Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Transkranial elektriske Brain Stimulation i Alert gnavere

doi: 10.3791/56242 Published: November 2, 2017

Summary

Denne protokol beskriver en kirurgisk set-up for en permanent epicranial elektrode socket, og en indopereret brystet elektrode i gnavere. Ved at placere en anden elektrode ind i stikket, kan forskellige typer af transkranial elektriske brain stimulation leveres til den motoriske system i alert dyr gennem intakt kraniet.

Abstract

Transkranial elektriske brain stimulation kan modulere kortikal ophidselse og plasticitet i mennesker og gnavere. Den mest almindelige form for stimulering i mennesker er transkranial jævnstrøm stimulation (TDC'er). Mindre hyppigt anvendes transkranial vekselstrøm stimulation (TAC) eller transkranial tilfældige støj stimulation (tRNS), en særlig form for TAC'er ved hjælp af en elektrisk strøm anvendes tilfældigt inden for en foruddefineret frekvensområde. Stigning på noninvasiv elektrisk stimulation hjerneforskning i mennesker, både for eksperimentel og klinisk formål, har givet et øget behov for grundlæggende, mekanistisk, sikkerhedsundersøgelser i dyr. Denne artikel beskriver en model for transkranial elektriske brain stimulation (tES) gennem intakt kraniet rettet mod det motoriske system i alert gnavere. Protokollen indeholder trinvise anvisninger for den kirurgiske set-up af en permanent epicranial elektrode socket kombineret med en indopereret counter elektrode på brystet. Ved at placere en stimulation elektrode bøsningen epicranial, kan forskellige elektrisk stimulation typer, sammenlignes med TDC'er, TAC'er og tRNS hos mennesker, leveres. Desuden, de praktiske skridt til tES i alert gnavere er indført. Anvendt strømtæthed, stimulation varighed og stimulation type kan vælges afhængigt af de eksperimentelle behov. Forbehold, fordele og ulemper ved dette set-up er diskuteret, samt sikkerheden og tolerabiliteten aspekter.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Transkranial administration af elektriske strømme til hjernen (tES) har været anvendt i årtier, til at studere hjernefunktion og ændre adfærd. For nylig, anvende direkte strøm, eller mindre hyppigt skiftende strøm (TAC'er og tRNS), noninvasively gennem intakt kraniet ved brug af to eller flere elektroder (anode(s) og cathode(s)) har fået videnskabelige og kliniske interesse. Især TDC'er har været brugt i mere end 33,200 sessioner i raske forsøgspersoner og patienter med neuropsykiatriske sygdomme og er opstået som en sikker og let, omkostningseffektiv sengelamper ansøgning, med mulige terapeutiske potentiale samt langvarig adfærdsmæssige virkninger1. Dette gav klart øget behov og videnskabelig interesse i Mekanistiske undersøgelser, herunder sikkerhedsaspekterne. Denne artikel fokuserer på de mest almindeligt anvendte form for stimulering, TDC'er.

På tværs af arter modulerer TDC'er kortikal ophidselse og synaptisk plasticitet. Ophidselse ændringer er blevet rapporteret som polaritet-afhængige ændring af spontan neuronal fyring sats i rotter og katte2,3,4, eller ændringer i motor evoked potentielle (MEP) amplituder i mennesker og mus ( både øget efter anodal og nedsat efter cathodal TDC'er: menneskelige5,6; musen7). Anodal DCS forøget synaptisk effekten af motor kortikale eller hippocampus synapser i vitro i flere timer efter stimulation eller lang sigt potensering (LTP), hvornår samarbejde anvendes med en specifik svage synaptic input, eller når det gives før en plasticitet inducerende stimulation8,9,10,11,12. I overensstemmelse, er fordelene ved stimulation på motor eller kognitiv træning succes ofte afslørede kun hvis TDC'er anvendes sammen med uddannelse8,13,14,15. Mens disse tidligere resultater er hovedsagelig tilskrives funktioner af neuroner, skal det bemærkes, at ikke-neuronale celler (glia) kan også bidrage til funktionelle virkninger af TDC'er. For eksempel steg astrocytic intracellulære calcium niveauer i anodal TDC'er i alert mus16. Ligeledes induceret anodal TDC'er på strømtætheder tærsklen for neurodegeneration en dosis afhængige aktivering af mikroglia17. Graduering af neuron-glia interaktion af TDC'er skal dog yderligere særlige undersøgelser.

Taget sammen, animalsk forskning avanceret klart vores forståelse af TDC'er modulerende effekt på ophidselse og plasticitet. Der er dog en "inverse" translationel "hul" observerbare i den eksponentielle stigning i publikationer af menneskelige TDC'er undersøgelser i modsætning til den langsomme og mindre stigning i undersøgelser af de underliggende mekanismer af tES i in vitro- og in vivo dyremodeller. Derudover gnaver tES modeller er udført med høj variation på tværs af forskningslaboratorier (lige fra transdermal til epicranial stimulation), og rapporterede stimulation procedurer er ofte ikke helt gennemsigtige hindre sammenlignelighed og Replicability af grundlæggende forskningsdata samt fortolkning af resultater.

Her, beskriver vi i detaljer den kirurgiske gennemførelsen af en transkranial brain stimulation set-up rettet mod den primære motor cortex, som giver mulighed for oversættelse til den menneskelige TDC'er betingelse samtidig minimere variabilitet, og tillader gentagne stimulation uden hindrer adfærd. En trinvis protokol for efterfølgende tES i alert rotter er leveret. Metodologiske og begrebsmæssige aspekter af sikker anvendelse af tES i alert gnavere er drøftet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

for forskning, der involverer dyr, de relevante (land-specifikke) godkendelser skal indhentes før du starter eksperimenter. Alle dyreforsøg rapporteret her udføres ifølge EU direktiv 2010/63/EU, den opdaterede tyske dyreværnslovgivning (" Tierschutzgesetz ") i juli 2013, og de opdaterede tyske dyreforskning forordninger af August 2013. Animalske protokoller er blevet godkendt af de lokale myndigheder " Kommissionen for dyr eksperimenter af de regionale råd Freiburg " og " Kommissionen for dyr eksperimenter University Medical Center Freiburg ".

1. forberedelse af instrumentering og materiale til kirurgi

  1. Sørg for at punkterne i figur 1 er tilgængelig og allerede placeret for kirurgi.
  2. Udarbejde en tynd rektangulær platin plade (fx 10 mm x 6 mm x 0,15 mm), som vil tjene som counter elektrode placeret subkutant på brystet, og punch to små huller i to modsatte hjørner af plade.
  3. Lodde en isoleret kabel med en længde af ~ 10 cm ved hjælp af en bly-fri tin-lodde en af hjørner (uden et hul) af platin plade.
  4. Anvender en lille dråbe Histò-akryl lim på lodning fælles for isolation.

2. Forberedelse af gnaver for kirurgi

  1. tildele en undersøgelse nummer til gnaver og notere dette på den forberedte kirurgi card.
  2. Veje i gnaver og konstatere vægt på kortet kirurgi. Beregne dosis af injektion anæstetika (fx ketamin 100 mg/kg legemsvægt plus xylazin 70 mg/kg kropsvægt for rotter).
  3. Inducere anæstesi ved intraperitoneal (i.p.) injektion af det beregnede beløb af anæstetika.
    Bemærk: Når du bruger inhalation anæstesi i stedet (fx isofluran), placerer gnaver i en induktion kammer med kontinuerlig flow af ~ 4% i 1-2 L/min ilt.
  4. Check dybde af anæstesi af tå knivspids refleks starter 5 min post injektion. Hvis tå knivspids refleks er stadig til stede, nå forlængelse og uddybning af bedøvelse ved indsprøjtning af 30% af den oprindelige dosis.
    1. Hvis på ethvert tidspunkt i eksperimentet returnerer tå knivspids refleks, 30% af den oprindelige dosis af anæstesi skal injiceres.
    2. Ved inhalation anæstesi, kigge efter tab af postural reflex af gnaver i salen, induktion og kontrollere dybde af anæstesi af manglen på en tå knivspids refleks. Hvis reflekser er stadig til stede, skal du udvide varigheden i anæstesi-afdeling. Gennem hele eksperimentet, tilpasse procentdelen af isofluran til dybden af anæstesi indtil nå en vedligeholdelse koncentration af ~1-1.5% isofluran.
    3. Når hyppigheden af vejrtrækning falder og gispende opstår, lavere procentdel; når gnaver genvinder tå knivspids refleks eller viser spontan bevægelse, øge procentdelen af indånding bedøvelsesmiddel.
  5. Så snart reflekser er fraværende, placere gnaver på lab bænk eller holde den i hånden.
    Bemærk: Når du bruger inhalation anæstesi, giver fortsat reduceret isofluran flow (nu mellem 2-3%) ved hjælp af et mundstykke tilsluttet forstøver.
  6. Fjerne hår på rotten ' s hoved ved barbering området fra øre til øre og fra mellem rostralt øjenhøjde til lige bag ørerne med en clipper. Derefter fjerne hår på brystet ved barbering området mellem forbens fra formet som et sværd op til kravebenene.
    Bemærk: At holde huden under spænding letter at høvle.
  7. Dækker rotten øjne med en dråbe af øjet salve til at beskytte hornhinden.
  8. Markerer rotten ' s øre efter tildelte undersøgelse antallet.
    Bemærk: Afhængigt af undersøgelsens længde en hale mark kan være tilstrækkeligt, ellers standardiseret øremærkning er at foretrække.

3. Kirurgisk Procedure: Brystet elektrode Implantation

NOTE: dette skridt kan hoppet når counter elektrode placeres eksternt på glatbarberet brystet med en vest.

  1. Sted gnaver tilbøjelige (på brystet) på driften tabellen.
    Bemærk: I tilfælde af inhalation anæstesi, holde rotten ' s snude placeret i anæstesi dysen, yderligere reduktion af isofluran koncentration til 1,5-2%.
  2. Desinficere glatbarberet hovedbunden med et desinficerende spray eller med en vatpind dyppet i antiseptisk agent (fx ethanol 70%) og lad lufttørre. Gentag to gange.
  3. Skære huden med en skalpel i en linje fra rostralt øjenhøjde til midten øre niveau.
    Bemærk: Dette giver mulighed for tunnelføring af tilslutningskabel fra den indopererede bryst elektrode mod toppen af hovedet og er også den ønskede nedskæring for DCS elektrode socket placering.
  4. Tænder rotten til liggende stilling, således at brystet er udsat.
  5. Desinficere huden af brystet, som beskrevet i trin 3.2.
  6. Ophøje den laterale hud af det højre bryst med et væv pincet og skære et knaphul med en lille saks ca 0,5 cm mediale fra den højre armhule. Derefter foretage en direkte sagittal cut i kraniel retning med saksen.
  7. Danner en subkutan pose ved atraumatically frakobling huden fra den venstre store brystmusklen. Gøre det gentagne gange åbner den lille saks (eller en saltvand vædet vatpind).
  8. Slå dyret på sin højre side til tunnel stien kablet fra den venstre occipital hjørne af åbnede hoved huden langs halsen at afslutte i brystfinner posen af gennemtrængende den overfladiske fascie bruger homeostatiske pincet.
  9. Åbne omhyggeligt homeostatiske pincet til at få fat i slutningen af elektrode kabel fastgjort til platin elektroden uden at tillade skarpe ledninger at omstrejfende. Trække kabel gennem tunnelen, indtil elektroden træder ind i posen, orienteret med de lodning point mod gnavere venstre hindlimb. Drej gnaver tilbage til positionen tilbøjelige.
  10. Fix platin pladen med en steril syntetisk flettet ikke-resorberbare sutur til brystfinner fascia på de to modsatte hjørne huller (4-5 knob er anbefalet for stabilitet).
  11. Ligeledes Fastgør kablet til fascia af en løs knude, danner en lille løkke før indgangen til væv tunnel.
  12. Lukke huden med 3-4 kutane suturer afhængigt af størrelsen af snittet (den samme sutur materiale kan bruges som for elektrode og kabel).

4. Kirurgisk Procedure: Placering af Epicranial tES Socket

  1. sted dyret i en stereotactic ramme.
    Bemærk: Hvis du bruger inhalation anæstesi, sænke koncentrationen af anæstesi til en vedligeholdelse isofluran flow af ~1.5-1%, justeret til tå knivspids refleks og åndedrætsmønster.
  2. Desinficere glatbarberet hovedbunden som beskrevet i trin 3.2.
  3. Skære huden med en skalpel i en linje fra rostralt øjenhøjde til midten øre niveau.
    Bemærk: Hvis brystet elektrode placemENT blev udført, trin 4.2 og 4.3 har allerede udført.
  4. Skrab off periosteum (bindevæv på kraniet) til siderne med en skalpel og grundigt tørre med bomuld swaps. Fiksere bindevæv i de 4 hjørner af snittet med bulldog klemmer og lod dem hænge lateralt for at holde feltet kirurgi åben.
  5. Anvend 0,9% saltvand til at rense knoglen overfladen og vævet med bomuld svaberprøver. Derefter rengøres knoglen overfladen med 3% H 2 O 2. Undgå kontakt med vævet. Herved knoglen er renset mere grundigt og mindre blødning fra knoglen bliver stoppet. Også, residualer af periosteum bliver synlige. Fjerne disse restprodukter med en vatpind, moderat pressionsmiddel.
    Bemærk: Fjernelse af periosteum residualer vil øge vedhæftning og holdbarhed af tES socket limet på knoglen.
    1. i tilfælde af ustoppelig blødning, bruge en knogle boremaskine og røre ved den for 1-3 s med et let tryk på knoglen. Denne mekaniske procedure vil i de fleste tilfælde stoppe blødninger uden betydelig varme. Brug aldrig Elektrokauterisation på knoglen; selv korte anvendelse vil resultere i hjerneskade væv (Elektrokauterisation bør udelukkende anvendes til sår væv blødning).
  6. Som fiksering skruer vil forbedre set-up overholdelse, Vælg et borehoved montering skrue størrelse. Sted to burr huller på to forskellige knogleplader ved forboring med en hånd bore og derefter af let lodret tryk ansøgning med knoglen bore. Undgå nærhed til den ønskede position af tES socket, da det kan hæmme skrue i elektroden (f.eks. til venstre primære motor kortikale tES, vælge højre frontal og posterior parietal skruen position).
  7. i tilfælde af en indopererede counter elektrode, burr et tredje hul ligger i den højre bageste parietal knogle til fremtidige fiksation af tunnelført kablet.
  8. Placere de plastik skruer i burr huller og skrue indtil den første friktion kan mærkes. Derefter udføre tre yderligere 180 ° skruen vender. Check med pincet for stabilitet af skruen og tilføje en mere tur, hvis ikke stramme nok.
    Bemærk: For voksne rotter vil dette sikre epidural placering af skruer uden at beskadige dura eller hjernen (afhængigt af gevind design, turn antallet kan variere). Brug af rustfrit stål skruer bør også være muligt, da selv ved DCS strømtætheder tærskel neurodegeneration, skrue placering ikke forurolige læsion placering eller udstrækning nedenstående skruerne.
  9. Tur på loddekolbe og før varme i ca 5 min. vind kablet spændende væv tunnel occipitally omkring højre parietal skruen og derefter klippe det, forlader omkring 1 cm kabel bag snoede. Omhyggeligt strip isolering i slutningen af kablet med en skalpel.
  10. Fix forpustet kablet til skrue og knogle med cyanoacrylic lim.
  11. Anvende en lille mængde af blyfri tin-lodde stikket og de nøgne ledninger i counter elektrode kabel og forbinde både ved kortvarigt at trykke begge pre loddes dele sammen mens rørende lodning spidsen indtil tin-lodde smelter (ca 2-3 s). Fjerne lodning spidsen straks for at undgå overdreven metal opvarmning af kabel med efterfølgende vævsskader.
  12. Afhente custom made tES elektrode socket ( figur 1B, i rød) med bøjet, savtakket spids pincet og Påfør et tyndt lag af cyanoacrylic lim til den nederste rand af Socketen. For placering ovenfor den motoriske hjernebark og ved hjælp af en 4 mm diameter socket, skal du placere midten af socket point på 2 mm anterior og 2 mm lateral fra bregma. I denne stilling, den indre mediale grænse af Socketen skal ende direkte på den sagittal sutur og caudale grænsen skal ende på højden af bregma. Tryk på stikkontakten kortvarigt på knoglen (de fleste cyanoacrylic lim hærde af pres).
    Bemærk: Placere en lyskilde direkte over stikket kan lette placere soklen.
  13. At sikre, at knogle inden for Socketen er gratis lim (af kontrol med lys fordi limen er reflekterende). I tilfælde af lim spill, fjerne stikket, skrabe lim med en skalpel, og Gentag trin 4.12.
  14. Efter soklen er på plads og området fremtidige stimulation er gratis af lim, tætning først den laterale grænse af stik til det omkringliggende væv med en lille dråbe cyanoacrylic lim til at undgå en flydende bro, der kunne føre til rangering af nuværende på denne placering. Gælder ikke for meget lim, så det kan flyde ind i området stimulation (hvis dette sker, gå tilbage til trin 4.12).
    Bemærk: At holde området stimulation gratis lim er afgørende som en reduktion af området stimulation kan dramatisk øge strømtæthed (A/m²).
  15. Dækker alle skruer med cyanoacrylic lim.
  16. Blanding af to-komponent dental akryl cement i en lille silicium tube eller glas. Så snart det bliver tyktflydende, gælde det med et dental spatel til at forsegle de resterende grænser for denne socket til knoglen. Undgå enhver flow af dental akryl cement i området stimulation.
  17. Endelig dækker hele kraniet, skruer, counter elektrode kabel og stik op til ⅓ af sokkel med dental akryl cement. Sikre, at cement har den korrekte viskositet: Hvis for væske, det vil flyde i det omgivende væv; Hvis for hårdt er det vanskeligt at distribuere det jævnt.
  18. Når alle knogler er dækket og cement er hærdet, fjerne bulldog klemmer; huden skal bare røre den bebyggede cement, således at suturering ikke er nødvendig. (Hvis den oprindelige cut blev valgt for lang og bindevæv eller muskel er synlige, anvende en sutur, som beskrevet i trin 3.12).
  19. Anvende ét lag af jod med en vatpind omkring grænsen af skåret huden og subkutant injicere carprofen (5 mg/kg kropsvægt opløst i 5-7,5 mL 0,9% saltvand for smerte behandling og væske udskiftning).
    Bemærk: Hvis du bruger inhalation anæstesi, slå det nu.
  20. Placerer gnaver i en opvarmning til nyttiggørelse fra anæstesi indtil gnaver er vågen og postural stabilitet er genoprettet.
    Bemærk: Kontroller dyret ' s vægt udvikling, sår statslige og almene trivsel kriterier dagligt ifølge instituttet ' s anbefaling.

5. Transkranial elektrisk Stimulation Procedure

NOTE: som anæstesi påvirker tES effekter, udfører stimulering i alert gnavere når det er muligt anbefales. Tillad gnaver at inddrive i mindst 5 dage (healing af hovedet og brystet såret) før du starter eksperimenter. Eksperimenter kan udføres på tidligere tidspunkter efter operationen når du bruger en ekstern counter elektrode fast med en vest, som brystet såret er mest irritabel; men dyrene skal være vant til elektrode vest for flere dage og interferens med adfærdsmæssige opgaver opstå.

  1. Fylde tES elektrode socket halvdelen med 0,9% saltvand og fjerne luftbobler.
  2. Værefore cathodal TDC'er sessioner, altid tjekke chlorering, og hvis det er nødvendigt (f.eks. en skinnende sølv overflade), re chlorinate Ag/AgCl-elektrode. Før anodal TDC'er sessioner, skal du fjerne eventuelle overskydende AgCl indskud fra tidligere stimulering med sandpapir for at give mulighed for god ledeevne under stimulation. Skrue i den tES elektrode skruelåg ( figur 1B, grå stykke).
    Advarsel: Manglende re chlorinate elektrode mellem cathodal TDC'er sessioner vil føre til udmattelse af chlorering under stimulation og giftige build-up ved elektrokemiske reaktion. Dette vil fremkalde vævsskader. Re chlorering er ikke behov for inden for en enkelt session hvis stimulation varighed er kortere end 20 min.
  3. Tilslut til de to stik på hovedet (for anodal stimulation, at anodal kablet er sluttet til stikket på skruelåg, for cathodal stimulation, er det modsatte).
    Bemærk: Når du bruger et eksternt placerede counter elektrode, dække counter elektrode med ledende gel og sted på gnaver ' s bryst. Det er nemmest hvis elektroden er pre fast i en lille gnaver vest, som gnaver kan bære under stimulationsbehandling.
  4. Sted gnaver i den eksperimentelle bur med kabler tilsluttet en svirvel over buret, der giver mulighed for gratis bevægelse.
  5. Tænder på stimulatoren og justere parametrene stimulation (stimulation intensitet, varighed, rampe op og ned tid).
  6. Når du ikke bruger et kommercielt tilgængelige stimulation enhed med en sikkerhed lukket og udkobling alarm, omfatter en meter i kredsløb til at kontrollere den konstant aktuelle flow.
    Bemærk: Med dette set-up, stimulation kan anvendes under ydeevne eller træning af adfærdsmæssige opgaver.
  7. Kontrollere for tegn på stress eller ubehag af gnaver under stimulationsbehandling.
  8. Efter afslutningen af stimulation, afbryde kablerne, skru elektrode cap på hovedet, og rense og tørre socket med en vatpind. Returnere gnaver hjem miljøet eller fortsætte med en adfærdsmæssige procedure, hvis det ønskes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Beskrevet gennemførelsen af en set-up for pålidelig gentagne tES i alert gnavere kan let integreres i mekanistiske eksperimenter, dosis-respons undersøgelser eller forsøg, herunder adfærdsmæssige opgaver. Til dato, hindres sammenligneligheden af data fra dyreforsøg ved hjælp af (noninvasive) tES af variabiliteten af tES stimulation set-ups mellem laboratorier og af forskelle i stimulation parametre (f.eks. forskellige strømtætheder anvendes på ublu høje niveauer i forhold til den menneskelige program). Animal forskning inden for tES informative værdi er derfor begrænset. Denne artikel præsenterer en tES set-up, der er let at standardisere på tværs af laboratorier ved at gennemføre placeringen af det "aktive" elektrode på knoglen ovenfor den målrettede cortex (her, over den primære motor cortex (M1)) med saltvand som den bedst ledende medium og counter elektrode placeret på brystet (eksternt eller implanteres).

I betragtning af den lille størrelse af gnavere, kan markedsføring elektrode ovenfor den målrettede cortex gnaveres hud føre til overdreven rangering, især når Counter elektroden er placeret i umiddelbar nærhed, fx i nakken (for eksempler på nuværende modellering Se figur 3 (vedtaget fra reference1)). Derudover stabilitet og elektrode kontakten er mindre pålidelige og gnavere er mere irriteret over gentagne elektrode placering på hovedbunden, når du bruger en transdermal applikation. Fiksation af en ikke-permanent set-up kan også hindre gnaver i udfører frit. Derimod justere gnavere hurtigt til denne permanent nuværende implanterede set-up.

Vurdering af en tilsvarende stimulation intensitet i forhold til menneskers stimulation parametre er vanskeligt, da modeller kan kun tage hensyn til et begrænset antal faktorer og gnavere er pachygyric (Se reference1 for vurdering af en skalering faktor). Derfor, indsamling af dosis-respons data herunder lav intensitet strømninger kan være mest informative. Bruger den præsenteres kirurgisk set-up i en dosis-respons undersøgelse i bedøvede rotter, blev dosis-afhængige microglial aktivering outlasting perioden stimulation (24 h efter stimulation) demonstreret og dissocierbart fra neurodegeneration forekommer ved høj intensitet DCS (figur 4, vedtaget fra reference17). Microglial aktivering, vurderet ved morfologiske ændring opstod først på 31,8 A/m² (figur 4 c), mens de første tegn på neurodegeneration blev opdaget på 47,8 A/m². I disse eksperimenter påvirket anæstesi klart omfanget af svar til DCS som procentdelen af hjernen skiver med fluorojade C (FJC) positive udarter neuroner i alert rotter var højere i 47.8 A/m² (figur 4A). Som grænse for ≥ 24 h varig microglial aktivering er tæt på læsion tærskelværdien, men meget over de intensiteter, der fremmer fysiologiske kognitive og plast processer i mennesker, sådan aktivering måske snarere angiver en pre-lesional betændelse induceret af DCS. Adfærdsmæssige eller Molekylær effekter af DCS på disse høje intensiteter forventes derfor at være mekanisk forskellige, sammenlignet med lav intensitet virkninger (Se ordningen sammenfatter effekter og intensiteter af TDC'er eksperimenter i figur 5).

Figure 1
Figur 1: forsyninger til kirurgi og tekniske ordning af tES socket og elektrode cap unit. (A) 1. Bomuld svaberprøver, 2. desinfektionsmiddel, 3. stereotactic ramme, 4. loddekolbe, 5. smertestillende (fxcarprofen), 6. & 7. anæstesiologi (fx xylazin & ketamin), 8. sprøjten, 9. Clipper, 10. øre puncher, 11. Eye-din salve (f.eks.bepanthene), 12. blyfri tin-lodde, 13. to-komponent dental akryl cement (DAC), 14. jod, 15. 3% H2O2, 16. 0,9% saltvand, 17. syntetisk flettet ikke-resorberbare sutur (f.eks.Mersilene 4-0), 18. borehoveder, 19. cyanoacrylic lim, 20. bulldog klemmer 21. homeostatiske pincet, 22. Bent, savtakket spids pincet, 23. lige, skarp spids pincet, 24. lige, væv pincet, 25. Dental spatel, 26. skalpel, 27. saks, 28. hånd bore, 29. skruetrækker, 30. motor drevet drill, 31. kvindelige stik, 32. tES socket, 33. Square platin elektrode knyttet til kabel, lodning joint dækket med histoacrylic lim, 34. plastik skruer. (B) tES stik (rød) til fiksering på gnavere kraniet med en indre diameter på 4 mm; elektrode enhed (grey) er bygget af et skruelåg og en indre stempel med en center hul forlader plads til kabel af Ag/Cl disc elektrode, der er klæbet fast til bunden af stemplet. Dette giver mulighed for maksimal stabilitet af opsætning og undgåelse af wire pauser på det følsomme punkt, wire-elektrode-forbindelsen. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: rotter udstyret med tES set-up. Rat til venstre er udstyret med et eksternt fast counter elektrode på glatbarberet brystet. Carbon gummi elektrode er syet til bunden af Vesten. Rat til højre har en indopererede brystet elektrode med kablet tunnelforbindelsen til hovedet. Den kvindelige connector knyttet til kablet (caudale) er fast inden for dental akryl cement bygget enhed bag stik til tES elektrode (rostralt). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: modellering af aktuelle distribution i to forskellige gnaver tES montager. Finite element modeller forudsige hjernen nuværende flow i to rotte modeller med epicranial TDC'er montager, modificeret med tilladelse1. Brug disse modeller, den forudsagte tærskel hjerne strømtæthed at fremkalde kortikale læsioner var 17,0 A/m² for montagen anvendes af Fritsch, et al. 8 (A), og 6.3 A/m² for montage af Rohan, et al. 21 (B), svarer til elektriske felter af 61, og 23 V/m, henholdsvis. Bemærk forskellene i den aktuelle strømningsmønster af de to forskellige montager. I()anvendes en højere strømtæthed for en kortere tid, hvilket resulterer i en lavere massefylde end i (B). Vigtigst kan placeringen af counter elektrode (hals vs brystet) have en yderligere indvirkning på den resulterende hjernen aktuelle flow. Derfor, for fortolkning af gnaver data, specifikation af elektrode størrelse, placering (begge elektroder), anvendes nuværende og stimulation varighed er nødvendigt. Bemærk at den faktiske aktuelle i rotte hjernen kun kan vurderes ved hjælp af disse beregningsmæssige modeller. Farveskalaen angiver strømtæthed fra nul til 11,6 A/m², og ovenfor. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 4
Figur 4: dosis svar effekter af DCS på mikroglia aktivering og neurodegeneration i hjernen skiver fremstillet efter forskellige doser af anodal TDC'er anvendes til den primære motor cortex. Tallet er ændret fra17 sammenfatter immunohistological resultaterne af en dosis-respons TDC'er undersøgelse. (A) forholdet mellemmorfologisk aktiveret mikroglia vurderet af anti-CD11b/c farvning (rating se nedenfor) og neurodegeneration afsløret af FJC positivitet. Rotte motor kortikale hjernen skiver blev vurderet af en blindet investigator enten som anti-CD11b/c og FJC farvning negative, som anti-CD11b/c positive eneste (påvisning af aktivering bestemmes morfologisk) eller som både anti-CD11b/c og FJC positive. Bemærk at microglial aktivering forud for forekomst af neurodegeneration. (B) repræsentative koronale dele af venstre motor kortikale hjernen skiver (på eller i nærheden af +1.56 mm fra bregma) fra rotter udsat for forskellige intensiteter af anodal TDC'er anvendes til den primære motor cortex. I bedøvede rotter, ingen tegn på neurodegeneration opstod på 31,8 A/m², mens et par udarter neuroner var til stede på 47.8 A/m² og neuronal skade yderligere øges med stigende dosis. Af Bemærk, anodal DCS på 47,8 A/m² i alert rotter steg andelen af skiver med neurodegeneration. Skalalinjen for alle sektioner: 500 µm. forstørrelse inlet skalalinjen for alle sektioner: 20 µm. (C) histologisk prøve billeder af rating af mikroglia aktivering i anti-CD11b/c immunhistokemi, spænder fra 0 (ikke aktiveret) til 4 (alvorligt aktiveret ), 1-4 blev bedømt som "positive". Skalere barer = 50 µm. venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 5
Figur 5: ordningen illustrerer forholdet mellem i øjeblikket anvendes gnaver TDC'er strømtætheder i forhold til den menneskelige ansøgning: tærskler for betændelse, neurodegeneration og graduering af fysiologiske processer på stimulation varigheder af op til 30 min. Den aktuelt anvendte gnaver DCS strømtætheder spænder fra 1,3 til 143 A/m² med størstedelen af undersøgelser med mere end 20 A/m², mens strømtætheder i størstedelen af humane undersøgelser er mellem 0,3 og 0,8 A/m²1,14. Menneskers stimulation parametre er mindst én størrelsesorden under tærsklen for neurodegeneration1. Tærskel for neurodegeneration er betydeligt højere under bedøvelse, når kortikal ophidselse er undertrykt17. Varig microglial aktivering begynder under men tæt på de intensiteter for inducerende neuronal skade17. Undersøgelse af modulerende effekter af DCS på fysiologiske cerebral processer på højere støtteintensiteter tærsklen på læsion er sandsynligvis forskellige fra afhandlinger set ved meget lav intensitet (kan sammenlignes med den menneskelige program). Den nøjagtige oversættelse af stimulation parametre mellem arter er under efterforskning. Skøn er hæmmet af passive faktorer som størrelse og anatomi (sulci og gyri), men også af mulige forskellige følsomheder til elektriske felter af neuroner og glia netværk på tværs af arter (det ikke vides om den samme aktuelle flow ville føre til den samme fysiologiske virkning). Derfor er det mest informative undersøgelse design test tES virkninger i en dosis svar måde, herunder meget lav nuværende intensiteter. Ordningen er baseret på data fra7,12,16,18,19,20,21,22, 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31 (maksimal stimulering varighed 30 min per session, data er fra animalske sygdomsmodeller udelukket). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Denne protokol beskriver typiske materialer og proceduremæssige skridt for kirurgisk realiseringen af et permanent tES set-up og efterfølgende stimulation i alert gnavere. Under forberedelse af en gnaver tES eksperimentere, flere metodologiske aspekter (sikkerheden og tolerabiliteten af tES, resultatet parameter) samt begrebsmæssige aspekter (sammenlignelighed med menneskelige tilstand, forventede effekter af stimulation på en bestemt hjerne regionen) skal tages i betragtning. Fra et metodologisk synspunkt er den kirurgiske set-up af kraniel tES stikkontakten med indopereret brystet counter elektrode fordelagtigt for longitudinelle studier, da det giver mulighed for anvendelse i indberetningen, frit flytte gnavere. Tilvænning af gnaver kabelforbindelser og permanent set-up er nødvendig, men bagefter, det giver tES endnu i kombination med adfærdsmæssige opgaver. Derudover er ubehag af gnaver under stimulation sandsynligvis lavere med dette set-up i forhold til iført en counter elektrode syet ind i en vest, da bevægelser ikke er begrænset i den tidligere sag og væv kontakt med indopereret elektrode under stimulation er sikret.

Præsenteres tES set-up har været anvendt til eksperimenter med op til 3 måneder, uden elektrode kabel diskontinuitet, materielle ustabilitet eller infektion. Det er derfor sandsynligt, at set-up er også egnet til eksperimenter længere end denne periode.

Denne epicranial stimulation montage forhindrer overdreven rangering via dermal strukturer, som sandsynligvis forekommer i større omfang i gnavere givet relationen for elektrode til kropsstørrelse (Se figur 3 og reference1). Den indopererede set-up for epicranial stimulation i gnavere giver mulighed for høj funktionalitet for eksperimenter i frit flytte dyr, en klar definition af elektrode positioner og pålideligheden af aktuelle leverance. Selvom disse faktorer udgør store fordele for standardisering af eksperimenter, bør uoverensstemmelse til transdermal stimulation i mennesker eller gnavere (fx referencer32,33) holdes for øje. For oversættelsen af resultaterne er det faktiske beløb for nuværende at nå hjernen (hjerne strømtæthed), uafhængig af passage gennem forskellige væv, dog af større relevans34. Placering af counter elektrode generelt bestemmer retningen og distributionen af de nuværende flow1. Således, for polariseringen af neuroner, en placering af counter elektrode på brystet (dorsoventral retning af nuværende flow) kan være mere effektive i forhold til placering i nakken (rostrocaudal retning af nuværende flow).

Undersøgelser tackle de underliggende mekanismer af tES eller dens virkning på adfærd skal når som helst det er muligt udføres i alert gnavere, da anæstesi betydeligt interagerer med (patho)-fysiologiske processer, herunder neuronal aktivitet35 ,36 og plasticitet36,37, og kan undertrykke eller ændre tES effekten17, (og vores upublicerede observationer) eller skade1,17. Omvendt, tillader resultaterne fra bedøvede gnavere ikke en direkte inferens til alert tilstand, potentielt hindrer fremad oversættelse til forskning i mennesker. Et eksempel på forskelle af TDC'er påføres den motoriske hjernebark i bedøvede rotter og alert rotter er vist i afsnittet repræsentative resultater. TDC'er anvendes i lige så høj strømtætheder induceret en større sats af mikroglia aktivering og neurodegeneration i alert rotter i forhold til bedøvede rotter17. Mens disse resultater er en del af en dosis-respons eksperiment i hvilke TDC'er opstod effekter på mikroglia og neurodegeneration ved høj intensitet (ikke anbefale til brug i mechanistical eller adfærdsmæssige undersøgelser), det er fristende at spekulere, på lav TDC'er nuværende tætheder, den samme omledning af resultater ville forekomme, afhængigt af årvågenhed af gnaver.

Endelig, en anden fordel ved den angivne protokol er reduktion af mulige kilder til fejl. Fejlfinding strategier og kritisk trin er blevet fremhævet i protokollen. Disse omfatter valg af passende strømtæthed for den særlige forskning formål (som drøftet ovenfor), behovet for forberedelse af tES elektroder inden hver anvendelse stimulation, og den grundigt og gentagen kontrol for pålidelig ledningsevne. Med hensyn til elektrode forberedelse, chlorering af elektrode før cathodal stimulation (dvs., katode over kortikale målområdet) er helt afgørende da konsumption af chlorering under stimulering fører til giftige oprustning af elektrokemiske reaktioner og sekundært forårsage vævsskader. Vores erfaring forekommer konsumption af chlorering ikke inden for de første 20 min af stimulation. Tværtimod, før gentagne anodal stimulation, skal Ag/Cl deposition på anoden fjernes for at undgå seponering af stimulering. Ledningsevne er et kritisk punkt, som ikke vedrører kun elektrode forberedelse, men også praktiske stimulation session, gnaver, samt kvaliteten af kirurgisk implantation af tES socket. Lukning af tES socket til den omkringliggende kraniet og væv område bør sikres under de kirurgiske procedurer for korrekt vurdering af strømtæthed. Rangering langs tilstødende væv fører til overvurdering af den nuværende anvendelse til hjernen på den ene side, og kan ændre fysiologiske resultater baseret på fordrejning af den nuværende strømningsretning. På anden side, reduktion af området stimulation – enten ved Ag/Cl deposition (se ovenfor) eller ved dækning af området stimulation under tES socket implantation (f.eks. af akryl cement eller histoacrylic lim) — kan føre til undervurdering af den anvendte strømtæthed og stimulation via en reduceret område kan føre til vævsskader blot ved utilsigtet høj peak strømtætheder. Endelig, den ledende medium, f.eks. saltvand, skal være optimalt fordelt på området stimulation til at give mulighed for fortsat stimulation. Under en igangværende eksperiment, ændrede ledningsevne kan blive synlige som følgende: uventet funktionsmåde af gnaver (tegn på stress, variabel ydelse på en bestemt opgave), variationer i aktuelle leverance vises på en ampere meter af den elektriske kredsløb, eller komplet tab af stimulation kontinuitet. I dette tilfælde elektroderne skal renses fra depositioner og stimulation-området skal inspiceres igen for snavs. Kabelforbindelser, placering af tES elektrode i de respektive stik, og den ledende medium bør kontrolleres og udskiftes når optræder dysfunktionelle. Hvis tES levering var inkonsistent, kan de fremkomne data (f.eks. adfærd, histologi) af denne særlige session skal udelades fra analyse.

Tærsklen for neurodegeneration bestemmes i alert rotter (vores ikke-offentliggjorte data) af både cathodal og anodal sessioner er sikkert og godt tolereret i alert gnavere, når du bruger op til 20 min for kontinuerlig stimulering ved intensitet under 31,8 A/m² (svarende til 0,4 mA med en 4 mm diameter transkranial elektrode), og når overholde de henstillinger, der er skitseret i denne protokol. Dog vælger lavere intensiteter tættere til menneskers stimulation parametre (0,3-1,6 A/m²) eller helst dosis-responSe eksperimenter anbefales at maksimere informativ karakter af de fremkomne data og lette fremad oversættelse af resultaterne til anvendelse på mennesker.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgments

Dette arbejde blev støttet af den tyske Forskningsfonds (DFG RE 2740/3-1). Vi takker Frank Huethe og Thomas Günther for egenproduktion af skræddersyede tES set-up og DC-stimulator.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Softasept N B. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Deutschland
3887138 antiseptic agent
Ethanol 70 % Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland T913.1
arched tip forceps FST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland 11071-10
Iris Forceps, 10cm, Straight, Serrated World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 15914
Scalpel Handle #3, 13cm World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 500236
Standard Scalpel Blade #10 World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 500239
Zelletten cellulose swabs Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland 13349 5 x 4 cm 
Isoflurane AbbVie Deutschland GmbH & Co N01AB06
Iris Scissors, 11.5cm, Straight World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 501758 small scissors
cotton swab/cotton buds Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland EH12.1 Rotilabo
Kelly Hemostatic Forceps, 14cm, Straight World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 501241 surgical clamp
electrode plate (platinum) custom made Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland 10x6 mm, 0.15 mm thickness
insulated copper strands (~1 mm diameter) Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Sande, Germany LITZE BL electrode cable
Weller EC 2002 M soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany EC2002M1D
Iso-Core EL 0,5 mm FELDER GMBH Löttechnik, Oberhausen, Deutschland 20970510 lead free solder
MERSILENE Polyester Fiber Suture Johnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany R871H nonabsorbable braided suture, 4-0
Histoacryl B. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Deutschland
9381104 cyanoacrylate
Ketamin 10% Medistar GmbH, Germany n/a anesthetics
Rompun 2% (Xylazine) Bayer GmbH, Germany n/a anesthetics

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bikson, M., et al. Safety of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence Based Update 2016. Brain Stimul. 9, (5), 641-661 (2016).
  2. Bindman, L. J., Lippold, O. C., Redfearn, J. W. The action of brief polarizing currents on the cerebral cortex of the rat (1) during current flow and (2) in the production of long-lasting after-effects. J Physiol. 172, 369-382 (1964).
  3. Gartside, I. B. Mechanisms of sustained increases of firing rate of neurones in the rat cerebral cortex after polarization: role of protein synthesis. Nature. 220, (5165), 382-383 (1968).
  4. Purpura, D. P., McMurtry, J. G. Intracellular activities and potential changes during polarization of motor cortex. Neurophysiol. 28, (1), 166-185 (1965).
  5. Nitsche, M., Paulus, W. Excitability changes induced in the human motor cortex by weak transcranial direct current stimulation. J Physiol. 527, (Pt 3), 633-639 (2000).
  6. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57, (10), 1899-1901 (2001).
  7. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. Eur J Neuro. 31, (4), 704-709 (2010).
  8. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66, (2), 198-204 (2010).
  9. Ranieri, F., et al. Modulation of LTP at rat hippocampal CA3-CA1 synapses by direct current stimulation. J Neurophysiol. 107, (7), 1868-1880 (2012).
  10. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimul. 10, (November), 51-58 (2016).
  11. Sun, Y., et al. Direct current stimulation induces mGluR5-dependent neocortical plasticity. Ann Neurol. 80, (2), 233-246 (2016).
  12. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Sci Rep. 6, 22180 (2016).
  13. Reis, J., Fritsch, B. Modulation of motor performance and motor learning by transcranial direct current stimulation. Curr opin Neurology. 24, (6), 590-596 (2011).
  14. Buch, E. R., et al. Effects of tDCS on motor learning and memory formation a consensus and critical position paper. Clin Neurophysiol. 128, (4), 589-603 (2017).
  15. Reis, J., Fischer, J. T., Prichard, G., Weiller, C., Cohen, L. G., Fritsch, B. Time- but not sleep-dependent consolidation of tDCS-enhanced visuomotor skills. Cerebral cortex. 25, (1), 109-117 (2015).
  16. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Comm. 7, 11100 (2016).
  17. Gellner, A. -K., Reis, J., Fritsch, B. Glia: A Neglected Player in Non-invasive Direct Current Brain Stimulation. Front Cell Neurosci. 10, 188 (2016).
  18. Takano, Y., Yokawa, T., Masuda, A., Niimi, J., Tanaka, S., Hironaka, N. A rat model for measuring the effectiveness of transcranial direct current stimulation using fMRI. Neurosci Lett. 491, (1), 40-43 (2011).
  19. Islam, N., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Anodal polarization induces protein kinase C gamma (PKC gamma)-like immunoreactivity in the rat cerebral cortex. Neurosci Res. 21, 169-172 (1994).
  20. Islam, N., Aftabuddin, M., Moriwaki, A., Hattori, Y., Hori, Y. Increase in the calcium level following anodal polarization in the rat brain. Brain Res. 684, (2), 206-208 (1995).
  21. Rohan, J. G., Carhuatanta, K. A., McInturf, S. M., Miklasevich, M. K., Jankord, R. Modulating Hippocampal Plasticity with In Vivo Brain Stimulation. J Neurosci. 35, (37), 12824-12832 (2015).
  22. Wachter, D., et al. Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat. Exp Neurol. 227, (2), 322-327 (2011).
  23. Koo, H., et al. After-effects of anodal transcranial direct current stimulation on the excitability of the motor cortex in rats. Rest Neurol Neurosci. 34, (5), 859-868 (2016).
  24. Liebetanz, D., et al. After-effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) on cortical spreading depression. Neurosci Lett. 398, (1-2), 85-90 (2006).
  25. Fregni, F., et al. Effects of transcranial direct current stimulation coupled with repetitive electrical stimulation on cortical spreading depression. Exp Neurol. 204, (1), 462-466 (2007).
  26. Cambiaghi, M., et al. Flash visual evoked potentials in mice can be modulated by transcranial direct current stimulation. Neurosci. 185, 161-165 (2011).
  27. Dockery, C. A., Liebetanz, D., Birbaumer, N., Malinowska, M., Wesierska, M. J. Cumulative benefits of frontal transcranial direct current stimulation on visuospatial working memory training and skill learning in rats. Neurobiol Learn Mem. 96, (3), 452-460 (2011).
  28. Faraji, J., Gomez-Palacio-Schjetnan, A., Luczak, A., Metz, G. A. Beyond the silence: Bilateral somatosensory stimulation enhances skilled movement quality and neural density in intact behaving rats. Behav Brain Res. 253, 78-89 (2013).
  29. Pikhovych, A., et al. Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Neurogenesis and Microglia Activation in the Mouse Brain. Stem Cells In. 1-10 (2016).
  30. Rueger, M. A., et al. Multi-session transcranial direct current stimulation (tDCS) elicits inflammatory and regenerative processes in the rat brain. PloS one. 7, (8), e43776 (2012).
  31. Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., König, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats. Clinical Neurophysiol. 120, (6), 1161-1167 (2009).
  32. Yoon, K. J., Oh, B. -M., Kim, D. -Y. Functional improvement and neuroplastic effects of anodal transcranial direct current stimulation (tDCS) delivered 1 day vs. 1 week after cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1452, 61-72 (2012).
  33. Spezia Adachi, L. N., et al. Exogenously induced brain activation regulates neuronal activity by top-down modulation: conceptualized model for electrical brain stimulation. Exp Brain Res. 233, (5), 1377-1389 (2015).
  34. Jackson, M. P., et al. Safety parameter considerations of anodal transcranial Direct Current Stimulation in rats. Brain, behavior, and immunity. (2017).
  35. Ordek, G., Groth, J. D., Sahin, M. Differential effects of ketamine/xylazine anesthesia on the cerebral and cerebellar cortical activities in the rat. J Neurophysiol. 109, (5), 1435-1443 (2013).
  36. Sykes, M., et al. Differences in Motor Evoked Potentials Induced in Rats by Transcranial Magnetic Stimulation under Two Separate Anesthetics: Implications for Plasticity Studies. Front Neural Circ. 10, 80 (2016).
  37. Zhang, D. X., Levy, W. B. Ketamine blocks the induction of LTP at the lateral entorhinal cortex-dentate gyrus synapses. Brain Res. 593, (1), 124-127 (1992).
Transkranial elektriske Brain Stimulation i Alert gnavere
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fritsch, B., Gellner, A. K., Reis, J. Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents. J. Vis. Exp. (129), e56242, doi:10.3791/56242 (2017).More

Fritsch, B., Gellner, A. K., Reis, J. Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents. J. Vis. Exp. (129), e56242, doi:10.3791/56242 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter