1. Faça o download do método analítico no software de controle do instrumento GC-μECD (cromatógrafo de gás equipado com um detector de captura de micro-elétrons). Os detalhes do método são os seguintes:
    1. Ajuste o injetor para o modo sem divisão, sua temperatura para 250 ° C e o tempo de purga para 1 min.
    2. Defina o fluxo do gás transportador (He) para 1,5 mL min -1 .
    3. Programe o forno da coluna com o seguinte gradiente de temperatura: 60 ° C segure durante 1 min, rampa de 30 ° C min -1 a 200 ° C, rampa de 5 ° C min -1 a 230 ° C, rampa de 3 ° C min -1 para atingir 250 ° C, mantenha esta temperatura durante 5 min.
    4. Ajuste a temperatura do detector para 300 ° C e o fluxo de gás de reserva (N 2 ) para 60 mL min -1 .
  2. Coloque o frasco para injectáveis ​​contendo a amostra (limpo e concentrado) no compartimento do amostrador automático e execute o método (tempo de execução de 23,3 min). Eu Njecte 2 μL de amostra.
  3. Após a análise, identifique os diferentes compostos no cromatograma por seus tempos de retenção e registre as áreas de pico correspondentes.
  4. Tendo em conta as recuperações (R) e as áreas de pico (A 1 ), calcule a concentração (C 1 ) de cada OCP no extrato usando as equações das curvas de calibração da seguinte maneira:
    Equação 1
    Onde b é a intercepção na origem e a é a inclinação da equação de calibração,
    Equação 2
  5. Levando em consideração a massa (m) da repetição ( ou seja, 10 pastilhas, veja a seção 2.4) e o volume (V) do extrato final ( ou seja, 1 mL), calcule a concentração (C 2 ) de cada OCP adsorvido em Os grânulos de plástico ( isto é, ng de OCP por g de grânulo de plástico):
    /ftp_upload/55531/55531eq3.jpg "/>

5. Identificação do tipo de plástico

  1. Transfira as pastilhas em uma placa de Petri de vidro e coloque-a em uma bolsa de plástico.
  2. Segure uma pelota com pinças e corte uma fatia da pelota com um bisturi. A bolsa de plástico evita a perda de grânulos durante o processo de corte.
  3. Limpe o cristal de reflectância total atenuada (ATR) do instrumento FT-IR com etanol.
  4. Registre um espectro de fundo.
  5. Coloque o fragmento no cristal ATR e aparafuse o suporte da amostra. O lado interno da peça deve estar em contato com o cristal.
  6. Digitalize a amostra e registre o espectro.
  7. Identificar o polímero que constitui o sedimento de plástico comparando o espectro obtido com uma biblioteca de espectros. Embora mais demorado, a interpretação dos espectros obtidos poderia ser realizada manualmente também, mas provavelmente sem atingir o grau de especificidade alcançado com um mar da bibliotecaRch.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Os grânulos de plástico são geralmente encontrados ao longo das linhas de maré alta e baixa das praias arenosas ( Figura 1A ). Eles também podem manter as ervas marinhas recém-encaladas nas praias, depois de uma tempestade, por exemplo. Eles podem ocasionalmente ser encontrados em praias de pedras e pedregosas em áreas de acumulação de material encalhado.

Os grânulos de plástico são geralmente facilmente reconhecíveis pela sua forma, tamanho e cor como mostrado na Figura 1B (veja as duas colunas do meio). Podem ser confundidos com pequenos cascalhos (ver colunas 5 e 6), pequenos fragmentos biológicos ou partículas de diferentes origens (ver colunas 1 e 2). Uma vez no laboratório, os itens suspeitos podem ser descartados. Em caso de dúvida, é possível verificar a flutuabilidade das amostras em água de dupla destilação. Os cascalhos afundam, enquanto os grânulos de plástico flutuam principalmente. Uma amostra de pelotas de plásticoColecionado em uma praia é mostrado na figura 1C para ilustração. Um exemplo do formulário de praia de identidade a ser preenchido no campo é fornecido Figura 1D .

figura 1
Figura 1 : ( A ) Grânulos de resina de plástico encalhados em uma praia arenosa na linha da maré. ( B ) Pellets de resina de plástico vs. cascalho e outros materiais encalhados. Fragmentos de diferentes origens são apresentados na 1ª e colunas da esquerda. Pequenas partículas de cascalho estão alinhadas nas colunas 5 e 6. As pastilhas de plástico estão nas colunas do meio. ( C ) Amostra de grânulos de resina plástica. ( D ) Exemplo de uma forma de praia de identidade. Por favor cl Clique aqui para ver uma versão maior dessa figura.

Os grânulos esbranquiçados e amarelados são geralmente predominantes em relação a outros grânulos, especialmente os pigmentados. No entanto, alguns locais de amostragem apresentam um perfil específico e, portanto, é aconselhável classificar as peças de plástico por cor (avaliação visual) antes da extração. Uma referência visual pode ser criada para ajudar a classificar os pellets como apresentado na Figura 2 (da esquerda para a direita: branco / transparente, esbranquiçado / amarelado, amarelo / laranja, amber / brown e pigmentado).

Figura 2
Figura 2 : Classificação de pelotas de plástico por cor, da esquerda para a direita: branco / transparente, esbranquiçado / amarelado, amarelo / laranja, amber / castanho e pigmentado. Files / ftp_upload / 55531 / 55531fig2large.jpg "target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

Pode acontecer que alguns grânulos começam a derreter durante o processo de extração. Assim, as partículas de areia de quartzo ficarão em sua superfície após a extração. Por exemplo, na Figura 3A , a pastilha isolada à esquerda da placa de Petri tem partículas de areia que ficam na sua superfície devido à fusão. Isto ocorre frequentemente com copolímeros de etileno / acetato de vinilo devido ao seu baixo ponto de fusão em comparação com outros polímeros plásticos, tais como PE e PP. Excepcionalmente, o processo de fusão pode ser muito severo e o extrato parecerá leitoso ( Figura 3B ). Neste caso, é aconselhável descartar a amostra imediatamente após a extração. Este extracto obstruo o sorvente do cartucho SPE.

Figimg "src =" / files / ftp_upload / 55531 / 55531fig3.jpg "/>
Figura 3 : ( A ) A pastilha isolada à esquerda da placa de Petri tem partículas de areia que ficam na sua superfície devido ao derretimento. ( B ) Extração com derramamento de polímero. O processo de fusão pode tornar o extrato para parecer leitoso. Clique aqui para ver uma versão maior dessa figura.

Como primeira abordagem, prepararam-se grânulos virgens com ponta para otimizar o passo de extração e avaliar sua repetibilidade. Como pode ser visto a partir da Figura 4A , todos os 11 OCPs foram extraídos aplicando o protocolo descrito. Além disso, a Figura 4B ilustra o resultado da análise de OCPs extraídos de pellets amostrados em uma praia na costa adriática. EuN este caso, 8 OCPs de 11 foram detectados. A identificação do pico cromatográfico baseia-se nos tempos de retenção obtidos a partir da injeção de soluções padrão individuais de OCPs. Um desvio do tempo padrão de retenção de pico de 0,1% é aceito como o máximo. O cálculo das concentrações de OCPs baseia-se na análise de soluções padrão. As equações de calibração e as recuperações da SPE e as etapas de concentração devem ser determinadas para cada composto estudado antes da análise da amostra ( Tabela 1 ).

Figura 4
Figura 4 : ( A ) Cromatograma de OCPs extraídos de grânulos de PE virgens com ponta. ( B ) Cromatograma de OCPs extraídos de grânulos amostrados na costa do Adriático. Por favor, clique aquiPara ver uma versão maior dessa figura.

Compostos Tr (min) Equação da curva de calibração R2 Recuperação (%)
A-HCH 9.25 Y = 1836x - 315 0,9992 99
G-HCH 9.92 Y = 2055x - 158 0,9996 96
B-HCH 10.45 Y = 772x + 58 0,9993 78
24-DDE 13.90 Y = 2611x + 262 0,9999 76
Endosulfan I 14.50 Y = 2015x + 280 0,9999 74
44-DDE 15.16 Y = 3942x - 427 0,9988 82
24-DDD 15.52 Y = 1822x + 157 0,9999 94
24-DDT 16.64 Y = 962x - 93 0,9965 75
44-DDD 17.11 Y = 2617x + 44 0,9992 86
Endosulfan II 17.30 Y = 2212x + 123 0,9995 102
44-DDT 18,32 Y = 725x - 80 0,9955 96

Tabela 1: Exemplo de resultados de calibração e recuperação obtidos para os 11 OCPs estudados.

Uma concentração representativa é determinada para cada local de amostragem, analisando pelo menos 3 repetições de 10 grânulos e tomando o valor médio. O último é preferidoAo valor médio devido à dispersão dos resultados 4 . A Figura 5 mostra um exemplo de resultados com base em 5 repetições.

Figura 5
Figura 5 : Concentração média de OCPs extraídos de pellets amostrados na costa adriática. Os dados mostram um exemplo de resultados com base em 5 repetições. Clique aqui para ver uma versão maior dessa figura.

A análise química do plástico é realizada em um espectrômetro ATR-FT-IR. A medição é realizada no lado interno de uma fatia de pelotização. As peças de plástico são cobertas por biofilmes e / ou por camadas aderentes, o que pode interferir no IREspectros da amostra. Assim, o corte das pastilhas permite uma identificação mais fácil do polímero do que o processamento de itens não cortados, porque o cristal ATR está em contato com material menos contaminado. Os resultados da análise da composição química de uma pastilha não cortada são mostrados na Figura 6A . O item foi identificado como borracha com uma probabilidade de cerca de 66% no mais alto. A Figura 6B apresenta os resultados obtidos a partir de uma fatia do mesmo grânulo, o que, em última análise, mostrou ser feito de PE com uma probabilidade de 99%. A segunda medida foi realizada no lado interno do fragmento.

Figura 6
Figura 6 : ( A ) FT-IR espectro do pellet não cortado e melhores resultados de sucesso da biblioteca de espectros. ( B ) FT-IR spectruM da fatia de pelotização e melhores resultados de sucesso da biblioteca de espectros. Clique aqui para ver uma versão maior dessa figura.

PE, conforme identificado na Figura 7A , é o tipo de polímero mais comum encontrado nas pastilhas de plástico, seguido de PP ( Figura 7B ). O copolímero de etileno / acetato de vinilo é o tipo de plástico mais comum geralmente identificado ( Figura 7C ). Pellets feitos de PS podem ocasionalmente ser encontrados ( Figura 7D ). Um exemplo de identificação de tipo plástico para uma repetição de 10 grânulos é apresentado na Tabela 2 . Como pode ser visto, a amostra é constituída por 70% por PE.

Figura 7 <Br /> Figura 7 : espectro FT-IR e melhores resultados de sucesso de uma pelota identificada como ( A ) PE (99,0%); ( B ) PP (98,9%); ( C ) copolímero de etileno / acetato de vinilo (97,0%); E ( D ) PS (99,6%). Clique aqui para ver uma versão maior dessa figura.

Nome da amostra Pesquisa Pontuação Pesquisar Melhor Resultado Pesquisar a melhor descrição de sucesso
Amostra 1-1 0,990764 P01034 P1034.SP RODA DE POLÍETILENO UHMW RESISTENTE AO IMPACTO
Amostra 1-2 0.992768 P00508 P0508.SP POLIETILENO, MN = 1100, 9002-88-4
Exemplo 1-3 P01037 P1037.SP RODA DE POLIETILENO DE LDPE RESISTENTE À HUMIDADE
Amostra 1-4 0.956303 P00561 P0561.SP POLYSTYRENE, MONOCARBOXY TERMINADO, MW = 200000, 9003-53-6
Exemplo 1-5 0.988493 P00147 P0147.SP ELEILENO / COPOLÍMERO DE ACETATO DE VINIL, 18% VA BY WT., 24937-78-8
Exemplo 1-6 0,990185 P01046 P1046.SP RIGID HDPE POLYETHYLENE ROD
Exemplo 1-7 0.988167 P01034 P1034.SP RODA DE POLÍETILENO UHMW RESISTENTE AO IMPACTO
Exemplo 1-8 0.969821 P00546 P0546.SP POLIPROPILENO, ISOTÁCTICO, TG = -26, 9003-07-0
Exemplo 1-9 0,991779 P01036 P1036.SP METAL-DETECTOR-GRADE UHMW POLYETHYLENE ROD
Exemplo 1-10 0.988388 P01046 P1046.SP RIGID HDPE POLYETHYLENE ROD

Tabela 2: Resultados da identificação do polímero de um conjunto de 10 grânulos.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

A maioria dos estudos focados em contaminantes orgânicos associados a pellets de plástico baseou-se em métodos clássicos de extração de produtos químicos adsorvidos. O aparelho Soxhlet é a técnica mais utilizada com tempos de extração típicos variando de 12 a 24 h e com alto consumo de solventes orgânicos ( isto é, de 100 a 250 mL por extração) 23 . As extrações de maceração requerem um longo tempo de contato entre a amostra e o solvente orgânico ( por exemplo, 6 dias) 4 e podem ser acelerados pela adição de um passo de ultra-sonografia. Em contraste, a extração de fluídos pressurizados, conforme descrito neste estudo, é um meio eficiente de extrair extratos rapidamente de matrizes sólidas ou semi-sólidas sob alta pressão e temperatura usando uma quantidade reduzida de solvente ( por exemplo, 40 mL). Embora seja comumente usado como uma alternativa ao método Soxhlet, esta técnica raramente foi empregada no campo dos microplasticos"Xref"> 14. Uma das limitações ligadas à aplicação desta técnica à análise de fragmentos de plástico é o potencial derretimento de polímeros, que são então difíceis de remover do extrato e muitas vezes tornam impossível a sua análise. Este problema não é encontrado ao extrair orgânicos de matrizes homogêneas. Neste caso, a temperatura de extração é ajustada de acordo com o tipo de polímero da amostra de plástico. As amostras microplasticas são compostas por uma mistura heterogênea de itens feitos de vários tipos de polímeros em diferentes estados de degradação, que muitas vezes causam a derretimento inicial do plástico. Assim, a temperatura na célula PFE deve ser otimizada para permitir a extração de OCPs, independentemente do tipo de polímero e seu estado de degradação. Neste trabalho, uma temperatura de 60 ° C juntamente com um longo tempo de espera foi um bom compromisso entre a eficiência da extração e os problemas de fusão. Apenas copolímeros de borracha e envelhecimento de etileno / acetato de vinilo são propensos a derreter, bEstes polímeros estão geralmente presentes em quantidades tão baixas na amostra que não afetam a extração.

Em muitos estudos 4 , 8 , 13 , 16 , 18 , apenas os grânulos de PE envelhecidos são analisados ​​quanto ao seu conteúdo de contaminante orgânico adsorvido. Devido às suas propriedades superficiais, esta categoria de polímeros tem maior afinidade para adsorver poluentes ambientais do que outros tipos de grânulos e são a classe de polímero predominante 4 . No entanto, algumas localidades de amostragem apresentam um perfil especial com uma abundância de pastilhas menos envelhecidas ( ou seja, branco ou transparente) e / ou uma variedade maior em tipos de polímeros do que os encontrados comumente. Assim, uma abordagem diferente é sugerida aqui para evitar uma possível superestimação dos níveis de contaminantes orgânicos. A classificação das pastilhas plásticas é baseada em ratos coloridosEla do que no tipo de polímero. Além disso, a identificação do tipo de plástico pode ainda ser realizada após o passo de extração. Ao prosseguir com esta ordem, o risco de contaminação da amostra durante a análise química do polímero é reduzido e o processo de identificação de plástico pode ser facilitado cortando os grânulos, conforme explicado anteriormente. Extrair contaminantes orgânicos de itens que são confundidos com pellets de plástico seria a principal limitação dessa metodologia. No entanto, pode-se sublinhar que apenas uma fração insignificante ( ou seja, menos de 0,5%) dos grânulos amostrados é mostrada que não deve ser feita de polímero plástico após análise química.

Este protocolo foi desenvolvido para a determinação de OCPs adsorvidos em pellets de plástico. No entanto, pode ser adaptado para a detecção de outras categorias de contaminantes orgânicos geralmente encontrados associados a microplasticos como bifenilos policlorados (PCBs) ou hidrocarbonetos aromáticos policíclicos (PAHs), bem como plAmaciadores ou aditivos. Para este fim, o passo de limpeza deveria ser ainda otimizado pela eluição do sorvente com vários solventes sucessivos de diferentes polaridades 4 , 10 . Até certo ponto, a composição de solvente de extração também poderia ser modificada, por exemplo, adicionando uma fração de diclorometano e / ou acetona a hexano. Finalmente, novos métodos analíticos devem ser desenvolvidos especialmente para os compostos a serem investigados. Embora o detector de captura de cromatografia de gás (GC-ECD) seja uma técnica sensível, sua seletividade para compostos halogenados limita sua aplicação a outras classes de compostos. Além disso, a identificação do pico é apenas baseada em tempos de retenção, o que pode levar a uma interpretação errada dos cromatogramas. Para diminuir o risco de identificação errada, é aceito um desvio dos tempos padrão de retenção de solução de apenas 0,1%. A cromatografia gasosa equipada com um espectrômetro de massa (GC-MS) é uma técnica apropriadaE para validar a identificação do pico. Ele pode ser executado em paralelo ao GC-ECD ou usado como um único método de análise se sua sensibilidade permitir a quantificação de concentrações de rastreamento.

Esta metodologia se concentra em pellets de resina, mas pode ser otimizado para a análise de outras categorias microplasticas. No entanto, a triagem de fragmentos de plástico a partir de amostras ambientais ( por exemplo, superfície do mar, sedimento ou biota) é mais desafiadora do que a dos grânulos e uma identificação visual não é apropriada. Assim, a análise química dos polímeros deve ser realizada antes da extração. Sabendo que os tamanhos microplásticos variam de 5 mm a algumas centenas de μm ( por exemplo, 300 μm), a análise deve ser realizada em um micro espectro ATR-FTIR, que é adaptado para as medidas de partículas pequenas 19 , 20 . Além disso, a separação de microplasticos de amostras ambientais nosExige o uso de solventes ( por exemplo, etanol) e / ou ácidos ou bases fortes ( por exemplo, digestão ácida de tecidos), que podem desossar e / ou degradar os contaminantes orgânicos associados às partículas. Assim, devem ser desenvolvidas técnicas alternativas de separação, que preservarão os produtos químicos. Além disso, deve-se sublinhar que a quantidade de microplásticos detectados na superfície do mar e na biota é muitas vezes insuficiente para realizar análises quantitativas de compostos orgânicos. Este protocolo é adaptado para processar fragmentos de plástico visíveis a olho nu e feitos de polímeros duros. Não é provável que funcione em materiais macios ou itens extremamente pequenos ( ou seja, <1 mm). Assim, as categorias microplasticas de filmes, filamentos e espumas devem ser descartadas das amostras. No entanto, pequenas peças microplasticas podem ser analisadas quanto ao seu conteúdo de contaminantes orgânicos e seu tipo de polímero. Neste caso, é aconselhável cortar os itens em pequenas partículas de algunsMm antes da extração ou análise FT-IR.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores não têm nada a divulgar.

Acknowledgments

Este trabalho foi financiado pelo Programa de Cooperação Transfronteiriça Adriática IPA 2007-2013, no projeto DeFishGear (1 ° str / 00010).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alpha–HCH Dr. Ehrenstorfer, Augsburg, Germany DRE-C14071000 H301, H351, H400, H410, H312
Beta–HCH Fluka, Sigma-Aldrich, St. Louis, USA 33376-100MG H301, H312, H351, H410
Lindane Fluka, Sigma-Aldrich, St. Louis, USA 45548-250MG H301, H312, H332, H362, H410
Endosufan I Supleco, Sigma-Aldrich Bellefonte, PA, USA 48576-25MG H301, H410
Endosulfan II Supleco, Sigma-Aldrich, Bellefonte, PA, USA 48578-25MG H301, H410
2,4'–DDD Fluka, Sigma-Aldrich, St. Louis, USA 35485-250MG H351
4,4’–DDD Dr. Ehrenstorfer, Augsburg, Germany DRE-C12031000 H301, H351, H400, H410, H312
2,4’–DDE Dr. Ehrenstorfer, Augsburg, Germany DRE-C12040000 H351, H400, H410, H302
4,4’-DDE Fluka , Sigma-Aldrich, St. Louis, USA 35487-250MG H302, H351, H410
2,4’–DDT Dr. Ehrenstorfer, Augsburg, Germany DRE-C12081000 H301, H311, H330, H351, H400, H410
4,4’–DDT National Institute of Standards and Technology, Gaithersburg, USA RM8469-4,4'-DDT H301, H311, H351, H372, H410
n-Hexane  VWR International GmbH, Graumanngasse, Viena, Austria 83992.320 H225, H315, H336, H373, H304, H411
Acetone for HPLC J.T.Baker, Avantor performance Materials B.V., Teugseweg, Netherlands 8142 H225, H319, H 336
FL-PR Florisil 1000mg/6mL Phenomenex, Torrance, CA, USA 8B-S013-JCH
Fat free quartz sand 0.3-0.9 mm Buchi, Flawil, Switzerland 37689
Gas chromatograph Hawlett Packard HP 6890 Series gas chromatograph with GERSTEL MultiPurpose Sampler MPS 2XL with ECD and FID detector Agilent technologies, Santa Clara USA
Presure fluid extractor, Speed Extractor E-916 Buchi, Flawil, Switzerland
Solid phase extractor Supleco, Sigma-Aldrich Bellefonte, PA, USA
Concentrator miVac DUO Genevac SP Scientific, Suffolk UK
GC capillary column Zebron ZB-XLB (30 x 0.25 x 0.25) Phenomenex, Torrance, CA, USA 122-1232
ATR FT-IR Spectrometer, Spectrum-Two Perkin Elmer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Plastic Europe. Plastics - the Facts 2015. An analysis of European plastics production, demand and waste data. Available on the website: http://www.plasticseurope.org (2017).
  2. Wang, J., Tan, Z., Peng, J., Qiu, Q., Li, M. The behaviors of microplastics in the marine environment. Mar Environ Res. 113, 7-17 (2016).
  3. UNEP. Marine plastic debris and microplastics - Global lessons and research to inspire action and guide policy change. United Nations Environment Programme. Nairobi. Available on the website: http://www.unep.org (2016).
  4. Ogata, Y., et al. International Pellet Watch: Global monitoring of persistent organic pollutants (POPs) in coastal waters. 1. Initial phase data on PCBs, DDTs, and HCHs. Mar Pollut Bull. 58, (10), 1437-1446 (2009).
  5. Andrady, A. L. Microplastics in the marine environment. Mar Pollut Bull. 62, (8), 1596-1605 (2011).
  6. Antunes, J. C., Frias, J. G. L., Micaelo, A. C., Sobral, P. Resin pellets from beaches of the Portuguese coast and adsorbed persistent organic pollutants. Estuarine Coastal Shelf Sci. 130, 62-69 (2013).
  7. Cole, M., Lindeque, P., Halsband, C., Galloway, T. S. Microplastics as contaminants in the marine environment: A review. Mar Pollut Bull. 62, (12), 2588-2597 (2011).
  8. Takada, H. Call for pellets! International Pellet Watch Global Monitoring of POPs using beached plastic resin pellets. Mar Pollut Bull. 52, (12), 1547-1548 (2006).
  9. Teuten, E. L. Transport and release of chemicals from plastics to the environment and to wildlife. Phil Trans R Soc B. 364, 2027-2045 (2009).
  10. Heskett, M., et al. Measurement of persistent organic pollutants (POPs) in plastic resin pellets from remote islands: Toward establishment of background concentrations for International Pellet Watch. Mar Pollut Bull. 64, (2), 445-448 (2012).
  11. Besseling, E., Wegner, A., Foekema, E., Van Den Heuvel-Greve, M., Koelmans, A. A. Effects of microplastic on fitness and PCB bioaccumulation by the lugworm Arenicola marina (L.). Environ Sci Technol. 47, (1), 593-600 (2013).
  12. Rochman, C. M., Hoh, E., Kurobe, T. The SJ Ingested plastic transfers hazardous chemicals to fish and induces hepatic stress. Sci Rep. 3, 3263 (2013).
  13. Endo, S., et al. Concentration of polychlorinated biphenyls (PCBs) in beached resin pellets: Variability among individual particles and regional differences. Mar Pollut Bull. 50, (10), 1103-1114 (2005).
  14. Frias, J. P. G. L., Sobral, P., Ferreira, A. M. Organic pollutants in microplastics from two beaches of the Portuguese coast. Mar Pollut Bull. 60, (11), 1988-1992 (2010).
  15. Karapanagioti, H. K., Endo, S., Ogata, Y., Takada, H. Diffuse pollution by persistent organic pollutants as measured in plastic pellets sampled from various beaches in Greece. Mar Pollut Bull. 62, (2), 312-317 (2011).
  16. Mizukawa, K., et al. Monitoring of a wide range of organic micropollutants on the Portuguese coast using plastic resin pellets. Mar Pollut Bull. 70, (1-2), 296-302 (2013).
  17. Gauquie, J., Devriese, L., Robbens, J., De Witte, B. A qualitative screening and quantitative measurement of organic contaminants on different types of marine plastic debris. Chemosphere. 138, 348-356 (2015).
  18. Yeo, B. G., et al. POPs monitoring in Australia and New-Zealand using plastic resin pellets, and International Pellet Watch as a tool for education and raising public awareness on plastic debris and POPs. Mar Pollut Bull. 101, (1), 137-145 (2015).
  19. Kovač Viršek, M., Palatinus, A., Koren, Š, Peterlin, M., Horvat, P., Kržan, A. Protocol for microplastics sampling on the sea surface and sample analysis. J Vis Exp. (118), e55161 (2016).
  20. Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector- based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environ Chem. 12, (5), 563-581 (2015).
  21. Stockholm Convention on Persistent Organic Pollutants (POPs) as amended in 2009 . available on the website: http://chm.pops.int/Home/tabid/2121/Default.aspx (2017).
  22. EPA - Environmental protection Agency. Method 3620C: Florisil Cleanup, part of Test Methods for Evaluating Solid Waste, Physical/Chemical Methods (2014). available on the website: https://www.epa.gov (2017).
  23. Hirai, H., et al. Organic micropollutants in marine plastics debris from the open ocean and remote and urban beaches. Mar Pollut Bull. 62, (8), 1683-1692 (2011).
Extração de Pesticidas Organoclorados de Pelotização de Plástico e Análise de Tipo de Plástico
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Pflieger, M., Makorič, P., Kovač Viršek, M., Koren, Š. Extraction of Organochlorine Pesticides from Plastic Pellets and Plastic Type Analysis. J. Vis. Exp. (125), e55531, doi:10.3791/55531 (2017).More

Pflieger, M., Makorič, P., Kovač Viršek, M., Koren, Š. Extraction of Organochlorine Pesticides from Plastic Pellets and Plastic Type Analysis. J. Vis. Exp. (125), e55531, doi:10.3791/55531 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter