Summary
Un protocole est décrit pour la synthèse manuelle des oligo-peptoids suivie par le séquençage par spectrométrie de masse.
Abstract
Peptoids sont contrôlées par séquence des oligomères de peptide-imitant constitués d’unités de glycine N-alkylés. Parmi les nombreuses applications potentielles, peptoids ont été considérés comme un type de stockage de l’information moléculaire. Analyse par spectrométrie de masse a été considéré la méthode de choix pour les peptoids de séquençage. Peptoids peut être synthétisé par l’intermédiaire de la chimie en phase solide à l’aide d’un cycle répétitif de réaction en deux étapes. Nous présentons ici une méthode pour synthétiser manuellement oligo-peptoids et d’analyser la séquence de la peptoids à l’aide de techniques de spectrométrie de masse (MS/MS) en tandem. L’exemple peptoid est un nonamer composé d’une alternance de N-(2-methyloxyethyl) glycine (Nme) et N-(2-phényléthyle) glycine (Npe), ainsi qu’une glycine N-(2-aminoéthyl) (Nae) à l’extrémité N-terminale. La formule de la séquence de la peptoid est Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, Ac désignant le groupe acétyle. La synthèse se déroule dans un réacteur de phase solide disponible dans le commerce. La résine d’amide de patinoire est utilisée comme le support solide pour produire la peptoid avec un groupe amide à l’extrémité C-terminale. Le produit de peptoid qui en résulte est soumis à l’analyse de la séquence à l’aide d’un spectromètre de masse quadripolaire triple couplé à une source d’ionisation par électronébulisation. La mesure de la SM/SM produit une gamme d’ions fragments résultant de la dissociation des peptoid chargée. Les ions fragments sont triées selon les valeurs de leur rapport masse sur charge (m/z). Les valeurs de m/z des ions fragments sont comparées les masses nominales des ions fragments prédites théoriquement, selon le schéma de fragmentation peptoid. L’analyse génère un modèle de fragmentation de la peptoid chargée. Le patron de fragmentation est corrélé à la séquence de monomère de la peptoid neutre. À cet égard, l’analyse MS lit les informations de séquence de la peptoids.
Introduction
Peptoids sont une classe de polymères séquence contrôlée avec des structures de base imitant la structure des peptides. Peptoids peut être synthétisé de diverses amines, qui permet peptoids d’exposer des propriétés hautement accordables1,2. Peptoids ont servi de modèles moléculaires pour la recherche biophysique, considérés comme agents thérapeutiques et conçu en tant que ligands pour protéines3,4,5,6. Peptoids ont été élaborés dans une variété de composés biologiquement actifs, tels que les matériaux antisalissure et anticorps-mimétique, agents antimicrobiens et enzyme inhibiteurs7,8,9. Avec un caractère très ordonné et accordable, peptoids ont aussi été considérés comme un type de stockage d’information moléculaire10. La découverte de ces appels de diverses applications pour le développement de méthodes d’analyse efficaces pour caractériser la séquence et la structure des peptoids. Techniques basées sur la spectrométrie en tandem mass ont montré prometteur comme la méthode de choix pour analyser les propriétés de la séquence de polymères séquence-contrôlée, notamment peptoids11,12,13, 14,15. Cependant, corrélant les patrons de fragmentation peptoid ion résultant des études systématiques des études de spectrométrie de masse et l’information structurale de peptoids sont très limitées.
Peptoids peuvent être facilement synthétisés en utilisant une méthode de la phase solide. La méthode bien développée implique une itération de l’un en deux étapes monomère addition cycle16,17. Dans chaque cycle d’addition, une amine résine liée est acétylée par un acides haloacétiques (généralement l’acide bromoacétique, BMA), et elle est suivie d’une réaction de déplacement avec une amine primaire. Bien que la synthèse automatique des protocoles ont été appliqués systématiquement pour la synthèse de peptoid, les peptoids peuvent être synthétisés manuellement avec d’excellents rendements dans une norme chimie laboratoire16,18,19, 20.
Notre laboratoire a adopté la méthode de synthèse de peptoid manuel et simplifié les appareils utilisés dans les méthodes existantes. Nous avons précédemment étudié les patrons de fragmentation d’une série de peptoids à l’aide de MS/MS techniques21,22,23. Nos résultats montrent que peptoids produire fragmentations caractéristiques lorsqu’elles sont soumises à la dissociation induite par collision (CID)21,23 ou capture d’électrons expériences22 dissociation (DPE). Dans cet article, nous démontrons comment oligo-peptoids peut être synthétisée dans un laboratoire de chimie standard, comment réaliser les expériences de CID à l’aide d’un spectromètre de masse quadripolaire triple et analyser les données spectrales. La peptoid à être synthétisé et caractérisé est un nonamer avec l’acétylation N-terminal et C-terminal amidation, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. La structure de la peptoid est illustrée à la Figure 1.
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Protocol
1. synthèse de la Peptoid
NOTE : La synthèse commence avec l’activation de la résine par un gonflement de la résine et en supprimant le groupe protecteur. Elle est suivie par la chaîne de peptoid sur la résine par le biais de répétition monomère addition cycles de plus en plus. Le premier monomère couplé à la résine est le résidu C-terminal. Le peptoid est allongé de l’extrémité C-terminale à l’extrémité N-terminale. Une fois la séquence peptoid désiré est atteint, la résine est clivée au large et le produit peptoid est épuré.
- Préparation des réactifs
Remarque : Les réactifs liquides sont mesurées à l’aide d’une micropipette et les réactifs solides sont mesurés à l’aide d’une balance analytique.- Mélanger 6,2 mL de N, N'-diisopropylcarbodiimide (DIC) et 43,8 mL de N, N-diméthylformamide (DMF) pour préparer un 0,8 M de solution DIC/DMF.
- Dissoudre le 5,56 g de BMA dans 50,0 mL de DMF pour préparer une solution de M BMA/DMF 0,8.
- Mélanger 2 mL de pipéridine (Pip) et 8 mL de DMF pour atteindre 20 % solution de Pip/DMF.
- Dissoudre 1,9 mL de Npe dans 13,1 mL de DMF pour atteindre 1,0 M Npe/DMF.
- Dissoudre 1,3 mL de Nme dans 13,7 mL DMF pour atteindre 1,0 M Nme/DMF.
- Dissoudre 0,32 mL de Nae dans 2 mL de DMF pour atteindre 1,0 M Nae/DMF.
ATTENTION : La plupart des produits chimiques utilisés dans la synthèse est dangereuse. L’acide trifluoroacétique (TFA), DIC, Pip et BMA sont dangereux pour la peau, les yeux et les voies respiratoires. DMF et le dichlorométhane (DCM) sont des cancérogènes présumés. Toutes les réactions doivent être effectuées sous une hotte et des équipements de protection individuelle approprié doivent être utilisé. Veuillez consulter la fiche signalétique (FS) de tous les produits chimiques utilisés dans la synthèse.
- Activation de la résine
- Mesurer 84 mg de résine d’amide Rink (résine, 0,047 mmol, chargement 0.56 mmol/g) et ajoutez-le à un navire de réaction en phase solide en polypropylène de 10 mL. Introduire le piston dans le navire.
- Ajouter 2 mL de DMF dans la cuve de réaction et le cap du navire avec un bouchon de pression. Placer le récipient sur un shaker et agiter le navire à la température ambiante sous l’angle du mouvement d’environ 12 degrés et 385 oscillations/min pendant 30 min. vidange la solution vers un conteneur à déchets en enlevant le bouchon et en poussant le piston de la cuve de réaction.
- Ajouter 2 mL de solution de Pip/DMF de 20 % pour le navire et le cap du navire. Il agiter sur l’agitateur pendant 2 min et égoutter la solution à la poubelle.
- Ajouter 2 mL de solution de Pip/DMF de 20 % au bateau, cap du navire et il agitation à température ambiante pendant 12 min. Retirer le bouchon et vidanger la solution à la poubelle.
- Laver la résine en ajoutant 1 mL de DMF, couvrant le navire et agiter le bateau pendant 1 min. Retirer le bouchon et videz la solution en poussant le piston. Laver la résine avec DMF pour 4 fois supplémentaires.
- Ajout de monomère et acétylation N-terminal
NOTE : Chaque monomère addition cycle implique de déplacement, de bromoacetylation et de deux étapes.- Effectuer le premier cycle d’addition de monomère pour former Nme-résine.
- Effectuer une réaction bromoacetylation. Mélanger 1 mL de solution de M BMA/DMF 0,8 et 1 mL de 0,8 M DIC/DMF solution dans un bécher. Transférer le mélange dans une cuve de réaction contenant de la résine et le cap du navire. Placer le récipient sur le shaker et agiter il à température ambiante pendant 20 min. Retirez le capuchon et vidanger la solution à la poubelle.
- Laver la résine en ajoutant 1 mL de DMF, couvrant le navire, il i ' agitation pendant 1 min et vidanger la solution en poussant le piston. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DCM, agitant le navire pendant 1 min et drainage de la solution. Laver la résine avec du DCM une fois de plus et puis le laver deux fois avec DMF.
- Effectuer une réaction de déplacement. Ajouter 1 mL de solution de 1,0 M Nme/DMF, cap du navire, agiter le navire à température ambiante pendant 60 min. Retirer le bouchon et videz la solution en poussant le piston.
- Laver la résine en ajoutant 1 mL de DMF, agitant le navire pendant 1 min et vidanger la solution en poussant le piston. Laver la résine en dessinant dans 1 mL de dichlorométhane, agitant pendant 1 min et drainage de la solution. Laver le DCM une fois de plus, lavé avec DMF, deux fois.
- Répétitivité des cycles de monomère ajout d’étapes 1.3.2 à 1.3.5 pour former Nae-(Npe-Nme)4-résine. Quand on répète l’étape de la réaction de déplacement (1.3.4), utilisez une solution d’amine spécifique selon la séquence peptoid.
Remarque : La chaîne peptoid est allongée de l’extrémité C-terminale à l’extrémité N-terminale avec le résidu C-terminal lié à la résine. - Effectuer l’acétylation N-terminal pour former Ac-Nae-(Npe-Nme)4-résine.
- Anhydride acétique Mix 92 µL du, 43,5 µL de N, N-diisopropyléthylamine (DIPEA) et 2 mL de DMF dans un bécher de faire environ 2 mL d’acétylation cocktail.
- Ajouter 2 mL d’acétylation cocktail au navire contenant de la résine, cap du navire et il agitation à température ambiante pour 60 min. Retirez le bouchon et videz la solution en poussant le piston.
- Laver la résine en ajoutant 1 mL de DMF, agitant le navire pendant 1 min et vidanger la solution en poussant le piston. Laver la résine en ajoutant 1 mL de DCM, agitant le navire pendant 1 min et drainage de la solution. Répéter le lavage de la résine avec du DCM une fois de plus, puis laver avec deux fois plus de DMF.
- Laver la résine en ajoutant 1 mL de DCM, agitant le navire pendant 1 min et vidanger la solution en poussant le piston. Répéter le lavage avec du DCM deux fois. Enlever le bouchon et laissez la résine sécher à l’air dans le réacteur pendant 10 min.
- Clivage et purification
- Mélanger 3,8 mL de TFA, 100 µL de triisopropylsilane (conseils) et 100 µL de qualité HPLC H2O dans un bécher de faire 4 mL de clivage cocktail.
- Ajouter 4 mL de fraîchement clivage cocktail au navire contenant de la résine, cap du navire et il agitation à température ambiante pendant 2 h.
- Enlever le bouchon et recueillir la solution de filtrat dans un tube à centrifuger en polypropylène 50 mL. Ajouter 1 mL d’AGT dans le navire, couronner et agiter pendant 1 min. recueillir la filtrat de solution dans le même tube à centrifuger.
- Évaporer TFA en soufflant dans un courant d’azote gazeux doucement jusqu'à ce qu’environ 1 mL solution visqueuse est laissée.
- Ajouter 15 mL d’éther diéthylique pour le reste de la solution, boucher le tube à centrifuger et il incuber dans un congélateur à-20 ° C pendant 2 h pour la nuit. Le peptoid brut précipite comme solide blanc.
- Granule le solide à l’aide d’une centrifugeuse à 4 427 x g pendant 10 min. Retirer le bouchon du tube à centrifuger et décanter l’éther dans un bécher avec soin sans perdre le solide.
ATTENTION : l’éther est un solvant organique inflammable. S’il vous plaît utiliser une centrifugeuse sécuritaire de l’éther diéthylique. - Lavage du solide en ajoutant 10 mL de diéthyléther glacée dans la centrifugeuse tube contenant le solide, bouchage du tube et en le plaçant dans la centrifugeuse. Effectuer centrifugation à 4 427 x g pendant 10 min. Retirez la centrifugeuse tube de la centrifugeuse et décanter l’éther dans un bécher avec soin sans perdre le solide.
- Sécher le solide en soufflant doucement dans un courant d’azote gazeux.
- Ajouter 10 mL de qualité HPLC H2O à dissoudre le solide séché. Passer la solution à travers un filtre de seringue en nylon avec la taille des pores de 0,45 µm et recueillir le filtrat dans un tube à centrifuger en polypropylène préalablement pondérée 50 mL.
- Coquille gel la solution en plaçant et en tournant la centrifugeuse de tube contenant la solution de peptoid dans un gobelet en polystyrène expansé 1/3 12 onces, superposés remplie d’azote liquide. Lyophiliser la solution congelée pendant la nuit pour produire des solide peptoid.
- Répéter la lyophilisation une fois de plus en dissoudre le solide peptoid dans 10 mL de qualité HPLC H2O, shell congélation dans l’azote liquide et déposer toute la nuit. La peptoid qui en résulte est suffisamment pure pour le séquençage par spectrométrie de masse.
2. Mme mesures et analyse des séquences
NOTE : L’expérience de la SM/SM s’effectue dans un spectromètre de masse quadripolaire triple couplé à une source d’ionisation (ESI) électrospray. Collecte de données est contrôlée en utilisant le logiciel d’acquisition de données accompagné de l’instrument. La procédure générale comprend 1) exécutant l’expérience de la spectrométrie de masse d’analyse complète et d’enregistrer le spectre de masse, 2) effectuant la CID MS/MS expérimenter et enregistrer le spectre MS/MS et 3) en comparant les données spectrales MS/MS avec théorique schéma de fragmentation prédit basé sur la caractéristique structurelle de le peptoid.
- Préparation de la solution échantillon
- Peser 1,0 à 2,0 mg peptoid solide dans une fiole de verre de 3 à 5 mL. Ajouter 1 mL de mélange solvant d’acétonitrile et d’eau (ACN/H2O, 1:1, v/v) pour dissoudre le peptoid. Cela donne l’exemple stock de solution avec une concentration d’environ 10-3 M.
- Transférer 20 µL de solution mère dans un tube à centrifuger 1,5 mL et ajouter 1 mL de mélange solvant d’ACN/H2O pour donner une solution de l’échantillon dilué d’environ 10-5 M.
- Enlever toutes les particules insolubles possibles dans la solution de l’échantillon dilué en effectuant la centrifugation à 4 427 x g pendant 3 min. transfert environ 700 µL de la partie supérieure de la solution dans un autre centrifugeuse de 1,5 mL de tube pour faire le peptoid MS solution de travail avec concentration d’environ 10-5 M.
- Ajuster la concentration de la solution de travail MS basée sur l’intensité du signal observé lors des mesures de spectrométrie de masse.
- Un autre moyen pour éliminer les particules insolubles possibles dans la solution de l’échantillon dilué consiste à passer la solution de l’échantillon à travers un filtre de seringue 0,20 µm et recueillir le filtrat dans un tube à centrifuger 1,5 mL pour faire le peptoid MS solution de travail d’environ 10-5 M.
- Enregistrement de spectres de masse
- Exécuter un solvant mixte d’ACN/H2O (1:1, v/v) par l’intermédiaire de la source d’ionisation (ESI) électrospray et mettre en place l’instrument en un ion positif standard, le mode de spectrométrie de masse de balayage complet avec une gamme de rapport masse-à-charge (m/z) de 100-1500.
Remarque :
Paramètres de fonctionnement typiques :
Tension d’aiguille de ESI, 5 kV
Tension capillaire, 40 V
Séchage à la température de gaz (azote), 200 ° C. - Ajouter environ 300 µL de solution de travail peptoid MS (environ 10-5 M) dans un 500 µL ou une seringue de 1 mL et raccorder la seringue à l’entrée ESI à l’aide de tubes de capillaire polyéther éther cétone (PEEK). Placer la seringue sur le pousse-seringue et régler le débit à 10 µL/min à infuser la solution de l’échantillon dans l’entrée de l’ESI.
- La tension de l’aiguille ESI pour activer le processus de l’ESI et puis allumez le détecteur. Définir l’affichage en mode profile et la gamme de m/z de 1 100-500. Affichage d’un profil de spectre de masse affiché dans la fenêtre de profil. Le pic à m/z 1 265 (affiché comme m/z de 1,264.6) correspond à la peptoid de peptoid ion ou protonés.
- Enregistrer le spectre MS pendant 2 min. Dans la fenêtre « méthode », utiliser 2 min comme le « exécution ». Ouvrez la fenêtre d’enregistrement et renseignez un nom de fichier appropriée et commencer à enregistrer le spectre.
Remarque : Le spectre de masse qui en résulte est illustré à la Figure 3. - Optimiser l’intensité du pic à m/z de 1 265. Définir la plage de m/z à 1 150-1 350 et ajuster la tension capillaire tout en regardant le pic d’intensité en mV affichée dans la fenêtre de profil. Par exemple, augmenter la tension capillaire à 50 V ou supérieur et Découvre le changement de l’intensité du pic. L’intensité du pic optimale est d’environ 150-200 mV.
Remarque : Le réglage de la tension capillaire peut changer considérablement l’abondance de certains ions. Augmentation de la tension capillaire peut augmenter l’intensité de l’ion peptoid. Toutefois, une haute tension capillaire peut également induire la dissociation de l’ion de peptoid dans la source d’ions et diminuez l’intensité observée. Réglage de la température de séchage des gaz peut augmenter l’intensité du pic à m/z 1 265, mais il est moins efficace que la régulation de la tension capillaire. Si le pic à m/z 1 265 n’atteint pas l’intensité optimale, ajuster la concentration d’échantillon (ou exemple, doubler la concentration de la solution de travail de MS). - Passer l’appareil en mode MS/MS. La valeur de l’ion précurseur à m/z 1 265 et les MS/MS masse gamme à m/z de 1 100-400. Dans la fenêtre « méthode » utiliser m/z 1 265 comme la « première messe Q1 » et ne renseignez pas la masse de la Q1 « dernier ». Utiliser m/z 100 comme la « Q3 première messe » et m/z 1 400 comme la messe « Q3 dernier. »
Remarque : En mode MS/MS, premier quadripôle lʼappareil (Q1) fonctionne comme un filtre de masse pour isoler l’ion peptoid comme l’ion précurseur, la deuxième unité de quadrupôle (Q2) est une cellule de collision et troisième quadrupolaire lʼappareil (Q3) fonctionne comme un analyseur de masse. - Ensemble, l’énergie de collision à 40 eV et le gaz de collision (argon, en l’occurrence) pression à 1,5 mTorr.
- Affichage d’un profil de spectre de masse affiché dans la fenêtre de profil. Le pic à m/z de 1 265 correspond à l’ion peptoid, et les sommets avec des valeurs plus basses de m/z représentent les fragments de l’ion peptoid.
- Ajuster l’énergie de collision pour optimiser l’affichage du spectre fragmentation. Par exemple, augmenter l’énergie de collision à 45 eV et Découvre le changement du profil du spectre.
Remarque : en général, augmenter l’énergie de collision améliorera l’abondance des ions fragments et réduire l’abondance de l’ion peptoid. Augmentation de la pression de gaz de collision améliorera aussi l’abondance des ions fragments.
ATTENTION : N’augmentent pas la pression du gaz collision au-delà de 2 mTorr. - Enregistrer le spectre MS/MS pendant 2 min. Dans la fenêtre « méthode » utiliser 2 min comme le « exécution ». Ouvrez la fenêtre d’enregistrement et renseignez un nom de fichier appropriée et commencer à enregistrer le spectre.
- Répétez l’enregistrement 1 à 2 fois.
- Exécuter un solvant mixte d’ACN/H2O (1:1, v/v) par l’intermédiaire de la source d’ionisation (ESI) électrospray et mettre en place l’instrument en un ion positif standard, le mode de spectrométrie de masse de balayage complet avec une gamme de rapport masse-à-charge (m/z) de 100-1500.
- Peptoid analyse de la séquence
Remarque : En vertu de la condition de CID, l’ion peptoid fragmenterait aux liaisons amide le long de la dorsale peptoid afin de produire une série de fragments de N-terminal appelé B-ions et une série de fragments C-terminal appelé Y-ions- Faire ressortir la structure chimique de la peptoid acétylé en plaçant l’extrémité N-terminale sur le côté gauche et l’extrémité C-terminale du côté droit et de tracer une ligne pointillée à chaque liaison amide pour générer un schéma de fragmentation, comme illustré à la Figure 2 a. Dessiner un proton avec un cercle en pointillés pour indiquer le porteur de charge. À partir du côté gauche de la structure, placer les étiquettes sur les lignes pointillées pour indiquer les fragments de N-terminal B1, B2, B8. À partir de la droite, placer les étiquettes sur les lignes pointillées pour indiquer les fragments C-terminal comme Y1, Y2, Y8.
Remarque : Un logiciel de dessin chimique peut être utilisé pour dessiner la structure peptoid. - Imaginez la fragmentation au niveau de la liaison d’amideth 4 du côté gauche et tracer les structures le fragment N-terminal et le fragment C-terminal avec des accusations formelles appropriées, comme illustré à la Figure 2 b. Placer l’étiquette de B4 sur le fragment N-terminal et placer l’étiquette de Y5 sur le fragment C-terminal. Calculer la valeur m/z B4 en additionnant la masse nominale des éléments dans la structure pour donner une valeur de 580 et m/z 580 sur le fragment N-terminal. Calculer la valeur de m/z de Y5 et m/z 685 sur le fragment C-terminal.
- Calculer les valeurs de m/z pour tous les huit ions de B et tous les huit Y et les assembler dans une table, comme illustré dans le tableau 1.
Remarque : Les valeurs de m/z des fragments peuvent être calculées à l’aide d’un produit chimique, logiciel de dessin. - Ouvrir le spectre MS/MS enregistré de la peptoid en utilisant le logiciel de revue de données accompagné de l’instrument. Définir les préférences d’étiquetage à « Voir la Ion d’étiquettes » et Label seuil à 3 %. Cette opération génère un spectre MS/MS avec les valeurs de m/z étiquetés sur les sommets.
- Exporter la SM/SM des données spectrales comme un fichier texte dans le fichier CSV format et reconstituer le spectre à l’aide de logiciels de traitement de données. Placez les valeurs de m/z sur les sommets. Le spectre MS/MS qui en résulte est illustré à la Figure 4.
Remarque : Certains spectromètres de masse sont équipés de logiciel de traitement de données capable pour générer le spectre MS/MS. Dans ce cas, l’exportation des données spectrales MS/MS n’est pas nécessaire. - Affectez les valeurs de m/z montrés sur le spectre MS/MS à celles indiquées dans le tableau 1 pour identifier les B - et Y-ions correspondants. Par exemple, le pic à m/z 580 est identifié comme le B4-ion et à m/z 685 est identifié comme le Y5-ion. Étiqueter les sommets avec des symboles correspondants B et Y sur le spectre, comme illustré à la Figure 4.
- Faire ressortir la structure chimique de la peptoid acétylé en plaçant l’extrémité N-terminale sur le côté gauche et l’extrémité C-terminale du côté droit et de tracer une ligne pointillée à chaque liaison amide pour générer un schéma de fragmentation, comme illustré à la Figure 2 a. Dessiner un proton avec un cercle en pointillés pour indiquer le porteur de charge. À partir du côté gauche de la structure, placer les étiquettes sur les lignes pointillées pour indiquer les fragments de N-terminal B1, B2, B8. À partir de la droite, placer les étiquettes sur les lignes pointillées pour indiquer les fragments C-terminal comme Y1, Y2, Y8.
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Representative Results
La structure d’un peptoid 9-mer avec l’acétylation N-terminal, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, est illustrée à la Figure 1. Le peptoid a été synthétisé manuellement dans un réacteur en polypropylène fritté via l’approche de la phase solide. Résine d’amide patinoire (0,047 mmol, 84 mg avec chargement 0.56 mmol/g) est utilisé comme le support solide pour produire le peptoid avec une extrémité C-terminale d’amidés. La chaîne peptoid est construite en plusieurs cycles d’addition de monomère. Chaque monomère addition cycle implique le déplacement, les bromoacetylation et les étapes de deux réactions. La bromoacetylation est obtenue en ajoutant une solution BMA 0,8 M et 0,8 M DIC solution et la réaction a 20 min. Le déplacement est obtenu en ajoutant une solution d’amine 1,0 M au produit acétylation et la réaction prend 1 h. N-terminal acétylation a été réalisée en ajoutant une solution cocktail contenant 92 µL d’anhydride acétique, 43,5 µL de DIPEA et 2 mL de DMF. Le peptoid est clivé au large de la résine en ajoutant une solution cocktail contenant 3,8 mL de TFA, 100 µL de conseils et de 100 µL de qualité HPLC H2O, et la réaction prend 2 h. TFA est supprimé dans la hotte en soufflant dans un courant d’azote gazeux jusqu'à environ 1 mL de visqueux solution est laissée. Le produit peptoid est supprimé dans l’éther diéthylique et est isolé par centrifugation, et elle est suivie de deux itérations de lyophilisation. La peptoid qui en résulte est suffisamment pur pour analyse MS/MS.
Le schéma de fragmentation prédite pour le peptoid est illustré à la Figure 2 a, où le proton dans le cercle en pointillés indique le proton « mobile » qui pourrait induire une fragmentation des peptoid pendant l’expérience de CID. Les fragments d’ion peptoid aux liaisons amide le long de l’épine dorsale peptoid, dont les sites de fragmentation sont indiqués par les lignes pointillées. Les fragments de N-terminal sont étiquetés sous forme d’ions de type B et les fragments C-terminal sont étiquetés comme des ions de type Y. Si la fragmentation se produit à toutes les liaisons amide disponible, un total de huit fragments de N-terminal, B1 B8, et un total de huit fragments C-terminal, Y1 Y8, formeraient. Chaque fragment a une valeur correspondante de m/z qui est calculée en additionnant les masses nominales de tous les éléments du fragment. Comme exemple, les structures et les valeurs correspondantes de m/z (masses nominales) du B4-ion et les Y5-ion sont indiquées dans la Figure 2 b. La formule chimique de l’ion de4 B est C31H42N5O6+, et la masse nominale est calculée par l’équation (31 x 12) + (42 x 1) + (5 x 14) + (6 x 16) = 580. B4 étant un ion chargé individuellement, la valeur de m/z serait 580/1 = 580. Dans la Figure 2 b, la structure de la B4-ion est un simplifié (voir section « discussion » pour plus de détails). Les valeurs calculées de m/z (masses nominales) de tous les ions fragments du B1B -8 et du Y1Y -8 sont donnés dans le tableau 1.
L’analyse de masse comprend deux processus. Le premier processus consiste à effectuer l’analyse de spectrométrie de masse d’analyse complète de l’échantillon peptoid. Ce résultat indique si l’échantillon contient une quantité mesurable de la peptoid et la pureté relative de l’échantillon. Le spectre de masse analyse complète de l’ion peptoid est illustré à la Figure 3, où les valeurs de m/z sont arrondies au nombre entier le plus proche. Le pic à m/z 1 265 correspond à la peptoid protonée, et le pic à m/z 1 287 correspond à l’ion sodium adduit de le peptoid. Les deux sommets à m/z 633 et m/z 644 correspondent respectivement aux doublement protoné et mixtes protoné-sodiated peptoids. Ces résultats suggèrent que l’échantillon de peptoid est suffisamment pure pour mener à bien l’analyse MS/MS.
Le deuxième processus de l’analyse de masse est de réaliser l’expérience de MS/MS sur le peptoid protoné à m/z 1 265. Ce processus comprend l’ion précurseur de peptoid de la première unité de quadrupôle, fragmentant l’ion peptoid dans le CID et le tri des ions fragments selon leurs valeurs de m/z par la troisième unité quadrupolaire d’isolement. Le spectre résultant est illustré à la Figure 4, où les valeurs de m/z sont arrondies au nombre entier le plus proche. Le pic à m/z 1 265 correspond à la peptoid protonée. Les autres pics à des valeurs inférieures de m/z correspondent aux ions fragments de l’ion peptoid. Les ions fragments sont assignées comme le B-ion ou l’Y-ion en comparant leurs valeurs de m/z avec ceux prédits (indiqué dans le tableau 1) basé sur le schéma de fragmentation de peptoid (voir Figure 2). Sept Y-ions (Y2 Y8) et sept B-(B1 à B7) sont formés avec les abondances observables. Notez que l’abondance des ions-Y est beaucoup plus élevé que celui de la plupart des B-ions.
Figure 1 : structure chimique de la peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. Le peptoid a été synthétisé manuellement via l’approche de la phase solide. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Schéma de Fragmentation pour le protoné peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. Les fragments d’ion peptoid aux liaisons amide le long de la dorsale de peptoid afin de produire une série de fragments de N-terminal appelé B-ions et une série de fragments C-terminal appelé Y-ions. un) prédit le schéma de fragmentation pour le protoné peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. Les lignes en pointillé indiquent les sites de la fragmentation, les symboles B1 à B8 indique les fragments de N-terminal et les symboles Y1 Y8 indiquent les fragments C-terminal ; b) fragmentation de l’échantillon avec les structures schématiques. Les structures présentent le B4-ion et les Y5-valeurs d’ion à m/z correspondant, respectivement. Les valeurs de m/z sont calculées en additionnant les masses nominales des éléments dans les structures. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Balayage plein spectre de masse de le peptoid Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, où les valeurs de m/z sont arrondies au nombre entier le plus proche. Du pic à m/z 1 265 correspond à l’ion peptoid, [P + H]+, et le pic à m/z 1 287 à ion sodium adduit de la peptoid, [P + Na]+. Les deux sommets à m/z 633 et m/z 644 correspondent aux doublement chargé peptoid, [P + H 2]2 + et [P + H + Na]2 +, respectivement. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Spectre MS/MS de la peptoid protonée Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2 étiquetés avec des fragments assignées. Le pic à m/z 1 265 correspond à la peptoid protonée, [P + H]+, et les sommets avec des valeurs plus basses de m/z correspondent aux ions fragments. Les ions B - et Y-sont assignées en comparant leurs valeurs de m/z avec ceux calculés basé sur le schéma de fragmentation de l’ion peptoid. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
| B-ion | m/z valeur (masse nominale) | Y-ion | m/z valeur (masse nominale) |
| B1 | 143 | An1 | 133 |
| B2 | 304 | Y2 | 294 |
| B3 | 419 | Y3 | 409 |
| B4 | 580 | Y4 | 570 |
| B5 | 695 | Y5 | 685 |
| B6 | 856 | Y6 | 846 |
| B7 | 971 | Y7 | 961 |
| B8 | 1132 | Y8 | 1122 |
Tableau 1 : Valeurs théoriques m/z calculées d’après le schéma de fragmentation prédite de la peptoid protonée Ac-Nae-(Npe-Nme) 4 -NH 2 . Le B-ion et l’Y-ion indiquent les ions fragments correspondants de l’extrémité N-terminale et l’extrémité C-terminale, respectivement. Chaque valeur de m/z (masse nominale) est calculé en additionnant les masses nominales des éléments dans cet ion de fragment.
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Discussion
Un peptoid nonamer, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, a été synthétisé en utilisant le protocole présenté. Les appareils de synthèse implique un navire seringue comme réaction en phase solide en polypropylène et un agitateur mécanique. Les navires de la réaction sont commercialement disponibles et peu coûteux. Un agitateur mécanique est un dispositif commun dans les laboratoires de chimie. Avec l’utilisation d’un réacteur de type seringue, solutions peuvent être aspirées et poussées hors du récipient en déplaçant manuellement le piston. Cette technique permet le monomère réactions de clivage d’addition et de la résine se produire dans un réacteur unique et élimine l’étape de transférer le produit intermédiaire de résine lié dans un autre récipient pour le clivage. Cette technique élimine également le besoin d’un dispositif d’aspiration enlever des solutions de la cuve de réaction. Extraction par ventouse obstétricale est couramment utilisé dans la synthèse de peptoid manuel qui a été démontrée par d’autres chercheurs19,20. Laver soigneusement la résine entre les étapes de la réaction est crucial pour obtenir un produit de haute pureté. Un problème potentiel est l’obstruction de la fritte dans la cuve de réaction après plusieurs cycles d’addition de monomère. Une solution à ce problème est de transférer la résine dans un nouveau réacteur et à poursuivre le processus de synthèse. Cette technique de synthèse fonctionne bien pour les peptoids vers le haut à des résidus de 10-12. Pour peptoids plus de temps, il devient difficile de retirer la cuve de réaction aux solutions en poussant le piston. Dans ce cas, un dispositif d’aspiration peut être utilisé pour supprimer des solutions de la cuve de réaction (le piston devrait être remplacé par un bouchon). Dans le protocole de la synthèse, le produit brut est purifié par précipitation de la peptoid dans l’éther diéthylique. Certains peptoids plus courts et fortement polaires ne peuvent faire précipitée dans l’éther diéthylique. Dans ce cas, le peptoid peut être isolé en dissolvant le brut produit dans 10 % d’acide acétique et de multiples lavages de la solution à l’éther, qui est suivie par lyophilisation. Certains peptoids fortement hydrophobe peut aussi font pas précipitée dans l’éther diéthylique. Dans ce cas, s’évaporer de l’éther et une HPLC en phase inversée permet de purifier le produit peptoid.
Dans cette étude, l’ion peptoid est générée par l’ESI et l’expérience de la SM/SM est réalisée dans un spectromètre de masse quadripolaire-triple. En raison de la capacité d’isolation ion de la première unité de quadrupôle, l’échantillon est directement infusé à la source de l’ESI, qui élimine le besoin pour la chromatographie liquide (LC). Seuls protoné peptoids peut également être facilement générée à l’aide de la technique de laser assistée par matrice (MALDI) de désorption-ionisation. Les expériences de MS/MS peuvent être réalisées utilisant d’autres types de spectromètres de masse ainsi, par exemple un spectromètre à trappe d’ions. Bien que l’abondance relative des ions fragments peut sembler différente si le spectre MS/MS est enregistré à l’aide de différents instruments, les caractéristiques spectrales qualitatives doivent être similaires. En général, l’abondance relative des ions fragments différents est très sensible à des paramètres de l’instrument. Changer l’énergie de collision et la pression de gaz de collision peut altérer significativement l’abondance relative des ions fragments. Par exemple, augmenter l’énergie de collision ou d’augmenter la pression du gaz collision favorisera la fragmentation et par conséquent, l’abondance de l’ion précurseur de peptoid va diminuer et l’abondance des ions fragments augmentera. Cette étude se concentre sur peptoids chargés séparément. La longueur de la peptoids a étudié à l’aide de ce protocole est limitée par la gamme de m/z de la spectrométrie de masse. Pour un spectromètre de masse avec gamme de masses à m/z 2 000, les valeurs de m/z de la peptoids chargée doivent être inférieures à la limite supérieure. Si les peptoids ont un poids moléculaire supérieur à la limite de la spectrométrie de masse, un doublement protoné peptoid peut être utilisé comme l’ion précurseur. Un peptoid doublement chargé aurait une valeur m/z, ce qui représente environ la moitié de celle chargée séparément.
Le peptoid présenté dans cet ouvrage contient un résidu de base avec une amine primaire comme le groupe de chaînes latérales. Le résidu de base sert un site de protonation, qui pourrait d’améliorer l’efficacité de l’ionisation dans la source de l’ESI du spectromètre de masse. Moins peptoids (plus hydrophobes) polaires ont efficacité médiocre d’ionisation dans la source de l’ESI. Dans ce cas, une source d’ionisation chimique à pression atmosphérique (APCI) peut être utilisée pour ioniser le peptoids. Dans les conditions du CID, les ions peptoid fragment principalement sur les liaisons amide pour produire une série de fragments de N-terminal et une série de fragments C-terminal. Si le porteur de charge, le proton, se trouve dans les fragments de N-terminal, le formulaire B-ions. Dans le cas contraire, la forme Y-ions. La figure 2 montre une structure du B4-ion. Il s’agit d’une structure simplifiée, qui permet de calculer la valeur m/z. Les réels B-ions sont probablement formés dans une structure cyclique, comme un anneau de cinq chaînons oxazolone23. Pas tous prédisent ions fragments sont formées dans le spectromètre de masse et observées dans le spectre de masse. L’efficacité de former positivement chargé ions fragments est largement déterminée par la basicité de la phase gazeuse (ou l’affinité protonique) du fragment. Des fragments très basiques ont de fortes chances pour former les ions chargés positivement et être observées dans les spectres de masse. En général, d’observation d’au moins 70 % des ions fragments prédit donne une confiance assez élevée pour prédire la séquence d’un peptoid. Dans la conception de peptoids pour le séquençage par spectrométrie de masse, il est important de placer les résidus avec des groupes de chaînes latérales polaires, par exemple alkoxy, à différents endroits le long de la chaîne de peptoid.
Pour peptoids plus individuellement chargé avec l’acétylation N-terminal, les ions-Y montrent beaucoup plus grande abondance que les ions-B21,23. Comme illustré à la Figure 3, sauf celle du B1-ion, l’intensité des pics correspondant aux ions-B est beaucoup plus faible que ceux des ions-Y. Pour peptoids avec des groupes aminés N-terminaux libres, une plus grande abondance des ions-Y sur B-ions a été observée aussi bien21. Le favorisant des ions-Y suggère que le proton de porteurs de charge préfère à résider dans les fragments C-terminal, qui est due à la plus haute affinité de proton des fragments C-terminal23. En plus de la formation de B - et Y-ions, ions fragments secondaire associée à la perte d’eau ou perte labile chaîne latérale groupe sont souvent observés dans peptoids protoné. Ces ions fragments secondaire souvent apparaissent comme une série de pics de compagnon à côté les pics des ions fragments primaires (surtout Y-ions) et peuvent être identifiées en soustrayant la masse du groupe labile de la chaîne latérale de la masse du primaire correspondante ions fragments.
Ce protocole montre comment synthétiser une oligo-peptoid et analyser la séquence de monomère d’une peptoid à l’aide d’une méthode de spectrométrie de masse tandem manuellement. Ce protocole de synthèse peut être facilement adopté dans une chimie enseignement laboratoire pour former les nouveaux chercheurs dans la synthèse de peptoid. Ce protocole de spectrométrie de masse est un outil efficace, non seulement pour confirmer l’identité de le peptoid, mais aussi pour caractériser les caractéristiques structurelles de la peptoid en ce qui concerne les patrons de fragmentation observée. Les applications futures peuvent impliquer élaborer une carte de corrélation reliant la structure peptoid et le patron de fragmentation par le biais de la synthèse et l’analyse de spectrométrie de masse d’une bibliothèque de diverses peptoids.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs aimeraient remercier M. Michael Connolly et Dr Ronald Zuckermann (The Molecular Foundry, Lawrence Berkeley National Laboratory) de soutien technique dans la synthèse de peptoid. Nous reconnaissons l’appui de la National Science Foundation (CHE-1301505). Toutes les expériences de spectrométrie de masse ont été menées à l’installation de spectrométrie de masse de chimie à l’Université du Pacifique.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ESI-triple quadrupole mass spectrometer, Varian 320L | Agilent Technologies Inc. | The mass spectrometer was acquired from Varian, Inc. | |
| Varian MS workstation, Version 6.9.2, a data acquisition and data review software | Varian Inc. | The software is a part of the Varian 320L package | |
| Burrell Scientific Wrist-action shaker, Model 75 DD | Fisher Scientific International Inc. | 14-400-126 | |
| Hermle Centrifuge, Model Z 206 A | Hermle Labortechnik GmbH | ||
| Solid phase reaction vessel, 10 mL | Torviq | SF-1000 | |
| Pressure caps for reaction vessels | Torviq | PC-SF | |
| Syringe filters, pore size 0.2 μm | Fisher Scientific Inc. | 03-391-3B | |
| Syringe filters, pore size 0.45 μm | Fisher Scientific Inc. | 03-391-3A | |
| Polypropylene centrifuge tuges, 50 mL | VWR International, LLC. | 490001-626 | |
| Polypropylene centrifuge tuges, 15 mL | VWR International, LLC. | 490001-620 | |
| ChemBioDraw, Ultra, Version 12.0 | CambridgeSoft Corporation | CambridgeSoft is now part of PerkinElmer Inc. | |
| Styrofoam cup, 12 Oz | Common Supermarket | ||
| Rink amide resin | Chem-Impex International, Inc. | 10619 | |
| Piperidine | Chem-Impex International, Inc. | 02351 | Highly toxic |
| N, N’-diisopropylcarbodiimide | Chem-Impex International, Inc. | 00110 | Highly toxic |
| Bromoacetic acid | Chem-Impex International, Inc. | 26843 | Highly toxic |
| 2-Phenylethylamine | VWR International, LLC. | EM8.07334.0250 | |
| 2-Methyoxyethylamine | Sigma-Aldrich Co. LLC. | 241067 | |
| N-Boc-ethylenediamine | VWR International, LLC. | AAAL19947-06 | |
| Acetic anhydride | Sigma-Aldrich Co. LLC. | 252845 | |
| N, N-dimethylformamide | VWR International, LLC. | BDH1117-4LG | Further distillation before use |
| N, N-diisopropylethylamine | Chem-Impex International, Inc. | 00141 | |
| Triisopropylsilane | Chem-Impex International, Inc. | 01966 | |
| Trifluoroacetic acid | Chem-Impex International, Inc. | 00289 | Highly toxic |
| Millipore MILLI-Q Academic Water Purification System | Millipore Corporation | ZMQP60001 | For generating HPLC grade water |
| HPLC-grade Water | Produced from Millipore MILLI-Q® Academic Water Purification System | ||
| Methanol | Pharmco-Aaper | 339USP/NF | HPLC grade |
| Acetonitrile | Fisher Scientific International, Inc. | A998-4 | HPLC grade |
| Diethyl ether | VWR International, LLC. | BDH1121-19L | Further distillation before use |
| Dichloromethane | VWR International, LLC. | BDH1113-19L | Further distillation before use |
| Nitrogen gas | Fresno Oxygen/Barnes Supply | NIT 50-C-F | Ultra high purity, 99.9995% |
| Argon gas | Fresno Oxygen/Barnes Supply | ARG 50-C-F | Ultra high purity, 99.9995% |
References
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