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Neuroscience

Transkranielle elektrische Hirnstimulation in Alert Nagetiere

Published: November 2, 2017 doi: 10.3791/56242
Automatic Translation
1, 1, 1
1Department of Neurology, Albert-Ludwigs-University Freiburg

Summary

Dieses Protokoll beschreibt eine chirurgische Einrichtung für eine permanente Epicranial Elektrode Steckdose und einer implantierten Brust-Elektrode bei Nagetieren. Durch die Platzierung einer zweiten Elektrode in die Steckdose, können verschiedene Arten von transkranielle elektrische Hirnstimulation auf das motorische System alert Tiere durch den intakten Schädel geliefert werden.

Abstract

Transkranielle elektrische Hirnstimulation kann kortikale Erregbarkeit und Plastizität bei Menschen und Nagern modulieren. Die häufigste Form der Stimulation beim Menschen ist die transkranielle Gleichstrom Stimulation (tDCS). Weniger häufig wird Transcranial Wechselstrom Anregung (TAC) oder Transcranial Zufallsrauschen Anregung (tRNS), eine spezifische Form der TAC mit elektrischem Strom zufällig in einem vorgegebenen Frequenzbereich eingesetzt. Die Zunahme der nicht-invasive elektrische Stimulation Hirnforschung beim Menschen, sowohl für experimentelle und klinische Zwecke, hat einen erhöhten Bedarf an grundlegenden, mechanistischen, Sicherheitsstudien an Tieren erbracht. Dieser Artikel beschreibt ein Modell für die transkranielle elektrische Hirnstimulation (tES) durch den intakten Schädel Ausrichtung auf das motorische System in alert Nagetiere. Das Protokoll enthält detaillierte Anweisungen für die chirurgische Einrichtung eines ständigen Epicranial Elektrode Sockets in Kombination mit einem implantierten Gegenelektrode auf der Brust. Durch die Platzierung einer Stimulationselektrode in die Epicranial-Buchse, können verschiedene elektrische Stimulation Typen, vergleichbar mit tDCS, TAC und tRNS beim Menschen geliefert werden. Darüber hinaus werden die praktischen Schritte für tES in alert Nagetiere eingeführt. Die angewandte Stromdichte, Stimulation Dauer und Art der Stimulation können abhängig von den experimentellen Anforderungen gewählt werden. Die Vorbehalte, vor- und Nachteile dieses Aufbaus werden, sowie Sicherheit und Verträglichkeit Aspekte besprochen.

Introduction

Die transkranielle Verwaltung der elektrischen Ströme im Gehirn (tES) hat seit Jahrzehnten, Gehirnfunktion zu studieren und um Verhalten zu ändern verwendet worden. Seit kurzem auch die Anwendung direkter Strömungen oder seltener Wechselströme (TAC und tRNS), nicht-invasiv durch den intakten Schädel durch den Einsatz von zwei oder mehr Elektroden (Anode(s) und cathode(s)) wissenschaftliche und klinische Interesse gewonnen hat. Insbesondere tDCS wurde in mehr als 33.200 Sitzungen bei gesunden Probanden und Patienten mit neuropsychiatrischen Erkrankungen eingesetzt und entstanden als eine sichere und einfache, kostengünstige am Krankenbett Anwendung mit möglichen therapeutischen Möglichkeiten sowie langlebige Auswirkungen auf das Verhalten1. Dies ergab deutlich erhöhten Bedarf und wissenschaftliche Interesse an mechanistische Studien, einschließlich Sicherheitsaspekte. Dieser Artikel konzentriert sich auf die am häufigsten verwendete Form der Stimulation, tDCS.

Arten moduliert tDCS kortikale Erregbarkeit und synaptische Plastizität. Erregbarkeit Veränderungen wurden als Polarität-abhängige Veränderung der spontanen neuronalen Feuerrate in Ratten und Katzen2,3,4, oder Änderungen im motor evozierte potential (MEP) Amplituden in Menschen und Mäusen (gemeldet beide nach anodal und verminderte nach cathodal tDCS erhöht: menschliche5,6; Maus (7). Anodal DCS erhöhte synaptische Wirksamkeit des Motors kortikalen oder hippocampal Synapsen in Vitro für mehrere Stunden nach Stimulation oder lange Begriff Potenzierung (LTP), wenn Co angewendet mit einem bestimmten schwach synaptischen Eingang oder wenn Sie zuvor eine Plastizität auslösende Stimulation8,9,10,11,12. Gemäß, die Vorteile der Stimulation auf motorische oder kognitive Trainingserfolg zeigen oft nur wenn tDCS Co angewandte mit8,13,14,15Ausbildung ist. Während diese bisherigen Erkenntnissen vor allem auf Funktionen von Neuronen zurückzuführen sind, sollte angemerkt werden, dass nicht-neuronalen Zellen (Glia) auch zu funktionellen Auswirkungen von tDCS beitragen können. Beispielsweise erhöht astrocytic intrazellulären Kalziumspiegel während anodal tDCS alert Mäuse16. In ähnlicher Weise induzierte anodal tDCS bei Stromdichten unterhalb des Grenzwerts für Neurodegeneration eine Dosis abhängige Aktivierung der Mikroglia17. Jedoch Bedarf die Modulation der Neuron-Glia-Interaktion durch tDCS weiterer Untersuchung.

Genommen zusammen, tierischen Forschung erweiterte eindeutig unser Verständnis für die modulierende Wirkung von tDCS auf Erregbarkeit und Plastizität. Allerdings gibt es eine "inverse translationale Lücke" Observable in den exponentiellen Anstieg des menschlichen tDCS Studien im Gegensatz zu den langsamen und geringfügige Zunahme der zugrunde liegenden Mechanismen des tES in in-vitro- und in-vivo Untersuchungen Tiermodelle. Darüber hinaus Nagetier tES Modelle sind mit hohen Variabilität in Forschungslabors (reichend von transdermalen Epicranial Stimulation) durchgeführt und gemeldeten Stimulation sind häufig nicht vollständig transparent, erschweren die Vergleichbarkeit und Replizierbarkeit der Grundlagenforschung sowie Interpretation der Ergebnisse.

Hier beschreiben wir ausführlich die chirurgische Umsetzung einer transkraniellen Gehirn Stimulation Aufstellung Primärbewegungsrinde, die Übersetzung der menschlichen tDCS-Bedingung bei gleichzeitiger Minimierung der Variabilität ermöglicht und erlaubt wiederholte Stimulation ohne targeting Verhalten zu behindern. Ein Schritt für Schritt Protokoll für nachfolgende tES in alert Ratten steht zur Verfügung. Methodische und konzeptionelle Aspekte der sicheren Anwendung der tES in alert Nagetiere werden diskutiert.

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Protocol

für die Forschung mit Tieren, die relevanten Genehmigungen (länderspezifisch) müssen vor Beginn der Experimente eingeholt werden. Alle Tierversuche hier berichtet erfolgt gemäß der EU Richtlinie 2010/63/EU, die aktualisierte deutsche Tierschutzgesetz (" Tierschutzgesetz ") vom Juli 2013, und die aktualisierte deutsche Tierforschung Vorschriften des August 2013. Tierische Protokolle von den örtlichen Behörden genehmigt worden " Kommission für Tier-Experimente der Freiburger Rat " und " Kommission für Tier-Experimente an das Universitätsklinikum Freiburg ".

1. Vorbereitung der Instrumentation und Material für Chirurgie

  1. stellen sicher, dass die in Abbildung 1 aufgeführten Elemente verfügbar und bereits platzierten für Chirurgie sind.
  2. Eine dünne rechteckige Platin-Platte vorbereiten (z. B. 10 x 6 x 0,15 mm), die dienen als Gegenelektrode subkutan auf die Brust gelegt, und zwei kleine Löcher in zwei gegenüberliegenden Ecken der Platte.
  3. Löten ein isoliertes Kabel mit einer Länge von ca. 10 cm mit ein bleifreies Lötzinn an einer der Ecken (ohne Loch) der Platin-Platte.
  4. Tragen einen kleinen Tropfen des Histo-Acryl-Klebstoff auf die Lötstelle zur Isolierung.

2. Vorbereitung des Nagers für Chirurgie

  1. weist eine Studie Nummer zu der Nager und beachten Sie diese auf die vorbereiteten Operation Card
  2. Wiegen das Nagetier und beachten Sie das Gewicht auf der Chirurgie-Karte. Berechnen Sie die Dosis von Injektion Anästhetika (z. B. Ketamin 100 mg/kg Körpergewicht plus Xylazin 70 mg/kg Körpergewicht für Ratten).
  3. Induzieren Anästhesie durch intraperitoneale (i.p.) Injektion von den berechneten Betrag von Anästhetika.
    Hinweis: Bei Inhalation Anästhesie statt (z. B. Isofluran), legen Sie das Nagetier in eine Induktion-Kammer mit kontinuierlichen Strom von ~ 4 % in 1-2 L/min Sauerstoff.
  4. Check-Tiefe der Narkose reflexartig die Zehen Prise ab 5 min post Injektion. Wenn der Zeh Prise Reflex noch vorhanden ist, zu erreichen, Verlängerung und Vertiefung der Narkose durch Injektion von 30 % der Anfangsdosis.
    1. Zu jedem Zeitpunkt in das Experiment der Zehe Prise Reflex zurück, sollten 30 % der Anfangsdosis von Betäubung injiziert werden.
    2. Bei Inhalation Anästhesie, Verlust der posturalen Reflex der Nager in der Induktion Kammer suchen und überprüfen Sie die Tiefe der Narkose durch den Mangel an einer Zehe Prise Reflex. Wenn Reflexe noch vorhanden sind, verlängern Sie die Dauer in der Anästhesie-Kammer. Während das ganze Experiment, anpassen den Prozentsatz von Isofluran in die Tiefe der Narkose bis zum Erreichen einer Wartung Konzentration von ~1-1.5% Isoflurane.
    3. Tritt die Häufigkeit der Atmung sinkt und keuchend, senken den Prozentsatz; wenn das Nagetier die Zehe Prise Reflex gewinnt oder spontane Bewegung zeigt, Erhöhung des Anteils der Inhalation Narkose.
  5. Als Reflexe fehlen, legen Sie das Nagetier auf dem Labortisch oder halten Sie es in der hand.
    Hinweis: Bei der Verwendung von Inhalation Anästhesie zur Verfügung stellen, weiter reduzierte Isofluran (jetzt zwischen 2-3 %) mittels einer Düse mit dem Vernebler verbunden.
  6. Entfernen die Haare auf die Ratte ' Kopf durch das Rasieren der Gegend von Ohr zu Ohr und zwischen die rostral Augenhöhe auf knapp hinter den Ohren mit einer Haarschneidemaschine. Entfernen Sie dann die Haare auf der Brust durch das Rasieren des Bereich zwischen die Vorderbeine aus dem Xiphoid bis die Schlüsselbeine.
    Hinweis: Halten Sie die Haut unter Spannung erleichtert die Rasur.
  7. Decken die Augen der Ratte mit einem Tropfen Augensalbe, die Hornhaut zu schützen.
  8. Markieren die Ratte ' s Ohr entsprechend der Anzahl der zugewiesenen Studie.
    Hinweis: Abhängig von der Länge der Studie, eine Rute Mark könnten ausreichen, ansonsten standardisierten Zweckbindung vorzuziehen ist.

3. Chirurgischer Eingriff: Brust Elektrode Implantation

Hinweis: dieser Schritt kann übersprungen werden, wenn die Gegenelektrode extern auf die rasierte Brust mit einer Weste platziert wird.

  1. Ort der Nager anfällig (auf der Brust) auf dem OP-Tisch.
    Hinweis: Im Falle einer Inhalation Anästhesie, halten die Ratte ' s Schnauze platziert in der Anästhesie-Düse, die Isofluran Konzentration auf 1,5-2 % weiter zu reduzieren.
  2. Desinfizieren den rasierten Scalp mit einem Desinfektionsspray oder mit einem Tupfer getränkt in Antiseptikum (z. B. Ethanol 70 %) und an der Luft trocknen lassen. Zwei Mal wiederholen.
  3. Schneiden Sie die Haut mit einem Skalpell in einer Linie von der Höhlung Augenhöhe zu Mitte Ohrhöhe.
    Hinweis: Dies ermöglicht für den Tunnelbau des Anschlusskabels aus der implantierten Brust-Elektrode an der Spitze des Kopfes und auch den gewünschten Schnitt für die Platzierung der DCS Elektrode Socket.
  4. Die Ratte, Rückenlage, so drehen, dass die Brust ausgesetzt ist.
  5. Der Haut der Brust zu desinfizieren, wie unter Schritt 3.2.
  6. Erhöhen die laterale Haut der rechten Brust mit einem Gewebe-Zangen und schneiden ein Knopfloch mit einer kleinen Schere von ca. 0,5 cm medial aus der rechten Achselhöhle. Dann machen Sie einen gerade sagittalen Schnitt im kranialen Ausrichtung mit der Schere.
  7. Bilden eine subkutane Tasche von atraumatisch trennen die Haut von dem linken großen Brustmuskel. Tun Sie dies, indem immer wieder öffnen die kleine Schere (oder eine Kochsalzlösung getränkten Wattestäbchen).
  8. Drehen Sie das Tier auf der rechten Seite den Kabel weg vom okzipitalen links geöffnete Kopfhaut entlang den Hals in die Brust Tasche verlassen durch Eindringen der oberflächlichen Faszie mit homöostatischen Pinzette getunnelt.
  9. Öffnen Sie vorsichtig die homöostatische Zange um das Ende der Elektrodenkabel der Platin-Elektrode ohne scharfen Drähte zum Irrenden erklärt greifen. Ziehen Sie das Kabel durch den Tunnel, bis die Elektrode den Beutel, ausgerichtet mit der Lötstelle in Richtung der linken Megalosauridae Nagetiere tritt. Drehen Sie das Nagetier zurück auf die Bauchlage.
  10. Platin-Platte mit einer sterilen synthetische geflochtene nicht resorbierbaren Naht, die pectoralen Faszie zu beheben, an den beiden gegenüberliegenden Ecke Löcher (4-5 Knoten sind empfohlen für Stabilität).
  11. In ähnlicher Weise schließen Sie das Kabel an die Faszie mit einem lockeren Knoten bilden eine kleine Schleife vor dem Eingang des Tunnels Gewebe.
  12. In der Nähe der Haut mit 3-4 kutane Nähte abhängig von der Größe des Schnittes (das gleiche Nahtmaterial kann die Elektrode und Kabel verwendet werden).

4. Chirurgischer Eingriff: Platzierung des Epicranial tES Sockel

  1. Ort das Tier in einem stereotaktischen Rahmen.
    Hinweis: Wenn mit Inhalation Anästhesie, senken die Konzentration des Betäubungsmittels zu einem Wartung Isofluran ~1.5-1 %, angepasst auf die Zehe Prise Reflex und Atemmuster.
  2. Den rasierten Scalp zu desinfizieren, wie unter Schritt 3.2.
  3. Schneiden Sie die Haut mit einem Skalpell in einer Linie von der Höhlung Augenhöhe zu Mitte Ohrhöhe.
    Hinweis: Wenn die Brust Elektrode PlacemHNO durchgeführt wurde, 4.2 und 4.3 Schritte bereits durchgeführt wurden.
  4. Kratzen aus der Knochenhaut (Bindegewebe am Schädel) an den Seiten mit dem Skalpell und gründlich abwischen mit Baumwolle tauscht. Das Bindegewebe an den 4 Ecken des Schnittes mit Bulldog Klammern fixieren und lassen Sie sie seitlich hängen, um das OP-Feld offen zu halten.
  5. Anwenden 0,9 % Kochsalzlösung, die Knochenoberfläche und Gewebe mit Wattestäbchen reinigen. Reinigen Sie dann die Knochenoberfläche mit 3 % H 2 O 2. Vermeiden Sie den Kontakt mit dem Gewebe. Hiermit der Knochen wird gründlicher gereinigt und kleinere Blutungen aus dem Knochen wird gestoppt. Darüber hinaus werden Residuen der Knochenhaut sichtbar. Diese Rückstände zu entfernen, mit einem Wattestäbchen mit moderaten Druck.
    Hinweis: Entfernung der Knochenhaut Residuen erhöht Haftung und Haltbarkeit der tES-Buchse auf den Knochen geklebt.
    1. Im Falle von Blutungen nicht mehr aufzuhalten, einem Knochenbohrer und berühren es für 1-3 s mit leichtem Druck auf den Knochen. Dieses mechanische Verfahren wird in den meisten Fällen die Blutung ohne signifikante Erwärmung. Verwenden Sie niemals Elektrokauter am Knochen; sogar kurze Anwendung führt zu Gewebeschäden Brain (Elektrokauter sollte ausschließlich für Wunde Gewebe Blutungen verwendet werden).
  6. Befestigungsschrauben Set-up Einhaltung verbessert werden, wählen Sie einen Bohrer passt die Größe der Schraube. Legen Sie zwei Burr Löcher auf zwei verschiedenen Knochenplatten durch Vorbohren mit einer Handbohrmaschine und dann durch leichte vertikale Druckverteilung mit der Knochenbohrer. Nähe an die gewünschte Position der tES-Buchse zu vermeiden, da es die Elektrode einschrauben behindern könnten (z. B. für linken primären motorischen kortikalen tES, wählen Sie rechts frontal und posterioren parietalen Schneckenposition).
  7. Im Falle eines implantierten Gegenelektrode burr ein drittes Loch befindet sich im rechten hinteren Parietal Knochen für zukünftige Fixierung des Kabels getunnelte.
  8. Setzen die Kunststoffschrauben an Grat Löcher und Schrauben bis die ersten Reibung zu spüren ist. Führen Sie dann drei weitere 180° Schraube dreht. Überprüfen Sie mit der Pinzette für die Stabilität der Schraube und fügen Sie eine weitere Umdrehung, wenn nicht fest genug.
    Hinweis: Für Erwachsenen Ratten wird dadurch epidurale Platzierung der Schrauben ohne Beschädigung der Dura oder Gehirn (bauartbedingt Gewinde, die Wende, die Anzahl variieren kann). Die Verwendung von Edelstahl-Schrauben sollte auch machbar, da selbst bei DCS Stromdichten oberhalb der Neurodegeneration, Schraube Platzierung nicht Läsion Lage oder Umfang unter den Schrauben Radardetektoren.
  9. Turn auf der Lötkolben und vor Hitze für ca. 5 min. Wickeln Sie das Kabel verlassen den Gewebe Tunnel okzipital um die rechten parietalen Schraube und dann schneiden Sie es, so dass ca. 1 cm langes Kabel hinter der Wicklung. Die Isolierung am Ende des Kabels mit einem Skalpell vorsichtig Streifen.
  10. Das umständliche Kabel an die Schraube und die Knochen mit Cyanoacrylic Leim befestigen.
  11. Eine kleine Menge von bleifreiem Lötzinn auftragen, an den Anschluss und die blanken Drähte von der Theke Elektrodenkabel und verbinden beide durch kurzes Drücken beide bereits gelöteten Teile zusammen während der Lötspitze zu berühren, bis das Lötzinn schmilzt (ca. 2-3 s). Entfernen Sie die Lötspitze sofort um Metall Überhitzung des Kabels mit nachfolgenden Gewebeschäden zu vermeiden.
  12. Holen die benutzerdefinierte gemacht tES Elektrode Buchse ( Abbildung 1 b, rot) mit gebogenen, gezackten Spitze Pinzetten und dünn auftragen des Leims Cyanoacrylic bis zum unteren Rand des Sockels. Platzieren Sie für die Platzierung über dem motorischen Kortex und mit einem 4 mm Durchmesser Socket die Mitte Socket Stelle am vorderen 2 mm und 2 mm seitlich aus der Bregma. Für diese Position inneren medialen Rand des Sockels sollte direkt an die sagittale Naht beenden und die Caudale Grenze sollte auf der Höhe der Bregma enden. Drücken Sie die Buchse kurz auf den Knochen (die meisten Cyanoacrylic-Klebstoffe härten durch Druck).
    Hinweis: Platzieren eine Lichtquelle direkt über die Steckdose Platzierung des Sockets erleichtern kann.
  13. Achten Sie darauf, die der Knochen im Bereich des Sockels frei von Kleber (durch Überprüfung mit Licht, weil der Kleber reflektierende ist). Im Falle Leim zu verschütten, entfernen Sie den Sockel, kratzen Sie den Kleber mit dem Skalpell, und wiederholen Sie Schritt 4.12.
  14. Nach die Steckdose vorhanden ist und die zukünftige Stimulation Gegend frei von Kleber ist, zuerst versiegeln die seitlichen Grenze des Sockels des benachbarten Gewebes mit einem kleinen Tropfen Cyanoacrylic Kleber eine flüssige Brücke zu vermeiden, die zu rangieren der aktuellen an dieser Stelle führen könnte. Gelten Sie nicht zu viel Kleber, wie es in den Bereich der Stimulation fließen kann (in diesem Fall zurück Schritt 4.12).
    Hinweis: Halten Sie die Stimulation Bereich frei von Kleber ist entscheidend, da eine Reduzierung des Bereichs Stimulation Stromdichte drastisch erhöhen könnte (A/m ²).
  15. Decken alle Schrauben mit Cyanoacrylic Leim.
  16. Mix der Zweikomponenten-dental Acryl Zement in einer kleinen Silikonschlauch oder Glas. Sobald es zähflüssig ist, wenden Sie es mit einem dental Spatel, die restlichen Grenzen des Sockels bis auf die Knochen zu versiegeln. Vermeiden Sie jede Strömung zahnärztliche Acryl Zement im Bereich Stimulation.
  17. Schließlich decken den gesamten Schädel, Schrauben, Zähler Elektrodenkabel und der Steckdose bis zu ⅓ des Sockels mit dental Acryl Zement. Sicherzustellen, dass der Zement die richtige Viskosität hat: Wenn zu flüssig, es in das umliegende Gewebe fließt; Wenn zu hart, es ist schwierig, sie gleichmäßig zu verteilen.
  18. Wenn der Knochen bedeckt und der Zement ausgehärtet ist, entfernen Sie die Bulldogge Klammern; die Haut sollte nur die bebauten Zement berühren, damit Nähen nicht benötigt wird. (Der erste Schnitt war zu lang gewählt und das Bindegewebe oder Muskulatur sichtbar ist, wenden Sie eine Naht im Schritt 3.12 beschriebenen).
  19. Eine Schicht von Jod mit einem Wattestäbchen rund um die Grenze der geschnittenen Haut und subkutan injizieren Carprofen (5 mg/kg Körpergewicht in 5-7,5 mL 0,9 % Kochsalzlösung für Schmerzen Behandlung und Flüssigkeit Ersatz aufgelöst).
    Hinweis: Wenn Sie einatmen Anästhesie verwenden, schalten Sie ihn aus jetzt.
  20. Den Nager in einem wärmenden Kasten für die Wiederherstellung aus der Narkose zu platzieren, bis das Nagetier wach ist und posturale Stabilität wiederhergestellt.
    Hinweis: Überprüfen Sie das Tier ' s Gewicht Entwicklung, Wunde Staats- und allgemeine Wohlbefinden Kriterien täglich nach der Institution ' s Empfehlung.

5. Transkranielle elektrische Stimulation Verfahren

Hinweis: Anästhesie tES Auswirkungen betrifft, Durchführung der Stimulation in alert Nagetiere, wann immer möglich wird empfohlen. Das Nagetier wieder für mindestens 5 Tage (Heilung der Wunde Kopf- und Brustbereich) vor Beginn der Experimente zu ermöglichen. Experimente können zu früheren Zeitpunkten nach der Operation durchgeführt werden, wenn eine externe Gegenelektrode befestigt mit einer Weste mit, wie die Brust Wunde am meisten gereizt; aber Tiere müssen an die Elektrode Weste für mehrere Tage gewöhnt werden und Störungen mit Verhaltensstörungen Aufgaben auftreten.

  1. TES Elektrode Socket Hälfte mit 0,9 % Kochsalzlösung füllen und Luftblasen zu entfernen.
  2. WerdenFore cathodal tDCS Sitzungen immer Chlorierung zu überprüfen und bei Bedarf (z. B. eine glänzende silberne Oberfläche), chloren Re Ag/AgCl-Elektrode. Entfernen Sie vor anodal tDCS Sitzungen mögliche überschüssige AgCl Ablagerungen aus vorherigen Stimulationen mit Sandpapier, um gute Leitfähigkeit während der Stimulation zu ermöglichen. Schraube in der tES-Elektrode-Schraubkappe ( Abbildung 1 b, grau Stück).
    Achtung: Die Nichtbeachtung die Elektrode zwischen cathodal tDCS Sitzungen erneut chloren wird bis zur Erschöpfung der Chlorierung während der Stimulation und toxische Aufbau durch elektrochemische Reaktion führen. Dies wird Gewebeschäden verursachen. Re Chlorierung nicht innerhalb einer einzigen Sitzung erforderlich, wenn die Stimulation dauert kürzer als 20 min.
  3. Schließen Sie die Kabel an die beiden Anschlüsse auf dem Kopf (für anodal Stimulation der anodal Kabel an den Anschluss der Schraubkappe für cathodal Stimulation ist es gegenüber).
    Hinweis: Bei Verwendung eines extern platzierte Gegenelektrode decken Gegenelektrode mit leitfähigen Gel und auf das Nagetier ' s Brust. Dies ist am einfachsten, wenn die Elektrode in einem kleinen Nagetier Weste vorfixiert ist, dass der Nager während der Stimulation tragen können.
  4. Ort der Nager in den experimentellen Käfig mit den Kabeln verbunden mit einem Wirbel oberhalb der Käfig, der für freie Bewegung erlaubt.
  5. Schalten Sie den Stimulator und passen Sie die Stimulationsparameter (Anregung Intensität, Dauer, Rampe nach oben und unten Zeit).
  6. Bei Nichtgebrauch im Handel erhältlichen Stimulationsvorrichtung mit Sicherheit Herunterfahren und Abschalten Alarm, umfassen einen Meter in der Schaltung des konstanten Stromflusses überprüfen.
    Hinweis: Mit diesem Set-up Stimulation kann angewendet werden bei Leistung oder Training von Verhaltensstörungen Aufgaben.
  7. Suchen Sie nach Anzeichen von Stress oder Unbehagen des Nagers während der Stimulation.
  8. Nach dem Ende der Stimulation, trennen Sie die Kabel, Schrauben Sie die Elektrode Kappe auf dem Kopf, und reinigen und trocknen Sie die Steckdose mit einem Wattestäbchen. Das Nagetier in das häusliche Umfeld zurückkehren oder fahren Sie mit einem Verhalten fort, falls gewünscht.

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Representative Results

Die beschriebene Umsetzung einer Aufstellung für zuverlässige wiederholte tES in alert Nagetiere kann mechanistische Experimente, Dosis-Wirkungs-Studien oder Experimente, einschließlich Verhaltens Aufgaben leicht integriert werden. Bis heute ist die Vergleichbarkeit der Daten aus tierexperimentellen Studien mit (nicht-invasive) tES behindert durch die Variabilität der tES Stimulation Aufbauten zwischen Labors und durch Unterschiede in der Stimulationsparameter (z. B. verschiedene Stromdichten an angewendet exorbitant hohe Konzentrationen im Vergleich zu den menschlichen Anwendung). Daher ist die Aussagekraft von Tierversuchen im Bereich der tES begrenzt. Dieser Artikel stellt ein tES-Setup ist bequem in Labors zu standardisieren, durch die Umsetzung der Platzierung der "aktiven" Elektrode auf den Knochen über die gezielte Kortex (hier, oberhalb des primären motorischen Kortex (M1)) mit Kochsalzlösung als die besser leitfähig Medium und der Gegenelektrode platziert auf der Brust (extern oder implantiert).

Angesichts der geringen Größe der Nagetiere, führen Platzierung der Elektrode über die gezielte Kortex auf das Nagetier Haut übermäßige rangieren, vor allem dann, wenn die Gegenelektrode sich in unmittelbarer Nähe, z. B. in den Hals (für Beispiele der aktuellen Modellierung befindet siehe Abbildung 3 (übernommen von Referenz1)). Darüber hinaus die Stabilität und Elektrode Kontakt ist weniger zuverlässig und Nagetiere sind durch wiederholte Elektrode Plazierung auf der Kopfhaut mehr irritiert, wenn eine transdermale Anwendung. Die Fixierung einer nichtständigen Aufstellung kann das Nagetier auch daran hindern, frei durchführen. Im Gegensatz dazu anpassen die Nager schnell an diese permanent präsent implantierten Einrichtung.

Die Schätzung einer entsprechenden Anregung Intensität im Vergleich zu menschlichen Stimulationsparameter ist schwierig, da Modelle jedoch nur eine begrenzte Anzahl von Faktoren berücksichtigen können und Nagetiere Pachygyric sind (siehe Hinweis1 zur Abschätzung der eine Skalierung -Faktor). Daher kann die Erfassung von Dosis-Wirkungs-Daten einschließlich geringer Intensität Strömungen informativste sein. Mit Hilfe der vorgestellten chirurgische Einrichtung in einer Dosis-Wirkungs-Studie bei anästhesierten Ratten, war die dosisabhängige Mikroglia-Aktivierung überdauern die Stimulationsdauer (24 h nach Stimulation) nachgewiesen und transponieren von Neurodegeneration bei hohen auftretenden Intensität DCS (Abbildung 4; aus Referenz17übernommen). Mikroglia-Aktivierung, beurteilt durch morphologische Veränderung kam zunächst am 31.8 A/m ² (Abb. 4), während die ersten Anzeichen der Neurodegeneration bei 47,8 erkannten A/m ². In diesen Experimenten beeinflusst die Narkose deutlich das Ausmaß der Reaktion auf DCS da lag der Anteil der Gehirnscheiben mit Fluorojade C (FJC) positive degenerierenden Neuronen im alert Ratten bei 47,8 A/m ² (Abbildung 4A). Als Schwelle für ≥ 24 h dauerhaften Mikroglia-Aktivierung ist in der Nähe der Läsion Schwellenwerts ist, aber deutlich oberhalb der Intensitäten, die physiologische Kunststoff und kognitive Prozesse im Menschen zu fördern, solche Aktivierung eher auf eine pre-lesional Entzündung durch DCS induziert. Daher sind Verhaltensstörungen oder molekularen Effekte von DCS bei diesen hohen Intensitäten voraussichtlich mechanistisch unterschiedlich sein im Vergleich zu niedriger Intensität Effekte (siehe das Schema fasst Effekte und Intensitäten tDCS Experimente in Abbildung 5).

Figure 1
Abbildung 1: Zubehör für Chirurgie und technische Regelung der tES-Buchse und Elektrode Kappe Einheit (A) 1. Wattestäbchen, 2. Desinfektionsmittel, 3. stereotaktische Rahmen, 4. Lötkolben, 5. Schmerzmittel (z.B.Carprofen), 6. & 7. Anästhetika (z. B. Xylazin & Ketamin), 8. Spritze, 9. Clipper, 10. Ohr Puncher, 11. Augensalbe (z.B.Bepanthene), 12. bleifreies Lötzinn, 13. Zweikomponenten-dental Acryl Zement (DAC), 14. Jod, 15. 3 % H2O2, 16. 0,9 % Kochsalzlösung, 17. synthetische geflochtene nicht resorbierbaren Naht (z.B.Fadenstarke 4-0), 18. Bohrer, 19. Cyanoacrylic Kleber, 20. Bulldog Klemmen 21. homöostatische Zange, 22. gebogen, gezackten Spitze Pinzette, 23. geraden, scharfen Spitze Pinzette, 24. gerade, Gewebe-Zange, 25. zahnmedizinische Spatel, 26. Skalpell, 27. Schere, 28. Handbohrer, 29. Schraubendreher, 30. motorbetriebene Bohrer, 31. Buchsen, 32. tES Socket, 33. quadratische Platin-Elektrode befestigt, Kabel löten Gelenk mit Histoacrylic Leim, 34 abgedeckt. Kunststoffschrauben. (B) tES Socket (rot) zur Befestigung an der Nager Schädel mit einem Innendurchmesser von 4 mm; Elektrodeneinheit (grau) entsteht durch einen Drehverschluss und einen inneren Stempel mit Mittelloch lässt Raum für das Kabel von der Ag/Cl Scheibe Elektrode, die an der Unterseite des Stempels geklebt wird. Dies ermöglicht eine maximale Stabilität des Aufbaus und Vermeidung von Drahtbrüche am sensiblen Draht-Elektrode-Anschlusspunkt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 2
Abbildung 2: Ratten mit tES Aufbau ausgestattet. Die Ratte auf der linken Seite verfügt über ein extern festen Gegenelektrode auf die rasierte Brust. Die Kohlenstoffelektrode Kautschuk ist an der Unterseite der Weste genäht. Die Ratte auf der rechten Seite hat eine implantierte Brust-Elektrode mit dem Kabel am Kopf getunnelt. Die Buchse am Kabel (kaudalen) befestigt ist innerhalb der zahnärztlichen Acryl Zement gebaut, hinter der Steckdose für die tES-Elektrode (rostral) fixiert. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 3
Abbildung 3: Modellierung der Stromverteilung in zwei verschiedenen Nagetier tES Montagen. Finite Elemente Modelle Vorhersagen des Gehirn Stromfluss in beiden Ratte-Modellen mit Epicranial tDCS Montagen, mit Erlaubnis1geändert. Mit diesen Modellen war die vorhergesagten Schwellenwert Gehirn Stromdichte induzieren kortikale Läsionen 17,0 A/m ² für die Montage von Fritsch, Et Al. verwendet 8 (A) und 6,3 A/m ² für die Montage von Rohan, Et Al. 21 (B) elektrische Felder von 61 und 23 V/m, bzw. entspricht. Beachten Sie die Unterschiede in den aktuellen Strömungsverlauf der zwei verschiedenen Montagen. (A) wird eine höhere Stromdichte für einen kürzeren Zeitraum angewendet, was zu einer geringeren Ladungsdichte als (B). Vor allem kann die Platzierung der Gegenelektrode (Hals vs. Brust) zusätzliche auf der daraus resultierenden Stromfluss Gehirn auswirken. Daher für die Auslegung von Nagetier Daten ist die Angabe der Elektrodengröße, aktuelle Platzierung (beide Elektroden), angewendet und Stimulation Dauer erforderlich. Beachten Sie, dass der tatsächliche Strom innerhalb der Rattengehirn nur geschätzt werden kann, mithilfe dieser Rechenmodelle. Farbskala zeigt Stromdichte von Null bis 11,6 A/m ² und höher. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 4
Abbildung 4: Dosis Responseeffekte von DCS auf Mikroglia-Aktivierung und Neurodegeneration bei Gehirnscheiben nach verschiedenen Dosierungen von anodal tDCS Primärbewegungsrinde zugewiesen erhalten. Die Figur ist aus17 fasst die Immunohistologische Ergebnisse einer Dosis-Wirkungs-tDCS Studie geändert. (A) Beziehung zwischenmorphologisch aktivierte Mikroglia durch Anti-CD11b/c Färbung (Bewertung siehe unten) bewertet und Neurodegeneration von FJC Positivität offenbart. Kortikalen motorischen Gehirnscheiben Ratte wurden durch eine verblindete Ermittler entweder als Anti-CD11b/c und FJC Färbung negativ, als Anti-CD11b/c positiv nur (Entdeckung der Aktivierung morphologisch bestimmt) oder als Anti-CD11b/c und FJC positiv bewertet. Beachten Sie, dass Mikroglia-Aktivierung auftreten der Neurodegeneration vorangestellt. (B) repräsentative koronalen Abschnitte des linken motor kortikalen Gehirnscheiben (am oder in der Nähe von +1,56 mm von der Bregma) von Ratten ausgesetzt zu verschiedenen Intensitäten von anodal tDCS auf den primären motorischen Kortex angewendet. Bei anästhesierten Ratten traten keine Anzeichen für Neurodegeneration bei 31,8 A/m ², während ein paar degenerierende Neuronen waren ebenfalls anwesend 47,8 A/m ² und neuronalen Schäden mit zunehmender Dosis weiter erhöht. Der Hinweis, anodal DCS auf 47,8 A/m ² in alert Ratten stieg der Anteil der Scheiben mit neurodegenerativen Erkrankungen. Maßstab für alle Bereiche: 500 µm. Vergrößerung Einlass Maßstab für alle Abschnitte: 20 µm. (C) histologische Beispielbilder der Bewertung der Mikroglia-Aktivierung in Anti-CD11b/c Immunohistochemistry, von 0 (nicht aktiviert) bis 4 (stark aktiviert ), 1-4 als "positiv" bewertet wurden. Skalieren von Balken = 50 µm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 5
Abbildung 5: Schema veranschaulicht die Beziehung der derzeit verwendeten Nagetier tDCS Stromdichten im Vergleich zu den menschlichen Anwendung: Schwellenwerte für Entzündungen, Neurodegeneration und Modulation der physiologischen Prozesse bei Stimulation Laufzeiten von bis zu 30 min. Die derzeit verwendeten Nagetier DCS Stromdichten reichen von 1,3 bis 143 A/m ² mit der Mehrheit der Studien mit mehr als 20 A/m ², während die Stromdichten in der Mehrzahl der Studien am Menschen zwischen 0,3 und 0,8 A/m ²1,14 sind. Menschlichen Stimulationsparameter sind mindestens eine Größenordnung unter dem Schwellenwert für Neurodegeneration1. Schwelle für Neurodegeneration liegt deutlich unter Narkose, wenn kortikale Erregbarkeit unterdrückte17ist. Dauerhafte Mikroglia-Aktivierung beginnt unter, aber nahe der Intensitäten induzierende neuronale Schäden17. Untersuchung der modulierende Effekte von DCS auf physiologische zerebrale Prozesse bei höheren Intensitäten unterhalb der Läsion sind wahrscheinlich anders als Thesen gesehen bei sehr niedrigen Intensitäten (vergleichbar mit der Verwendung beim Menschen). Die genaue Übersetzung von Stimulationsparameter zwischen den Arten wird derzeit untersucht. Schätzungen werden durch passive Faktoren wie Größe und Anatomie (Furchen und Windungen), sondern auch durch mögliche unterschiedliche Empfindlichkeiten auf elektrische Felder von Neuronen, Glia und Netzwerken über Artgrenzen behindert (es ist nicht bekannt, ob die gleichen Stromfluss zum selben führen würde physiologische Wirkung). Deshalb testet das informativste Studiendesign tES Effekte in einer Dosis Reaktion Weise, einschließlich der sehr niedrigen Stromstärken. Das Programm basiert auf Daten von7,12,16,18,19,20,21,22, 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31 (maximale Stimulation Dauer von 30 min pro Sitzung, sind Daten aus Tiermodellen Krankheit ausgeschlossen). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

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Discussion

Dieses Protokoll beschreibt typische Materialien und Verfahrensschritte für chirurgische Realisierung einer ständigen tES Aufstellung sowie für die anschließende Stimulation in alert Nagetiere. Während der Vorbereitung ein Nagetier, tES experimentieren, mehrere methodische Aspekte (Sicherheit und Verträglichkeit des tES, Ergebnis-Parameter) sowie konzeptionelle Aspekte (Vergleichbarkeit mit der conditio humana, erwartete Effekte der Stimulation auf ein bestimmtes Gehirn Region) müssen berücksichtigt werden. Aus methodischer Sicht ist die chirurgische Einrichtung der kranialen tES Steckdose mit implantierten Brust Gegenelektrode für Längsschnittstudien vorteilhaft, da es für den Einsatz in Alarm, frei beweglichen Nagetiere erlaubt. Gewöhnung der Nager, die Kabelverbindungen und die dauerhafte Einstellung ist notwendig, aber danach es tES auch in Kombination mit Verhaltensstörungen Aufgaben ermöglicht. Darüber hinaus ist die Beschwerden des Nagers während der Stimulation wahrscheinlich niedriger mit diesem Set-up im Vergleich zum Tragen einer Gegenelektrode in eine Weste genäht, da Bewegungen im ehemaligen Fall und Gewebe Kontakt der implantierten Elektrode während nicht eingeschränkt sind Stimulation ist gewährleistet.

Der vorgestellten tES Aufbau wurde für Experimente, die bis zu 3 Monate, ohne Elektrode Kabel Diskontinuität, materielle Instabilität oder Infektion verwendet. Es ist daher wahrscheinlich, dass der Aufbau auch für Experimente, die länger als diese Zeit geeignet ist.

Dieser Epicranial Stimulation Montage verhindert übermäßige rangieren über dermalen Strukturen, die wahrscheinlich in größerem Umfang bei Nagern gegeben, das Verhältnis der Elektrode an Körpergröße auftritt (siehe Abbildung 3 und Referenz1). Die implantierten Set-up für Epicranial Stimulation bei Nagetieren ermöglicht hohe Praktikabilität für Experimente in der frei beweglichen Tieren, eine klare Definition der Elektrodenpositionen und Zuverlässigkeit der aktuellen Lieferung. Während diese Faktoren wesentliche Vorteile für die Standardisierung von Experimenten darstellen, sollte die Diskrepanz auf transdermale Stimulation bei Menschen oder Nagetiere (z. B. Referenzen32,33) im Auge behalten. Für die Übersetzung der Ergebnisse ist jedoch die tatsächliche Höhe der aktuellen erreichen das Gehirn (Gehirn Stromdichte), unabhängig von den Durchgang durch verschiedene Gewebe von großer Bedeutung-34. Platzierung der Gegenelektrode bestimmt in der Regel die Ausrichtung und Verteilung der aktuellen Strömung1. Somit kann für Polarisation von Neuronen, eine Platzierung der Gegenelektrode auf der Brust (dorsoventral Richtung des Stromflusses) effektiver sein im Vergleich zur Platzierung in den Hals (Rostrocaudal Richtung des Stromflusses).

Studien zu die zugrunde liegenden Mechanismen der tES oder seine Wirkung auf das Verhalten sollte, wenn möglich bei Alarm Nagetieren durchgeführt werden, da Anästhesie deutlich interagiert (Patho)-physiologische Prozesse einschließlich neuronaler Aktivität35 ,36 und Plastizität36,37, und kann zu unterdrücken oder tES Wirksamkeit17(und unsere unveröffentlichten Beobachtungen) verändern oder Schaden1,17. Umgekehrt, lassen bei anästhesierten Nagetieren erzielten Ergebnisse kein direkter Rückschluss auf die Warnungsbedingung potenziell behindern vorwärts Übersetzung, beim Menschen zu erforschen. Ein Beispiel für die Unterschiede der tDCS auf den motorischen Kortex bei anästhesierten Ratten und alert Ratten angewendet wird im Abschnitt repräsentative Ergebnisse angezeigt. tDCS angewendet bei gleich hohen Stromdichten induziert eine höhere Rate der Mikroglia-Aktivierung und Neurodegeneration bei Alarm Ratten im Vergleich zu betäubten Ratten17. Während diese Ergebnisse Teil einer Dosis-Wirkungs-Experiment sind kam in welche tDCS Auswirkungen auf Mikroglia und Neurodegeneration bei hohen Intensitäten (nicht empfohlen für den Einsatz in mechanistischen oder Verhaltensstörungen Studien), ist es verlockend, die aktuellen niedrigen tDCS spekulieren dichten, würde die gleiche Umleitung von Ergebnissen abhängig von der Wachheit des Nagers auftreten.

Schließlich ist ein weiterer Vorteil des angegebenen Protokolls die Reduzierung von Fehlerquellen. Fehlersuchstrategien und kritischen Schritte wurden im Protokoll hervorgehoben. Dazu gehören die Wahl der geeigneten Stromdichte, für die insbesondere die Forschung Zweck (wie oben erwähnt), die Notwendigkeit der Vorbereitung der tES Elektroden vor jeder Stimulation, und das gründlich und wiederholt Check für zuverlässige Leitwert. Im Hinblick auf Elektrode Zubereitung ist Chlorierung der Elektrode vor cathodal Stimulation (d.h. Kathode über der kortikalen Zielgebiet) absolut entscheidend, denn Erschöpfung der Chlorierung während der Stimulation zu toxischen Ablagerungen von führt elektrochemische Reaktionen und Sekundär Gewebe schädigen. Nach unserer Erfahrung tritt Erschöpfung der Chlorierung nicht innerhalb der ersten 20 Minuten der Stimulation. Vielmehr muss vor wiederholte anodal Stimulation Ag/Cl Ablagerung an der Anode entfernt werden, um Abbruch der Stimulation zu vermeiden. Leitwert ist ein kritischer Punkt, die nicht nur die Elektrode Vorbereitung sondern auch die praktische Anregung Sitzung das Nagetier, sowie die Qualität der chirurgischen Implantation der tES Steckdose bezieht. Schließung der tES-Buchse auf die umliegenden Schädel und Gewebebereich sollte während der chirurgischen Eingriffen zur richtigen Einschätzung der Stromdichte sichergestellt werden. Rangieren auf benachbartes Gewebe führt zu Überschätzung des Stromes angewendet an das Gehirn einerseits und physiologischen Ergebnisse basierend auf Verzerrung des die aktuelle Flussrichtung verändern kann. Auf der anderen Seite, Reduzierung der Stimulation Fläche — entweder durch Ag/Cl Ablagerung (siehe oben) oder durch Abdeckung des Bereichs Stimulation während tES Sockel Implantation (z. B. durch Acrylkleber Zement- oder Histoacrylic) – führen zu Unterschätzung der angewendeten Stromdichte und Stimulation über einen reduzierten Bereich kann einfach durch ungewollt hohe Stromdichten zu Gewebeschäden führen. Zu guter Letzt muss das Leitmedium, z. B. Kochsalzlösung Bereich Stimulation ermöglicht kontinuierliche Stimulation optimal verteilt werden. Während ein laufendes Experiment, veränderte Leitfähigkeit kann sichtbar wie folgt: unerwartetes Verhalten der Nager (Anzeichen von Stress, Variable Leistung auf eine bestimmte Aufgabe), Schwankungen der aktuellen Lieferung auf ein Ampere-Meter der elektrischen angezeigt Schaltung, oder vollständiger Verlust der Stimulation Kontinuität. In diesem Fall die Elektroden von Ablagerungen gereinigt werden und Bereich Stimulation sollte für jeden möglichen Rückstand wieder überprüft werden. Kabelverbindungen, Platzierung der tES-Elektrode in die entsprechende Buchse und das Leitmedium sollten überprüft und ausgetauscht, wenn dysfunktionalen erscheinen. TES Lieferung unvereinbar war, müssen die gewonnenen Daten (z. B. Verhalten, Histologie) dieser bestimmten Sitzung von der Analyse ausgeschlossen werden.

Die Schwelle für Neurodegeneration bestimmt in alert Ratten (unveröffentlichten Daten) von cathodal und anodal Sessions sicher und gut in alert Nagetiere, toleriert werden bei der Verwendung von bis zu 20 min Dauerstimulation bei Intensitäten unterhalb 31,8 A/m ² (entspricht 0,4 mA mit 4 mm Durchmesser transkranielle Elektrode), und bei Einhaltung der in diesem Protokoll aufgeführten Empfehlungen. Jedoch die Wahl niedrigerer Intensitäten näher an die menschliche Stimulationsparameter (0,3-1,6 A/m ²) oder vorzugsweise Dosis ResponSe Experimente werden empfohlen, den informativen Charakter der erhaltenen Daten zu maximieren und vorwärts Übersetzung der Ergebnisse zur Verwendung beim Menschen zu erleichtern.

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Disclosures

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Acknowledgments

Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG RE 2740/3-1) unterstützt. Wir danken Frank Huethe und Thomas Günther für die Eigenproduktion von maßgeschneiderten tES auf- und DC-Stimulator.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Softasept N B. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Deutschland		 3887138 antiseptic agent
Ethanol 70 % Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland T913.1
arched tip forceps FST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland 11071-10
Iris Forceps, 10cm, Straight, Serrated World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 15914
Scalpel Handle #3, 13cm World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 500236
Standard Scalpel Blade #10 World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 500239
Zelletten cellulose swabs Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland 13349 5 x 4 cm 
Isoflurane AbbVie Deutschland GmbH & Co N01AB06
Iris Scissors, 11.5cm, Straight World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 501758 small scissors
cotton swab/cotton buds Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland EH12.1 Rotilabo
Kelly Hemostatic Forceps, 14cm, Straight World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA 501241 surgical clamp
electrode plate (platinum) custom made Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland 10x6 mm, 0.15 mm thickness
insulated copper strands (~1 mm diameter) Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Sande, Germany LITZE BL electrode cable
Weller EC 2002 M soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany EC2002M1D
Iso-Core EL 0,5 mm FELDER GMBH Löttechnik, Oberhausen, Deutschland 20970510 lead free solder
MERSILENE Polyester Fiber Suture Johnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany R871H nonabsorbable braided suture, 4-0
Histoacryl B. Braun Melsungen AG,
Melsungen, Deutschland		 9381104 cyanoacrylate
Ketamin 10% Medistar GmbH, Germany n/a anesthetics
Rompun 2% (Xylazine) Bayer GmbH, Germany n/a anesthetics

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Fritsch, B., Gellner, A. K., Reis, J. Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents. J. Vis. Exp. (129), e56242, doi:10.3791/56242 (2017).

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